JoVE Logo

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

الأسلوب المعروضة هنا تشمل إصابة الأجنة الزرد دقيقة حية مع نبضات الليزر عالية الطاقة وتحليل لاحقة من هذه الإصابات والشفاء مع مرور الوقت. نعرض أيضا كيف وصفت واحدة أو وراثيا يمكن تتبع مجموعات من خلايا عضلات الهيكل العظمي أثناء وبعد ضوء الليزر التي يسببها الضرر.

Abstract

وقد استخدمت أساليب مختلفة في الماوس التجريبية للحث على اصابة في العضلات وذلك بهدف دراسة تجديد العضلات، بما في ذلك الحقن myotoxin (بوبيفاكايين، cardiotoxin أو notexin)، زرع العضلات (إزالة التعصيب-الناجم عن إزالة التوعية التجديد)، وممارسة مكثفة، ولكن أيضا نماذج الفئران ضمور العضلات مثل الماوس MDX (لمراجعة هذه المناهج انظر 1). في الزرد، والنهج الوراثية تشمل المسوخ التي تظهر الظواهر ضمور العضلات (مثل runzel 2 أو sapje 3) ومضاد morpholinos قليل النوكليوتيد التي تمنع التعبير عن الجينات المرتبطة ضمور 4. الى جانب ذلك، النهج الكيميائية من الممكن أيضا، على سبيل المثال مع Galanthamine، وهو مركب كيميائي تثبيط أستيل، مما يؤدي إلى hypercontraction، الأمر الذي يؤدي في نهاية المطاف إلى ضمور العضلات 5. ومع ذلك، والدوائية الجينية النهج زتؤثر enerally جميع العضلات داخل الفرد، في حين أن أكثر سهولة التحكم في مدى الجروح التي أصيب بها جسديا مكانيا وزمانيا 1. الإصابة البدنية المترجمة يسمح بتقييم العضلات المقابل باعتبارها الرقابة الداخلية. في الواقع، كنا مؤخرا بوساطة الليزر التذرية لدراسة الهيكل العظمي خلايا العضلات التجدد في الجنين الزرد بينما مجموعة أخرى ذكرت مؤخرا استخدام ليزر ثنائي الفوتون (822 نانومتر) على الضرر محليا جدا غشاء البلازما من العضلات الفردية الزرد الجنينية الخلايا 7.

هنا، ونحن التقرير وسيلة لاستخدام الليزر micropoint (أندور التكنولوجيا) لإصابة العضلات الهيكلية خلية في الجنين الزرد. الليزر هو ليزر micropoint الطاقة العالية الذي هو مناسبة لاجتثاث الخلايا المستهدفة في طول موجة من 435 نانومتر. توصيل الليزر لمجهر (في الإعداد لدينا، المجهر الضوئي من زايس) في مثل هذه الطريقة التي يمكن أن تستخدم المجهر في نفس الوقت وأو التركيز ضوء الليزر على العينة وتصور لآثار اصابة (brightfield أو مضان). المعلمات من أجل السيطرة على نبضات الليزر الطول الموجي وتشمل، وكثافة، وعدد النبضات.

نظرا لشفافيتها والتطور الجنيني الخارجية، والجنين هو الزرد قابلة للغاية لإصابة الليزر التي يسببها كل من والانتعاش لدراسة لاحقة. بين 1 و 2 أيام بعد الإخصاب، somitic خلايا عضلات الهيكل العظمي الخضوع تدريجيا من النضج الخلفي سابقة لنظرا لتطور somitogenesis من الجذع إلى ذيل 8 و 9. في هذه المراحل، نشل الأجنة تلقائيا وبدء السباحة. تم مؤخرا التعرف على الزرد الفقاريات كائن حي نموذجا هاما لدراسة وترميم الأنسجة، وأنواع عديدة من الأنسجة (القلب، العصبية، الأوعية الدموية وغيرها) يمكن تجديدها بعد الإصابة في الزرد الكبار 10 و 11.

Protocol

1. وضع العلامات خلايا مفردة

حقن الأجنة مرحلة واحدة الخلية مع GFP الترميز البلازميد أو أي بروتين GFP الانصهار تحت سيطرة أحد المروجين β-أكتين. خلال التنمية، وأعرب عن GFP ثم بطريقة الفسيفساء. هنا، استخدمنا المعدلة وراثيا بناء تيراغرام [β-الأكتين: α-actinin-GFP]، الذي يضع انصهار بروتين α-Actinin-GFP تحت سيطرة المروج β-أكتين.

2. الجنين التضمين

  1. جمع الأجنة الزرد والحفاظ في ظل ظروف طبيعية حتى 28 HPF (التدريج وفقا ل12).
  2. Dechorionate الأجنة تحت stereomicroscope مع ملقط (دومون # 5).
  3. إعداد شريحة المجهر مع عصابة الفازلين.
  4. إعداد 1٪ منخفضة ذوبان نقطة الاغاروز / 10٪ tricaine حل مع E3 المتوسطة: يغلي 100 ملغ الاغاروز في حل 10 مل E3 للحصول على السائل ومتجانسة حل الاغاروز؛ قسامة وتخزينهاغير المستخدمة الاغاروز حل في -20 درجة مئوية لمدة استخدامها مرة أخرى. للاستخدام الفوري، والسماح للحل يبرد المغلي والحفاظ على الحد الأقصى. 39 ° C. إضافة tricaine محلول المخزون للحصول على تركيز النهائي من tricaine 10٪. كل tricaine والاغاروز ضرورية لمنع الحركات الجنينية.
  5. تضمين الجنين واحدة في 1٪ منخفضة ذوبان الاغاروز / 10٪ tricaine / E3 المتوسطة داخل الحلبة الفازلين، مع وضع الجنين بشكل طبيعي على الجانب؛ تغطية بلطف مع ساترة لمجرد الحفاظ على الجنين في مكان وتجنب محدبة التي من شأنها كسر سطح ضوء. من الناحية المثالية، ينبغي أن الأنسجة العضلية الجنينية التي سوف تستهدف تلمس ساترة.

3. الجنين الليزر اصابة

  1. إعداد والليزر micropoint المجهر:
    1. يرجى الرجوع إلى دليل ليزر micropoint للحصول على إرشادات مفصلة حول كيفية إعداد واستخدام الليزر بالتزامن مع المجهر.
    2. حدد الصحيحصبغة لتوليد شعاع الليزر الطول الموجي 435 نانومتر.
    3. ضبط قوة الليزر باستخدام شريط التمرير توهين. ينبغي أن قوة الليزر تكون قوية بما يكفي للخروج من سطح الزجاج مع نبض واحد (على سبيل المثال التركيز على ساترة من عينة لاختبار هذا). هذه هي قوة الليزر اللازمة لاجتثاث الخلايا.
  2. التركيز على منطقة أو الخلية ذات الاهتمام باستخدام شبكاني المثبتة في العين من المجهر. استخدام الهدف 20X (40X سيسمح الضرر أكثر دقة، ولكن في كثير من الأحيان العمل عن بعد ليست كافية لهذه العدسة).

ملاحظة 1: ليزر لن تجرح فقط الخلايا داخل الطائرة التركيز، ولكن أيضا الخلايا أعلاه والتي هي تحت شعاع الليزر داخل. تأكد قبل التجربة التي تم تعيينها على النحو الأمثل ليزر يصل وتعديلها للتركيز القصوى داخل Z-المحور. فمن الأفضل لتحديد عمق الإصابة الليزر قبل تنفيذ التجربة من أجل معرفة أي خليةق سوف يكون بالضبط الجرحى.

  1. إعداد تصور الضوء اللازمة لهذه التجربة: brightfield للاستخدام العادي، أو إذا مضان استهداف خلية fluorescently-المسمى.
  2. إرسال نبضة من ضوء الليزر إلى المنطقة المستهدفة، أو البقول عدة، اعتمادا على الدرجة المطلوبة من الاصابة.

4. تحليل والجرح الانتعاش

  1. إذا رغبت، يمكن تسجيل إجراءات الليزر الضرر الحية (على سبيل المثال باستخدام الخيار اكتساب تيار من البرنامج Metamorph) 6
  2. مباشرة بعد اصابة، يجب إزالة الجنين بلطف من الاغاروز مع ملقط ووضعها مرة أخرى إلى المياه لاسترداد البيض.

ملاحظة 2: النشاط العضلي (السباحة والوخز) أهمية خاصة لاسترداد العضلات والهيكل العظمي. منذ الجنين لا يمكن أن تتحرك بسبب التعرض tricaine وتضمين الاغاروز شديدة، فإنه ليس recommended للحفاظ على الأجنة بين الشرائح وساترة لفترة طويلة جدا.

  1. بعد الشفاء، ويمكن أن تكون ثابتة الجنين وتحليلها على النحو المرغوب فيه من الضوء، مضان المجهري، أو مبائر كما هو محدد.

النتائج

تم إجراء الليزر إصابة بوساطة يجمد على الأجنة يوما 1. كما هو مبين في الشكل 1، يمكن للنبضات الليزر القليلة توليد جرح بسيط، يمكن التعرف عليها بسهولة من قبل التالفة، اللييفات العضلية ملفوف أكتين الغنية، التي امتدت عادة بين حدود الجسيدة. وهناك عدد أكبر من نبضات ال...

Discussion

الليزر بوساطة الإصابة هو وسيلة قوية لإلحاق جروح من الحجم المطلوب من قبل ablating الخلايا من أجل دراسة تجديد تحت ظروف محكومة في الجنين الزرد. خاصة، ويمكن أن تستهدف على وجه التحديد خلايا (الشكل 2) ويمكن التحكم كل من منطقة الإصابة وكذلك التوقيت. وبعد ذلك، يتم رصدها ب...

Disclosures

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

Acknowledgements

نشكر بوب نوفاك (أندور التكنولوجيا) للمساعدة التقنية والمشورة. SA-S. معتمد من قبل زمالة هايزنبرغ للجمعية الألمانية للبحوث (DFG). وأيد هذا العمل من قبل DFG منحة SE2016/7-1.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
كتلة التدفئة
الزوج رقم 5 ملقط دومون
الزجاج الشرائح منزل 76 × 26 مم
Coverslips روث 50 × 24 مم # 1
الفازلين
Stereomicroscope لايكا MZFLIII
Micropoint الليزر ANDOR التكنولوجيا
مضان المجهر زايس Axioplan II
Metamorph البرمجيات الجزيئية الأجهزة
الكواشف
  • منخفضة ذوبان نقطة الاغاروز (# 50081،Lonza)
  • Tricaine الأسهم الحل: 400 ملغ Tricaine (# A-5040، سيغما الدريخ) / 100 مل DH 2 O 9،0 درجة الحموضة
  • E3 المتوسطة (5 ملي كلوريد الصوديوم، 0.17 ملي بوكل، 0.33 ملي CaCl 0،33 ملم MgSO 4)

References

  1. Charge, S. B., Rudnicki, M. A. Cellular and molecular regulation of muscle regeneration. Physiol. Rev. 84, 209-238 (2004).
  2. Steffen, L. S. The zebrafish runzel muscular dystrophy is linked to the titin gene. Dev. Biol. 309, 180-192 (2007).
  3. Bassett, D., Currie, P. D. Identification of a zebrafish model of muscular dystrophy. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 31, 537-540 (2004).
  4. Kawahara, G., Serafini, P. R., Myers, J. A., Alexander, M. S., Kunkel, L. M. Characterization of zebrafish dysferlin by morpholino knockdown. Biochem. Biophys. Res. Commun. 413, 358-363 (2011).
  5. Behra, M., Etard, C., Cousin, X., Strähle, U. The use of zebrafish mutants to identify secondary target effects of acetylcholine esterase inhibitors. Toxicol. Sci. 77, 325-333 (2004).
  6. Otten, C., et al. Xirp proteins mark injured skeletal muscle in zebrafish. PLoS One. 7, e31041 (2012).
  7. Roostalu, U., Strähle, U. In vivo imaging of molecular interactions at damaged sarcolemma. Dev. Cell. 22, 515-529 (2012).
  8. Stickney, H. L., Barresi, M. J., Devoto, S. H. Somite development in zebrafish. Dev. Dyn. 219, 287-303 (2000).
  9. Stellabotte, F., Dobbs-McAuliffe, B., Fernandez, D. A., Feng, X., Devoto, S. H. Dynamic somite cell rearrangements lead to distinct waves of myotome growth. Development. 134, 1253-1257 (2007).
  10. Choi, W. Y., Poss, K. D. Cardiac regeneration. Curr. Top. Dev. Biol. 100, 319-344 (2012).
  11. Stewart, S., Stankunas, K. Limited dedifferentiation provides replacement tissue during zebrafish fin regeneration. Dev. Biol. 365, 339-349 (2012).
  12. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev. Dyn. , 203-253 (1995).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

71 rerio

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved