JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

We describe two methods for visualization and quantification of dendritic arborization in the hippocampus of mouse models: real-time and extended depth of field imaging. While the former method allows sophisticated topographical tracing and quantification of the extent of branching, the latter allows speedy visualization of the dendritic tree.

Abstract

Dendritic arborization has been shown to be a reliable marker for examination of structural and functional integrity of neurons. Indeed, the complexity and extent of dendritic arborization correlates well with the synaptic plasticity in these cells. A reliable method for assessment of dendritic arborization is needed to characterize the deleterious effects of neurological disorders on these structures and to determine the effects of therapeutic interventions. However, quantification of these structures has proven to be a formidable task given their complex and dynamic nature. Fortunately, sophisticated imaging techniques can be paired with conventional staining methods to assess the state of dendritic arborization, providing a more reliable and expeditious means of assessment. Below is an example of how these imaging techniques were paired with staining methods to characterize the dendritic arborization in wild type mice. These complementary imaging methods can be used to qualitatively and quantitatively assess dendritic arborization that span a rather wide area within the hippocampal region.

Introduction

تغييرات ديناميكية في عدد وهيكل من نقاط الاشتباك العصبي هي السمات المميزة للتنمية، والشيخوخة، والعديد من الاضطرابات العصبية 1-3. قدرة الخلايا العصبية لاستقبال ودمج المعلومات متشابك تعتمد على التشكل شجيري والتعديلات الديناميكية في الاتصالات متشابك. في الواقع، وجود علاقة إيجابية بين العمود الفقري شجيري وعدد المشبك، وكلاهما يؤثر الوظيفة الإدراكية 4. وبالتالي، فإنه ليس من المستغرب أن التناقصات في عدد العمود الفقري شجيري ارتبطت الخلل المعرفي في عدد من الاضطرابات العصبية 5-7، مما دفع اهتماما كبيرا في شجيري العمود الفقري الكمي. ومع ذلك، فإن القياس الكمي للكثافة العمود الفقري يبقى تستغرق وقتا طويلا ومهمة شاقة أن فشل لتوليد المعلومات المفيدة عن التضاريس وتوزيع نقاط الاشتباك العصبي في جميع أنحاء شجرة شجيري. لحسن الحظ، وأساليب تلطيخ (على سبيل المثال، جولجي كوكس وdoublecortin (DCX)) بالاشتراكمع تقنيات التصوير المتطورة يمكن استخدامها للتغلب على الحواجز الحالية وإنتاج صور عالية الدقة من تشجر شجيري بطريقة موثوقة وسريعة. في حين جولجي كوكس التلوين بطريقة يمكن نشرها لتقييم حالة تشجر شجيري في جميع الخلايا العصبية 8، DCX يمكن نشرها لتسمية الخلايا العصبية ولدت حديثا وخاصة في منطقة التلفيف المسنن وsubventricular 9، وهو عامل مهم بالنظر إلى أن تكوين الخلايا العصبية يحدث في كل من هذه المناطق في مختلف مراحل العمر 10،11.

وبعد تلطيخ، تم نشر طريقتين التصوير لتقييم الخصائص شجيري: ط) التصوير في الوقت الحقيقي (RTI) والثاني) عمق طويلة من التصوير الميدان (EDFI). وتوفر هذه التقنية RTI وسيلة لتتبع وقياس طول وترتيب تشجر على طول قطاعات وفروع شجيري الفردية. وبالتالي فإنه تمكن واحد لتقدير المساحة الكلية وحجم المحتلة من قبل كل شجرة شجيري. عن الصورةpecifically، في طريقة RTI المستخدم يحدد بشكل مستمر القطاعات ويعيد تركيز تكرارا مثل الخلايا العصبية تتبع البرمجيات بجمع X، Y، Z والإحداثيات للهيكل شجيري ويعيد مسار هيكل شجيري في 3D. نسبيا، ويوفر طريقة EDFI وسيلة بسيطة نوعا ما، والمعجل لتقييم كثافة الجذعية في عينات الأنسجة السميكة وليس عن طريق توليد صورة مركبة، وتوفير المعلومات على كامل المحور Z. للقيام بذلك، ويسجل المستخدم عالية الوضوح ملفات الفيديو في جميع أنحاء سماكة المقطع ثم يستخدم البرنامج للبحث في إطارات الفيديو للتعرف على نقاط حيث بكسل تماما في التركيز. بعد ذلك، يتم دمج بكسل مركزة وإدماج عالية الدقة، صورة 2D المركبة. تحتوي هذه الصورة المركبة كل بكسل التي كانت في التركيز بغض النظر عن وضعهم في المحور z. يمكن استخدام تحليل نوعي وكمي لهذه الصور 2D في وقت لاحق لتحديد الكثافةالمتفرعة من شجيري في كل حقل.

وأخيرا، فإننا نقدم وسيلة بانورامية لتوليد غاية صور عالية الدقة لتحليل وتقييم التشعبات في المنطقة بأسرها من الفائدة. ويمكن نشر هذه التقنية للتغلب على عدم الحصول على جدا عالية الدقة والكاميرات الرقمية باهظة الثمن. باستخدام هذه الطريقة، واحد يلتقط الصور المتسلسلة في مواقع مختلفة على طول X- و y محاور وبعد ذلك تلقائيا غرز معا باستخدام مجانية (على سبيل المثال، محرر الصور المركبة). والجدير بالذكر أن هذه الطريقة يمكن استخدامها لتقييم النوعي والكمي للتشجر شجيري في منطقة واسعة إلى حد ما.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

وأجريت التجارب وفقا للمعايير الأخلاقية التي وافقت عليها لجنة أبحاث الحيوانية في نظام الرعاية الصحية شؤون المحاربين القدامى بالو ألتو: ملاحظة.

1. جولجي كوكس تلطيخ

  1. استخراج الدماغ وتلطيخ
    1. في يوم 1، تخدير عميق الفئران مع 100 ملغم / كغم من الكيتامين و 10 ملغ / كغ زيلازين قبل القتل الرحيم عن طريق استنزاف.
    2. إزالة بعناية القبة وتشريح خارج الدماغ.
      1. أولا إزالة الجلد في الجزء العلوي من الجمجمة، ووضع مقص منحني على الجزء العلوي من المخيخ وبلطف قطع طريق مواز القبة إلى التلم المركزي مع غيض من مقص وأشار إلى الخارج، تتحرك في الاتجاه نحو البصلة الشمية. كرر هذه العملية على الجانبين.
      2. استخدام pincet الجراحي لرفع القبة بينما يحولها نحو بصيلات الشم وكسر تشغيله. ثم، والوجه الجمجمة رأسا على عقب واستخدام بيك لقطع طريق البصريةالأعصاب وتخفف الدماغ. وأخيرا، استخدام المعول لفصل المخ من الحبل الشوكي على مستوى ماغنوم الثقبة.
    3. تزج فورا الدماغ في 15 مل من المتاحة تجاريا، غير مخفف حل جولجي كوكس. تخزين الدماغ في حل جولجي في، 20 مل زجاجة توج في درجة حرارة الغرفة في الظلام.
    4. في اليوم 2، صب ببطء الحل واستبدالها 15 مل الطازجة حل جولجي كوكس. خلاصة الزجاجة التي تحتوي على العقول وترك دون عائق لمدة 9 أيام أخرى في الظلام.
  2. باجتزاء والغرز
    1. في اليوم ال11، ضع العقول في 30٪ من محلول السكروز، الذي أعد في DDH 2 O للجفاف. تغيير الحل مع الطازجة 30٪ سكروز بعد 12 ساعة. احتضان العقول في حل السكروز 30٪ لمدة 3 أيام في 4 درجات مئوية.
    2. في اليوم ال14، وملء الخزان من vibratome مع حل السكروز 30٪ حتى يتم تغطية شفرة. ضبط سرعة إلى 1 مترم / ث مع اتساع 0.95 ملم.
    3. صمة عار أدمغة مع Kimwipe لإزالة الرطوبة الزائدة وإزالة المخيخ باستخدام شفرة حلاقة لخفض coronally.
    4. بحزم تركيب الدماغ كله على منصة vibratome superglue به والسماح لها لوضع لمدة 2-4 دقيقة. إدراج منصة مع الدماغ الالتزام إلى الخزان وضبط نصل إلى الجزء العلوي من الدماغ.
    5. باستخدام vibratome، شريحة الدماغ إلى 150 ميكرون أبواب سميكة في درجة حرارة الغرفة، وتذكر لتغيير شفرة الدماغ بعد كل 3.
    6. التقاط مقاطع من الخزان باستخدام فرشاة يميل الصغيرة وتزج بهم في طبق بتري تحتوي على 0.3٪ الجيلاتين المحرز في DDH 2 O. في حين لا تزال المقاطع في طبق بتري، إضافة 0.5 مل من 0.3٪ الجيلاتين على كل شريحة واستخدام فرشاة لنشر ومعطف superfrost + الشرائح.
    7. اختيار بلطف صعودا الأقسام مغمورة من طبق بتري ووضعها على الشرائح مهيلم. توجيه أقسام الدماغ التي كتبهامسها فقط على جنوبهم وليس على قمم.
    8. بعد حوالي عشر دقائق، ومعطف الأقسام مع 30٪ السكروز قبل الأنسجة يجف تماما. ثم الهواء الجاف الشرائح مستعدة في مكان مظلم في رفوف الشريحة لمدة 3 أيام.
    9. تمييع المتاحة تجاريا 10X حل النامية على 1x أخرى باستخدام DDH 2 O. تزج الشرائح في تطوير الحل لمدة 7-10 دقيقة. شطف الشرائح 3 مرات في DDH 2 O.
  3. جفاف
    1. إعداد 20٪، 30٪، 40٪، 50٪، 60٪، 70٪، 80٪، 90٪، و 95٪ حلول الإيثانول باستخدام المقطر ده 2 O.
    2. نقع الشرائح في حلول الإيثانول أعلى على نحو متزايد لمدة 10 دقيقة لكل منهما.
    3. نقع الشرائح في 100٪ من محلول الإيثانول 3 مرات لمدة 10 دقيقة في كل مرة.
    4. نقع الشرائح في 100٪ زيلين 3 مرات متتالية لمدة 5 دقائق لكل منهما، حفظ المقاطع في الحل النهائي حتى هي من تراجع الغطاء.
    5. وضع كمية سخية من DPX (الفثالات دي ن بوتيل في الزيلين) تصاعد المتوسطة (أ بمن 1-1.5 مل) على كل شريحة باستخدام الماصة نقل البلاستيكية. وضع بعناية coverslips لتجنب الفقاعات.
    6. الهواء الجاف غطاء تراجع في الدماغ أقسام أفقيا لمدة 3 أيام.

2. Doublecortin تلطيخ

  1. تخدير عميق (راجع الخطوة 1.1.1) الحيوانات.
  2. أداء نضح القلب مع الطازجة بارافورمالدهيد 4٪ المحرز في الفوسفات عازلة 12.
  3. استخراج العقول (انظر 1.1.2) وتخزينها في 45 مل من 4٪ امتصاص العرق في 4 درجات مئوية خلال الليل على شاكر هزاز.
  4. نقل أدمغة إلى حل السكروز 30٪ وانتظر الجفاف الكامل لمدة 48 ساعة في 4 درجات مئوية. إزالة العقول من السكروز ووضعها مباشرة على كتل النحاس وضعت على الثلج الجاف.
  5. ملء مع كتلة المثلى درجة حرارة القطع (OCT) مجمع وبمناسبة التوجه من الدماغ باستخدام البصلة الشمية كمعلم.
  6. باستخدام ناظم البرد، وقطع 70 أقسام ميكرون سميكة في -20 درجة مئوية ووضعهافي حل cryoprotectant (25٪ جلايكول الإثيلين، و 25٪ الجلسرين، في 0.05 M الصوديوم العازلة الفوسفات، ودرجة الحموضة 7.4) والاحتفاظ في -20 درجة مئوية حتى الاستخدام.
  7. جعل حل 50٪ الميثانول cryoprotectant و 50٪. لهذا الحل إضافة 0.5٪ بيروكسيد الهيدروجين (المجلد / المجلد). احتضان أقسام عائمة لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة.
  8. أقسام الدافئة في 37 درجة مئوية في TBS (المالحة تريس مخزنة) لمدة 30-40 دقيقة عن طريق وضعها في فرن النسيجي.
  9. احتضان المقاطع مع 0.3٪ تريتون و 3٪ مصل الحصان العادي لمدة 45 دقيقة في درجة حرارة الغرفة قبل المناعية. احتضان الأقسام في 4 درجات مئوية خلال الليل في 3 مل من محلول من الأجسام المضادة DCX المخفف 1: 500 في TBS مع 0.3٪ تريتون و 1٪ الحصان العادي المصل.
  10. في اليوم التالي يغسل المقاطع 3 مرات متتالية في TBS (10 دقيقة لكل منهما).
  11. احتضان المقاطع مع الحصان المعقدة البيروكسيديز مكافحة الماعز (1: 200 في TBS) لمدة ساعة في درجة حرارة الغرفة. غسل أقسام 3 مرات متتالية في TBS (10 دقيقة لكل منهما).
  12. احتضان رتنحنح مع ABC لايت (1: 1،000) مقابل 1.5 ساعة في درجة حرارة الغرفة.
  13. إضافة 5 ميكرولتر من 30٪ H 2 O 2 إلى قرص واحد من 10 ملغ من DAB (3،3 "-Diaminobenzidine) حل الذائبة في 15 مل من 1 M تريس، حمض الهيدروكلوريك (الرقم الهيدروجيني 7.6). احتضان أقسام فورا في هذا الحل لمدة 5 دقائق.
  14. إنهاء رد فعل من قبل غسلها مع TBS الجليد الباردة ثلاث مرات تليها واحد يغسل في TBS في درجة حرارة الغرفة.
  15. يذوى المقاطع باستخدام سلسلة من الحلول الإيثانول (50٪، 60٪، 70٪، 80٪، 90٪، 95٪، 100٪، 5 دقائق لكل منهما)، واضحة في الزيلين، ومن ثم تغطية زلة باستخدام DPX كما في الخطوة 1.3.

3. التصور

  1. وبعد التجفيف الكامل للأقسام، وإزالة DPX الزائد على رأس الشرائح مع شفرة حادة، ووضعها على الساحة مسح المجهر. ويتكون نظام المجهر مجهزة مرحلة المسح، ذراع التحكم، ولون كاميرا 12-بت.
  2. بدء تشغيل البرنامج. فتح ملف بيانات جديد.
  3. مكاننقطة مرجعية على الشاشة من خلال النقر بمؤشر الماوس في أي مكان. هذا وسوف تفعيل كافة الرموز من لوحة أداة من نافذة البرنامج.
  4. انقر على "المقود الحرة" أيقونة على شريط الأدوات ثم استخدم عصا التحكم لتحديد موقع التلفيف المسنن من الحصين في القسم الأول.
  5. في "أدوات" التبويب من نافذة البرنامج، حدد "المسلسل إدارة القسم". انقر على "قسم جديد" أيقونة في الزاوية السفلى اليسرى من النافذة. سيؤدي هذا إلى فتح نافذة "إعداد القسم المسلسل".
  6. حدد المسلسل نافذة إعداد القسم ومن ثم أدخل العدد الإجمالي للأقسام التي تحتوي على مناطق قرن آمون. حدد الفاصل التقييم. أدخل سمك قسم قطع (70 ميكرون لDCX و 150 ميكرون لقطاعات جولجي الملون).
  7. بدء تتبع منطقة التلفيف المسنن من خلال النقر على "حر كونتور رسم" أيقونة في شريط الأدوات. الخطوط العريضة للطبقة الخلايا الحبيبية المسنن.
  8. حدد "100X" من القائمة "التكبير". إضافة قطرة من زيت الغمر في القسم والتبديل الهدف إلى 100X. تحديد موقع أجسام الخلايا الحبيبية المسنن والتشعبات في إطار هذا الهدف.
  9. التركيز على الخلايا العصبية المختارة وانقر على "الخلية العصبية للبحث عن المفقودين" أيقونة على شريط الأدوات. تتبع محيط من جسم الخلية الحبيبية المسنن. عند الانتهاء من البحث عن المفقودين، انقر بزر الماوس الأيمن لتحديد "إنهاء خلية الجسم".
  10. بدء تتبع التشعبات يدويا في X، Y، Z والاتجاهات واتبع كل فرع باستخدام عصا التحكم و z-السيارات مقبض الباب. في عقدة التشعب أو انفراق ثلاثي، حدد الخيار المعني من القائمة المنسدلة على النقر بزر الماوس الأيمن. تتبع كل من الفروع التي تنشأ من هذه العقد. في نهاية كل فرع انقر بزر الماوس الأيمن واختر "إنهاء" من القائمة المنسدلة.
  11. باستخدام السهم الرموز الرئيسية في إطار البرنامج باختيار عشوائي الخلية الحبيبية المسنن آخر، واتبع نفس الإجراء كما أن described في الخطوة 3،9-3،10. حفظ تتبع بأكمله.
  12. بدء تشغيل البرنامج تتبع الخلايا العصبية.
  13. فتح ملف البيانات NRX الأول من الماوس الأول من المجموعة التجريبية. إلحاق ملف NRX من الفأرة الثاني من المجموعة التجريبية. تستمر حتى يتم إلحاق كافة الملفات NRX من هذه المجموعة.
  14. تحت علامة التبويب تحليل، حدد "مروحة في-مخطط". هذا يفتح مروحة في تحليل النافذة. تحقق علامة "التشعبات" ثم انقر فوق عرض، الذي يصور أطوال وأنماط المتفرعة من التشعبات لهذه المجموعة من الفئران (الشكل 1).

4. EDFI

ملاحظة: هذه الطريقة تمكن المستخدم من تسجيل بسرعة عدد كبير من الصور من خلال ض محور كل حقل وتوليد صورة 2D الذي يحتوي على كافة بكسل مركزة في جميع أنحاء-المحور z. ستكون النتيجة صورة المركبة التي تحتوي على كافة بكسل مركزة من الصور التي تم جمعها.

  1. توصيل المجهر لكام الرقميةالعصر. ضع أقسام أولا على مرحلة المسح متصلة المجهر ومن ثم التبديل إلى الهدف 10X. نقل مرحلة إلى مجال الاهتمام.
  2. بدء برنامج التقاط الفيديو.
  3. اضغط على زر التسجيل. بمجرد الضغط على زر التسجيل، استخدم مقبض التركيز الكلي للانتقال من أعلى إلى أسفل القسم ليصبح المجموع 4 ثانية. حفظ ملف الفيديو الناتج.
  4. استخدام يماغيج مجانية لتحويل ملفات AVI الفيديو إلى تنسيق غير مضغوط عن طريق فتح الملف وحفظها في تنسيق ملف غير مضغوط.
  5. بدء تشغيل برنامج تحليل الصور وفتح ملف AVI. انتقل إلى القائمة "عملية" وانقر على "عمق الممتدة من الميدان". حدد ملف فيديو المقابلة. في "إخراج" خيارات، اختر "إنشاء مركب أفضل-التركيز على الصورة".
  6. في "تحليل التركيز" خيارات، حدد "تطبيع الإضاءة" و "ماكس التباين المحلي" الخيارات. ثم، حدد "لجنة المساواة العرقيةأكل ". تمثل الصورة الناتجة عن بكسل مركزة في جميع أنحاء-المحور z (الشكل 2).
  7. حفظ الصورة الناتجة عن ذلك.

5. توليد للغاية عالية الدقة صور

ملاحظة: هذا الأسلوب يسمح للمستخدم لتوليد تضخم منخفضة للغاية وصور عالية الدقة من الصور عالية التكبير عالية الدقة تلقائيا بطريقة المؤتمتة.

  1. ضع أقسام أولا على مرحلة المسح متصلة المجهر. يتم توصيل المجهر لكاميرا رقمية. نقل مرحلة إلى مجال الاهتمام.
  2. بدء تشغيل برنامج الحصول على الصور.
  3. استخدام هدفا 10X واكتساب وحفظ عالية الدقة (4076 X 3116) الصور من منطقة الفائدة والتأكد من أن لدينا 10٪ على الأقل التداخل.
  4. صورة تشغيل محرر المركب إلى غرزة الصور.
  5. انتقل إلى القائمة ملف، وانقر على "بانوراما الجديد". حدد المجلد الذي كانت الصور الحاديored. حدد الصور التي تنتمي إلى نفس المنطقة ثم اضغط على "موافق".
  6. اضغط على "تصدير إلى القرص" الزر، وحفظ الصورة. تمثل هذه الصورة صورة للغاية عالية الدقة من مساحة الفائدة التي يمكن استخدامها لتحليل و / أو مظاهرة (الشكل 3).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

تم تحليل مدى تشجر الناشئة من الخلايا الحبيبية المسنن موجودة ولدت حديثا في الفئران نوع البرية باستخدام إما جولجي كوكس أو DCX تلطيخ (الشكل 1). تم العثور على قطاعات الجذعية من خلايا DCX إيجابية لتكون 13-36 ميكرون طويلة. تم اختبار التوزيع الطبيعي للطول شجيري باستخدام ?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

هنا، وقد وصفت طريقتين لقياس مدى تشجر شجيري في الخلايا العصبية الناضجة ولدت حديثا باستخدام أساليب تلطيخ التقليدية جنبا إلى جنب مع RTI وEDFI. الحصول على صور عالية الدقة من الخلايا العصبية يوفر وسيلة مفيدة للغاية لاختبار الآثار الضارة للاضطرابات العصبية، وبالتالي، يوفر و...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

وترعى رسوم النشر لهذا المقال من قبل MBF العلوم البيولوجية.

Acknowledgements

This research was supported by grants from the LuMind Foundation, Research Down Syndrome, and the Alzheimer’s Association (AS). CP was partially supported by a faculty development grant from the College of Nursing and Health Professions at Arkansas State University.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Modified Golgi-cox staining solution Weill Cornell Medical CollegeNAstore at 4°C till use
1x Developing Solution (Stock 10x)Weill Cornell Medical CollegeNAstore at 4°C till use
30% Sucrose,SigmaCAS # 57-50-1make fresh  in ddH2O
0.3% GelatinSigmaCAS # 9000-70-8NA
Graded Ethanol Solutions (20%, 30%, 40%, 50%, 80%. 90%, 95%. 100%)SigmaCAS 603-003-00-5NA
XyleneSigmaCAS # 1330-20-7NA
DPX MediumEMS #13510NA
Superfrost (+) whiteElectron Microscopy Sciences71869-10NA
Coverslip 22x50mm (VWR #48393-059)VWR #4811-703NA
DCX AntibodySanta Cruz Biotechnologysc-80664 C
DABSigmaCAS Number 91-95-2  -20
OCTTissue-tek4583NA
TrisSigmaCAS Number 77-86-1  NA
ABC LiteVectorPK4000NA
MicroscopeNikonEclipse 80i
Digital CameraNikonDS-Ri1
12 bit Camera QImaging 01 MBF2000RF-CLR-12
Neurolucida SystemMBF BioscienceV.10
Image Composite EditorMicrosoft1.4.4.0
NIS ElementsNikonF 3.0
Image Pro PlusMediacyVersin 7.00

References

  1. Bosch, M., Hayashi, Y. Structural plasticity of dendritic spines. Curr Opin Neurobiol. 22 (3), 383-388 (2012).
  2. Isaac, J. T. The synapse: center stage for many brain diseases. The Journal of Physiology. 587 (4), 727-729 (2009).
  3. Sheng, M., Sabatini, B. L., Südhof, T. C. Synapses and Alzheimer’s disease. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. , a005777(2012).
  4. Alvarez, V. A., Sabatini, B. L. Anatomical and physiological plasticity of dendritic spines. Annu Rev Neurosci. 30, 79-97 (2007).
  5. Huttenlocher, P. R. Dendritic development in neocortex of children with mental defect and infantile spasms. Neurology. 24 (3), 203-210 (1974).
  6. Marin-Padilla, M. Double origin of the pericellular baskets of the pyramidal cells of the human motor cortex: a Golgi study. Brain Res. 38 (1), 1-12 (1972).
  7. Dang, V., et al. Formoterol, a long-acting β2 adrenergic agonist, improves cognitive function and promotes dendritic complexity in a mouse model of Down syndrome. Biol Psychiatry. 75 (3), 179-188 (2014).
  8. Dobrović, B., Curić, G., Petanjek, Z., Heffer, M. Dendritic morphology and spine density is not altered in motor cortex and dentate granular cells in mice lacking the ganglioside biosynthetic gene B4galnt1 A quantitative Golgi cox study. Coll Antropol. 35 (Suppl 1), 25-30 (2011).
  9. Dijkmans, T. F., van Hooijdonk, L. W., Fitzsimons, C. P., Vreugdenhil, E. The doublecortin gene family and disorders of neuronal structure. Cent Nerv Syst Agents Med Chem. 10 (1), 32-46 (2010).
  10. Guerra, E., Pignatelli, J., Nieto-Estévez, V., Vicario-Abejón, C. Transcriptional regulation of olfactory bulb neurogenesis. Anat Rec. 296 (9), 1364-1382 (2013).
  11. Imayoshi, I., Shimojo, H., Sakamoto, M., Ohtsuka, T., Kageyama, R. Genetic visualization of notch signaling in mammalian neurogenesis. Cell Mol Life Sci. 70 (12), 2045-2057 (2013).
  12. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J Vis Exp. (65), 3564-3510 (2012).
  13. Das, G., Reuhl, K., Zhou, R. The Golgi-Cox method. Methods Mol Biol. 1018, 313-321 (2013).
  14. Juraska, J. M. Sex differences in developmental plasticity in the visual cortex and hippocampal dentate gyrus. Prog Brain Res. 61, 205-214 (1984).
  15. Gao, X., Deng, P., Zao, C. X., Chen, J. Moderate traumatic brain injury causes acute dendritic and synaptic degeneration in the hippocampal dentate gyrus. PLoS One. 6 (9), e24566(2011).
  16. Zhang, L., Hernández, V. S., Estrada, F. S., Luján, R. Hippocampal CA field neurogenesis after pilocarpine insult: The hippocampal fissure as a neurogenic niche. J Chem Neuroanat. 56, 45-57 (2014).
  17. Merz, K., Lie, D. C. Evidence that Doublecortin is dispensable for the development of adult born neurons in mice. PLoS One. 8 (5), e62693(2013).
  18. Hussaini, S. M., et al. Heat-induced antigen retrieval: an effective method to detect and identify progenitor cell types during adult hippocampal neurogenesis. J Vis Exp. (78), (2013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

97 Doublecortin

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved