JoVE Logo

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هذا الفيلم يوضح كيفية الحصول على ديناميكا الدم النظامية والكبد في الفئران. رصد كامل يشمل اكتساب المعلمات الحيوية، النظامية ضغط الدم، الضغط الوريدي المركزي، معدل تدفق الشريان الكبدي المشترك، وضغط الوريد البابي وكذلك معدل تدفق المدخل في الفئران.

Abstract

استخدام نماذج الماوس في البحث التجريبي هو من أهمية كبيرة لدراسة علم وظائف الأعضاء الكبد والاضطرابات المرضية في جسم المريض. ولكن نظرا لصغر حجم الماوس، ونادرا ما وصفه التفاصيل الفنية لإجراء مراقبة أثناء العملية مناسبة لالماوس. لقد ذكرت سابقا إجراء الرصد للحصول على المعلمات الدورة الدموية للفئران. الآن، نحن تكييفها الإجراء للحصول على المعلمات الدورة الدموية الجهازية والكبد في الفئران، وهي من الأنواع عشرة أضعاف أصغر من الفئران. يوضح هذا الفيلم الأجهزة من الحيوانات وكذلك عملية الحصول على البيانات اللازمة لتقييم ديناميكا الدم النظامية والكبد في الفئران. سجلت المعلمات الحيوية، بما في ذلك درجة حرارة الجسم ومعدل التنفس ومعدل ضربات القلب في جميع أنحاء الإجراء بأكمله. تتكون المعلمات الدورة الدموية الجهازية من ضغط الشريان السباتي (CAP) والضغط الوريدي المركزي (CVP). وتشمل المعلمات نضح الكبدية ضد البابيعين الضغط (PVP)، ومعدل تدفق المدخل وكذلك معدل تدفق الشريان الكبدي المشترك (الجدول 1). الأجهزة والحصول على البيانات لتسجيل تم الانتهاء من القيم العادية في غضون 1.5 ساعة. بقيت المعلمات الدورة الدموية الجهازية والكبد ضمن نطاقات العادية أثناء هذا الإجراء.

هذا الإجراء هو تحدي ولكن ممكنا. نحن بالفعل بتطبيق هذا الإجراء لتقييم ديناميكا الدم في الكبد في الفئران العادية وكذلك أثناء استئصال الكبد الجزئي 70٪ في الفص الكبد وتحامل التجارب. يعني PVP بعد استئصال (ن = 20)، وكان 11.41 ± 2.94 CMH 2 O الذي كان أعلى بكثير (P <0.05) من قبل الاستئصال (6.87 ± 2.39 CMH 2 O). أشارت نتائج الفص الكبد تحامل التجربة أن هذا الإجراء مراقبة حساس ومناسب للكشف عن تغيرات صغيرة في الضغط البابي ومعدل التدفق المدخل. في الختام، هذا الإجراء هو موثوق بها في أيدي ذوي الخبرة جراح الصغير ولكن ينبغي أن يقتصر على إكسبeriments حيث تكون هناك حاجة على الاطلاق الفئران.

Introduction

وكان الهدف العام من هذا الفيديو لإظهار إجراء رصد في الوقت الحقيقي لاكتساب المعلمات الدورة الدموية الجهازية والكبد. الأساس المنطقي لتطوير هذا الإجراء هو قيمة كبيرة للتدخلات التجريبية في الفئران التي تتطلب الحصول على المعلمات الدورة الدموية الجهازية والكبد. يمكن تطبيق الإجراء للحيوانات ساذجة وأثناء أو بعد أمراض الكبد الصفراوي التدخل الجراحي تجريبي معين، مثل استئصال الكبد الجزئي، ربط الوريد البابي وزراعة الكبد.

الحصول على البيانات الدورة الدموية الكبدية في القوارض يتطلب إجراء الغازية المقترحة. نضح الكبدي لا يمكن الحصول عليها غير جراحية. ومع ذلك، هناك بدائل لشراء ضغط الدم النظامية. وقد استخدمت تقنيات الرصد مثل تقنية ذيل صفعة 8 للحصول على ضغط الدم في كل من الفئران والجرذان. تقنية ذيل صفعة يمكن تطبيقها في consciالحيوانات الأوس. عند قياس ضغط الدم، ويحتاج الحيوان إلى وضعها وثابتة في موقف غير مريح معين. في دليل الجهاز الذيل صفعة، ينص الصانع ان الفئران قد تصبح العصبي وشدد والتي قد يقلل من الدورة الدموية في الذيل. تحت هذا الظرف، وضغط الدم المحيطي المكتسبة في الذيل قد يكون أقل بكثير من ضغط الدم المركزي.

تم تنفيذ الإجراء الرصد الكامل مع شاشة متعددة القنوات متكامل باستخدام سلسلة من أجهزة الاستشعار للحصول على البيانات. تم الحصول على ضغط الدم عن طريق إدخال قسطرة في الإناء منهما بعد تشريح دقيق والتعرض المجهرية تحت المجهر. تم قياس معدل التدفق عن طريق وضع مسبار تدفق أسرع من الصوت حول كل سفينة.

أبلغنا بالفعل إجراء مراقبة أثناء العملية مماثلة للفئران مما أدى إلى سلسلة شاملة من البيانات الدورة الدموية الفسيولوجية مماثلة لسينغلوذكرت البيانات الإلكترونية من المجموعات الأخرى 7. لذا اعتبرنا هذا الإجراء لتمثل أساسا جيدا لتكييفه مع الماوس، وهي من الأنواع 10 أضعاف أصغر من الفئران. الفرق الرئيسي إلى إجراء الفئران هو استخدام القسطرة ميلار للحصول على بيانات ضغط الدم بدلا من نظام القسطرة القائم على السائل. تم الحصول على بيانات التدفق أيضا مع تحقيقات تدفق أسرع من الصوت، فقط تلك أصغر بكثير من الأوعية الفئران المقابلة.

نظرا لصغر حجم الحيوان، والأجهزة من الفئران يمثل تحديا من الناحية التقنية، ولكن ممكنا. بمجرد الانتهاء من الأجهزة، والحصول على البيانات وتحليل البيانات الحياة الأساسي هو بسيط، منذ إعداد ملف محدد مسبقا يمكن استخدامها. ملف الإعداد لابد من تعريف مرة واحدة في بداية سلسلة من التجارب، ويمكن تخزينها واستخدامها لجميع التجارب اللاحقة.

حتى الآن طبقنا هذا الإجراء لتقييم آثار الدورة الدموية الكبدية الحادة في التجارب. قمنا بقياس CAP وPVP قبل ومباشرة بعد استئصال الكبد الجزئي 70٪ (PH) وتحامل / تجارب تحامل دي. نحن فرضت الرباط أمراض الكبد الاثني عشر من الفص الأيمن يمثل 20٪ من الكبد تليها كتلة بواسطة وجيزة (5MIN) لقط من الوسيط والفص الجانبي الأيسر يمثل تماما 90٪ من كتلة الكبد. بدأ دي لقط مع الافراج عن المشبك من الفص الأيمن تليها تحرير الوسيط والفص الجانبي الأيسر. كان الوقت القصوى لقط أقل من 10 دقيقة.

Protocol

كان السكن وجميع الإجراءات التي نفذت وفقا للتشريعات رعاية الحيوان الألمانية.

1. مجسات معايرة (اتبع تعليمات المصنع لمعايرة أجهزة الاستشعار)

1.1) ميلار القسطرة المعايرة. قبل نقع طرف القسطرة في الماء المعقم أو محلول ملحي لمدة 30 دقيقة قبل موازنة (التصفير) والمعايرة.

  1. ربط أجهزة الاستشعار ميلر لقناة millar1 من مكبر للصوت الجسر وإدراج غيض استشعار ميلر في عمود الماء.
  2. تعيين قيمة عمود الماء إلى 0 CMH 2 O. في إطار البرنامج تحليل البيانات، واختيار جسر تضخيم والصفر عليه. يمكن تعيين قيمة خط الأساس 0 CMH 2 O.
  3. تعيين قيمة عمود الماء إلى 20 CMH 2 O. تشغيل تحليل البيانات إطار البرنامج التقدم، ووقف. اختيار "الوحدات" في إطار من جسر تضخيم، تعيين خط الأساس من 0 و 20 CMH 2 O وفقا لذلك. ضبط "وحدة" لشركة بيت إدارة المال <الفرعية> 2 O.
  4. معايرة millar2 لقياس CAP بنفس الطريقة (تعيين اثنين خط الأساس 90 و 110 CMH 2 O).

1.2) معايرة التحقيق تدفق الدم

  1. وضع التحقيق في الماء منزوع الأيونات. تواصل التحقيق مع تدفق أسرع من الصوت نظام التحقيق.
  2. في إطار البرنامج تحليل البيانات، واختيار الإدخال تضخيم إلى الصفر التحقيق التدفق. ضبط وحدة.
  3. اضغط على الزر لقناة "اختبار" لجمع إشارة: إذا كانت إشارة ديها 3-4 القضبان، فهذا يعني إشارة جيدة. في حال حصلت على إشارة جيدة، ويمكن أن يستمر هذا الإجراء.
  4. اضغط على الزر ل"الصفر قناة" وقناة النطاق لمعرفة ما إذا كان قد تم معايرة قيمة أم لا.
  5. اضغط على الزر ل"اجراء قناة" لقياس احق.

2. إعداد الماوس لإجراء جراحة

  1. ضع الماوس في غرفة الاستقراء وتخدير الفأر مع 2٪ الأيزوفلورين و0.3 مل / دقيقة الأوكسجين. العملية لا يمكن أن يؤديها إذا كان إصبع القدم قرصة الانسحاب المنعكس من الفأرة غائب.
  2. حلق الفراء من المناطق الجراحية، والتي تشمل الرقبة اليسرى والبطن.
  3. ضع الماوس على الطاولة العملية واصلاحها باستخدام الأشرطة. استخدام مرهم الطبيب البيطري على العينين لمنع جفاف خلال فترة التشغيل.
  4. وضع وسادة تحت الرقبة الشاش التعرض الأمثل للمجال تشغيل الرقبة.
  5. تطهير مجال التشغيل ووضع الشاش المعقم لتغطية الفأرة وترك المجال مفتوحا الجراحية فقط.

3. معلمات الحيوية القياس

  1. إدراج الإبر تحت الجلد ECG في الكفوف من الماوس.
  2. وضع أجهزة الاستشعار في الجهاز التنفسي تحت الجزء الخلفي من الماوس.
  3. وضع مسبار درجة الحرارة في المستقيم من الفأرة.
  4. درجة حرارة قياسية، تخطيط القلب ومعدل التنفس من الفأرة في برامج تحليل البيانات.

4. الرقبة عملية لSمراقبة القلب والأوعية الدموية ystemic

4.1) تشريح السفن

  1. التعرف على خط الوسط من الرقبة، ونقطة وسطى من الترقوة، زاوية الفك السفلي.
  2. إجراء شق طولي 2CM من زاوية الفك السفلي إلى النقطة الوسطى من الترقوة وهو 0.5CM إلى الجانب الأيسر من خط الوسط.
  3. تشريح الغدة تحت الفك السفلي، اقلبها وتغطية ذلك مع الشاش غارقة المالحة.
  4. تحديد الوريد الوداجي، تشريح ووضع ثلاثة خيوط الحرير 6-0 تحت الوريد لربط وتثبيت لاحق.
  5. تحديد عضلة القصية الترقوية الخشائية، تفصلها عن البطن متفوقة من بطن اللامية الكتفية والخلفي للعضلة ذات البطنين، وتسحبه مع ضام التعرض السهل للشريان السباتي.
  6. تشريح الشريان السباتي ووضع ثلاثة خيوط الحرير 6-0 تحت الشريان لربط وتثبيت لاحق.

4.2) قياس تدفق الدم الشريان السباتي

  1. وضع TRANSONICتحقيق حول الشريان السباتي، ويبقيه مستقرة، وتحسين الاتصال باستخدام الموجات فوق الصوتية هلام أو المالحة.
  2. سجل سرعة تدفق الدم من الشريان السباتي كما هو مبين على الشاشة الصغيرة من الجهاز أسرع من الصوت باستخدام برمجيات تحليل البيانات
  3. إزالة التحقيق بعد الانتهاء من قياس

4.3) قياس ضغط الشريان السباتي (CAP)

  1. Ligate نهاية القاصية من الشريان السباتي وكبح نهايته القريبة.
  2. 2 تحديد مكان الغرز حول الشريان السباتي. 10-0 استخدام البرولين للخياطة البقاء.
  3. إجراء شق صغير في الجدار الأمامي للسفينة.
  4. ادخال القسطرة ميلار واصلاحها مع الغرز وضعت مسبقا.
  5. تسجيل CAP في برنامج تحليل البيانات.

4.4) حبل الوريد قياس تدفق الدم

  1. رفع حبل الوريد ووضع مسبار تدفق أسرع من الصوت لقياس معدل التدفق.
  2. تسجيل معدل التدفق في برامج تحليل البيانات.

4.5) قياس الضغط الوريدي المركزي (CVP)

  1. المشبك نهاية القريبة من حبل الوريد وligate نهاية البعيدة.
  2. قطع شق صغير باستخدام microscissors على الجدار الأمامي للسفينة.
  3. ادخال القسطرة مملوءة بسائل واصلاحها مع خطوط خياطة صاحب المركز قبل.
  4. تسجيل CVP في برامج تحليل البيانات.

5. عملية في البطن لاكتساب كبدي ديناميكا الدم

5.1) هوية السفينة

  1. إجراء شق عرضية على البطن.
  2. Eventerate الأمعاء إلى الجانب الأيسر، وتغطي مع الشاش الرطب.
  3. التعرف على الوريد الأجوف السفلي، الوريد البابي والشريان الكبدي المشترك والشريان الكبدي السليم.
  4. التخلي عن بعض المالحة الدافئة في البطن وعلى سطح الأمعاء كل 5 دقائق أثناء إجراء الرصد كله.

5.2) قياس تدفق الدم البابي

  1. تشريح الوريد البابي.
  2. وضع 6-0 الحرير تحت الوريد البابي لتسهيل رفع السفينة عند وضع مسبار التدفق.
  3. وضع المسبار تدفق أسرع من الصوت حول الوريد البابي وقياس معدل تدفق الدم فيها.
  4. تسجيل معدل تدفق الدم من الوريد البابي.

5.3) قياس المشترك تدفق الشريان الكبدي

  1. تشريح الشريان الكبدي المشترك بحذر.
  2. مكان واحد 6-0 خياطة الحرير حول السفينة لتسهيل رفع السفينة.
  3. وضع التحقيق حول تدفق الشريان.
  4. قياس تدفق الدم والحصول على البيانات.

5.4) قياس ضغط الوريد البابي (PVP)

  1. اختيار فرع واحد من الوريد المساريقي مع عدد قليل من فروع جانبية، والتي تستنزف مباشرة في الوريد البابي.
  2. Ligate النهاية البعيدة من الوريد المساريقي المحدد. تأكد من أن ربط قريب من أنبوب الأمعاء. Ligate فروعها الصغيرة
  3. وضع 2 وixing باستخدام الغرز 6-0 البرولين حول الوريد. النقطة الرئيسية من هذا الإجراء هو تجنب لمس الشريان المساريقي عندما ligating الوريد.
  4. المشبك نهاية القريبة من الوريد البابي.
  5. 2 وضع الغرز إقامة باستخدام 10-0 البرولين. سوف يحدث بعض النزيف منذ خياطة إقامة يجب تخترق جدار الأوعية الدموية من الوريد المساريقي يرام.
  6. إجراء شق صغير في الوريد باستخدام microscissor بشكل غير مباشر في زاوية 45 درجة.
  7. ادخال القسطرة ميلار عن طريق الوريد المساريقي في الوريد البابي وإصلاحه
  8. تسجيل ضغط الوريد البابي. في نهاية هذا الإجراء، التضحية الفئران عن طريق استنزاف تحت التخدير.

النتائج

المعلمات الحيوية للفئران مثل معدل التنفس ومعدل ضربات القلب ومن الواضح أن أعلى بكثير مما كان عليه في الفئران. يعني النظامية ضغط الدم وضغط الوريد الوداجي مماثلة لقيم الفئران وحتى مماثل للبيانات الإنسان.

بيانات الدورة الدموية الكب...

Discussion

رصد ديناميكا الدم الكبد هو أداة بحثية هامة في الكبد والجراحة الكبدية الصفراوية. الحصول على البيانات الدورة الدموية الكبدية يساعد على توصيف تأثير الإجراءات الكبدية الصفراوية على الدورة الدموية. هناك حاجة إلى الحصول على بيانات الدورة الدموية الكبدية أيضا لدراسة تأث?...

Disclosures

تعلن الكتاب أنه ليس لديهم المصالح المالية المتنافسة.

Acknowledgements

وأيد هذا البحث من قبل Ministery الألمانية الاتحادية للتعليم والبحوث (BMBF) تمول "الشبكة الافتراضية الكبد". أود أن أشكر فرانك شوبرت ورينيه غومبيرت من مركز إعلام مستشفى جامعة يينا لمساعدتهم في إنتاج الفيديو وخلق الرسوم المتحركة وإيزابيل جنك لتسجيل الصوت.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
PowerLab 16/30 ADInstrumentsPL3516
Quad Bridge AmpADInstrumentsFE224Bridge amplifier 
Animal Bio AmpADInstrumentsFE136
Needle Electrodes for FE136 (3 pk)ADInstrumentsMLA1213
Perivascular Flowmeter ModuleTransonicTS420
Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSBTransonicMA0.5PSB/MA1PSB
SPR-1000 Mouse Pressure CatheterMillar instruments841-0001
fluid filled catheter TerumoSR+DU2619PX26G, 0.64×19mm
micro scissorsF·S·LNo. 14058-09
micro serrefineF·S·LNo.18055-05
Micro clamps applicatorF·S·LNo. 18057-14
Straight micro forcepsF·S·LNo. 00632-11
Curved micro forcepsF·S·LNo. 00649-11
needle-holderF·S·LNo. 12061-01
6-0 silkethicon
6-0 proleneethicon
7-0 proleneethicon
10-0 proleneethicon
Tail cut-off device Kent Scientificwww.kentscientific.com
LabChart7ADInstrumentsdata  analysis software 

References

  1. Albuszies, G., et al. Effect of increased cardiac output on hepatic and intestinal microcirculatory blood flow, oxygenation, and metabolism in hyperdynamic murine septic shock. Crit Care Med. 33 (10), 2332-2338 (2005).
  2. Bernhard, W., et al. Phosphatidylcholine molecular species in lung surfactant: composition in relation to respiratory rate and lung development. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 25 (6), 725-731 (2001).
  3. Cheever, A. W., Warren, K. S. Portal vein ligation in mice: portal hypertension, collateral circulation, and blood flow. 18, 405-407 (1963).
  4. Costa, G., Aguiar, B. G., Coelho, P. M., Cunha-Melo, J. R. On the increase of portal pressure during the acute and chronic phases of murine schistosomiasis mansoni and its reversibility after treatment with oxamniquine. Acta Trop. 89 (1), 13-16 (2003).
  5. Cui, S., Shibamoto, T., Zhang, W., Takano, H., Kurata, Y. Venous resistance increases during rat anaphylactic shock. Shock. 29 (6), 733-739 (2008).
  6. Geerts, A. M., et al. Comparison of three research models of portal hypertension in mice: macroscopic, histological and portal pressure evaluation. Int. J. Exp. Pathol. 89 (4), 251-263 (2008).
  7. Huang, H., Deng, M., Jin, H., Dirsch, O., Dahmen, U. Intraoperative vital and haemodynamic monitoring using an integrated multiple-channel monitor in rats. Lab Anim. 44 (3), 254-263 (2010).
  8. Krege, J. H., Hodgin, J. B., Hagaman, J. R., Smithies, O. A noninvasive computerized tail-cuff system for measuring blood pressure in mice. Hypertension. 25 (5), 1111-1115 (1995).
  9. Kuga, N., et al. Rapid and local autoregulation of cerebrovascular blood flow: a deep-brain imaging study in the mouse. J. Physiol.. 587 (Pt 4), 745-752 (2009).
  10. Muraki, T., Strain Kato, R. difference in the effects of morphine on the rectal temperature and respiratory rate in male mice. Psychopharmacology (Berl). 89 (1), 60-64 (1986).
  11. Nielsen, J. M., et al. Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration. Am. J. Physiol Heart Circ. Physiol. 293 (1), H534-H540 (2007).
  12. Sakamoto, M., et al. Improvement of portal hypertension and hepatic blood flow in cirrhotic rats by oestrogen. Eur. J. Clin. Invest. 35 (3), 220-225 (2005).
  13. Reverter, E., et al. Impact of deep sedation on the accuracy of hepatic and portal venous pressure measurements in patients with cirrhosis. Liver Int. 34 (1), 16-25 (2014).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

92 CAP CVP

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved