JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

وتبين لنا إجراءات الزرع وتسجيل جراحية لقياس الإشارات الكهربية البصرية من العين (مخطط كهربية) والدماغ (البصرية أثار المحتملة) في الفئران واعية، والتي هي أكثر مشابهة لحالة الإنسان حيث تجرى التسجيلات دون يفند التخدير.

Abstract

في مخطط كهربية كامل الحقل (أرج) وأثار احتمال البصرية (VEP) هي أدوات مفيدة لتقييم شبكية العين ووحدة المسار البصرية في كل من المختبرات والمرافق الصحية. حاليا، يتم تنفيذ القياسات أرج وVEP قبل السريرية مع التخدير لضمان مواضع الكهربائي مستقرة. ومع ذلك، فقد ثبت وجود جدا من التخدير لتلويث الاستجابات الفسيولوجية الطبيعية. للتغلب على هذه يفند التخدير، ونحن نطور منصة جديدة لفحص أرج وVEP في الفئران واعية. يتم زرع أقطاب كهربائية جراحيا دون conjunctivally على العين لفحص وأرج وepidurally على القشرة البصرية لقياس VEP. وهناك مجموعة من السعة وحساسية / ويعاير المعلمات توقيت لكل من أرج وVEP في زيادة الطاقات مضيئة. وتظهر إشارات أرج وVEP أن تكون مستقرة ويمكن تكرارها لمدة 4 أسابيع على الأقل زرع بعد الجراحة. هذه القدرة على تسجيل إشارات أرج وVEP بدون تخدير يفند في الصورة قبل السريريةيجب etting توفير الترجمة متفوقة على البيانات السريرية.

Introduction

وأرج وVEP هي مينيملي في أدوات الجسم الحي لتقييم سلامة مسارات شبكية العين والبصرية على التوالي في كل من مختبر وعيادة. في الميدان الكامل أرج غلة الموجي المميز الذي يمكن تقسيمها إلى مكونات مختلفة، مع كل عنصر يمثلون فئات مختلفة من الخلايا من 1،2 المسار الشبكية. يتكون الكلاسيكية كامل الحقل أرج الموجي من المنحدر الأولي السلبي (أ الموجة)، وهو ما ثبت لتمثيل مبصرة آخر نشاط ضوء التعرض 2-4. ويتبع الموجة من قبل الموجي ايجابي كبير (ب الموجة) والذي يعكس النشاط الكهربائي للشبكية العين المتوسطة، في الغالب الخلايا ON-القطبين 5-7. وعلاوة على ذلك، يمكن للمرء أن تختلف الطاقة مضيئة وبين التحفيز الفاصل الزمني لعزل مخروط من ردود قضيب 8.

فلاش VEP يمثل إمكانات الكهربائية من قشرة الدماغ والبصرية الجذعية ردا على التحفيز ضوء في شبكية العين9،10. هذا الموجي يمكن تقسيمها إلى مكونات المبكرة والمتأخرة، مع مكون في وقت مبكر مما يعكس نشاط الخلايا العصبية في مسار retino-geniculo مخططة 11-13 والراحل عنصر يمثلون معالجة القشرية التي أجريت في مختلف الصفائح V1 في الفئران 11،13. وبالتالي قياس وقت واحد من أرج وVEP بإرجاع تقييم شامل للهياكل المعنية في مسار البصرية.

حاليا، من أجل تسجيل الكهربية في الحيوانات، ويعمل التخدير لتمكين وضع مستقر من الأقطاب الكهربائية. وكانت هناك محاولات لقياس أرج وVEP في الفئران واعية 14-16 ولكن هذه الدراسات استخدمت الإعداد السلكية، التي يمكن أن تكون مرهقة وربما يؤدي إلى إجهاد الحيوان عن طريق تقييد حركة الحيوانات والسلوك الطبيعي 17. مع التطورات الحديثة في مجال التكنولوجيا اللاسلكية بما في ذلك تحسين التصغير وعمر البطارية، فمن الممكن الآن لتنفيذ نهج القياس عن بعد لأرج لد تسجيل VEP، وخفض الإجهاد المرتبطة التسجيلات السلكية وتحسين جدوى على المدى الطويل. وقد أثبتت زرع مستقرة داخليا بالكامل من تحقيقات القياس عن بعد لتكون ناجحة لرصد مزمن في درجة الحرارة وضغط الدم 18، النشاط 19 وكذلك كهربية 20. وهذا التقدم في التكنولوجيا تساعد أيضا مع التكرار والاستقرار التسجيلات واعية، وزيادة فائدة للمنبر للدراسات المزمنة.

Protocol

وأجريت التجارب على الحيوانات وفقا للقانون الاسترالي لرعاية واستخدام الحيوانات لأغراض العلمية (2013): الأخلاق بيان. تم الحصول على موافقة الأخلاق الحيوانية من لجنة أخلاقيات الحيوان، جامعة ملبورن. المواد هنا هي لتجارب معملية فقط، وليس المقصود للاستخدام الطبي أو الطب البيطري.

1. أقطاب إعداد

ملاحظة: يتم استخدام الارسال ثلاث قنوات لزرع الجراحية والتي تمكن 2 أرج وتسجيل 1 VEP التي ستجرى في وقت واحد. لا بد من الطراز قبل في شكل حلقة قبل الزرع من أجل نعلق على العين أقطاب خاملة ثلاثة النشطة وثلاثة. لأغراض تحديد الهوية، وقد أرفقت الشركة المصنعة الأقطاب الفاعلة في نصف أبيض، أغلفة بلاستيكية ملونة نصف في حين يتم تغطية أقطاب خاملة في الأغماد كاملة ملونة. تبقى القطب الأرض (واضح غمد البلاستيك) لم يتغير. لجميع العاملين وغير العاملين بالكهرباءسلوك قصائد الخطوات 1.1، 1.2، 1.3 و 1.7.

  1. لفك جديلة المزدوجة الذين تقطعت بهم السبل القطب الفولاذ المقاوم للصدأ مع اثنين من كماشة الرؤوس الجميلة.
  2. تقليم واحد من فروع الفولاذ المقاوم للصدأ (حوالي 1 سم من الحافة)، وترك ضفيرة واحدة لفترة أطول على التوالي المتبقية لتشكيل قطب حلقة.
  3. أضعاف واحد حبلا الصلب المقاوم للصدأ الظهر على نفسها وتطور، وتشكيل عصابة على نحو سلس في طرف القطب.
  4. لأرج الأقطاب النشطة الأزياء هذه الحلقة ~ 0،2-0،5 مم في القطر من قبل التواء في قاعدة حلقة (للغرض المبين هنا، وشكل قطبين النشطة في هذا الطريق لتسجيل أرج من كلتا العينين)، ولأرج غير نشطة و أقطاب VEP جعل قطر حلقة ~ قطرها 0.8 ملم (في هذا المثال، القيام بذلك لأحد القطب VEP نشط وجميع أقطاب خاملة ثلاثة).
  5. ربط الدائري VEP القطب نشط حول المسمار الفولاذ المقاوم للصدأ (قطر 0.7 ملم، وطول 3 ملم) حتى القطب تقع على رأس المسمار.
  6. هووك 3 أقطاب خاملة (2 أرج، 1 VEP) حول المسمار الثاني الفولاذ المقاوم للصدأ (قطر 0.7 ملم، وطول 3 ملم).
  7. سحب الغلاف البلاستيكي إلى الأمام على نهايات حادة من حبلا اثنين من الفولاذ المقاوم للصدأ للحد من تهيج.
  8. تعقيم أجهزة الإرسال القياس عن بعد عن طريق نقع في 2٪ غلوتارالدهيد لأكثر من 10 ساعة على ما يقرب من 25 درجة مئوية. ثم شطف الارسال مع ملحي معقم 3 مرات.

2. الارسال زرع

  1. تحضير الحيوانات
    1. تطهير المنطقة الجراحية قبل التجريب عن طريق تنظيف مع 70٪ من الإيثانول. الأوتوكلاف جميع المعدات الجراحية قبل الاستخدام والحفاظ على المعدات في بالكلورهيكسيدين عندما لا تكون قيد الاستعمال خلال عملية جراحية. تغطية حيوان مع ثنى الجراحية أثناء الجراحة للحفاظ على بيئة معقمة. ضمان جميع المجربون ارتداء الأقنعة الجراحية، قفازات معقمة والعباءات.
    2. لحث التخدير مع 1،5-2٪ الأيزوفلورين، بمعدل تدفق من 3 لتر / دقيقة وmaintaiنيد في 1،5-2٪ في 2 لتر / دقيقة طوال الجراحة. تأكيد عمق كاف من التخدير من غياب منعكس دواسة على معسر العضلات بين أصابع القدم.
    3. حلاقة منطقة × 30 ملم 40 ملم على البطن من أعلى الفخذ إلى عظمة القص.
    4. حلاقة منطقة × 20 ملم 30 ملم على جبهته، الخلفي للعين والأمامي للآذان.
    5. تطهير المناطق حلق اثنين. للمنطقة الجبين تطهير مع بوفيدون اليود 10٪ ثلاث مرات (تجنب استخدام المطهرات التي تحتوي على الكحول لمنطقة قريبة من العين، كونها تتفق مع معيار الممارسة التي وضعتها رابطة التكنولوجيين الجراحية). على البطن تطهير مع 10٪ اليود البوفيدون و 70٪ من الإيثانول.
    6. تطبيق 1 قطرة من proxymetacaine إلى القرنية للتخدير الموضعي إضافية.
    7. تطبيق 1 قطرة من الصوديوم كربوكسي ميثيل سلولوز إلى القرنية لمنع جفاف العينين.
  2. زرع الجراحية
    1. جعل شق 10 ملمعلى الرأس على طول خط الوسط العمودي بين الأذنين مع مشرط جراحي.
    2. جعل شق 5 ملم على البطن من خلال طبقة الجلد على طول خط الوسط تحت عظمة القص.
    3. نفق 5 مم قنية تحت الجلد من شق البطن إلى شق رأسه.
    4. تغذية الأسلاك الكهربائي (3 النشطة والخاملة 3) من الارسال من خلال قنية من البطن إلى الرأس.
    5. ترك القطب المرجعية مع قاعدة الارسال وتغطية غيض الكهربائي مع الشاش المعقم.
    6. تغطية نصائح القطب (3 النشطة والخاملة 3) مع الشاش المعقم.
    7. تأمين رأس فأر إلى منصة التجسيمي.
    8. تمديد شق الجبهة إلى 30mm وفي الطول مع مقص جراحي.
    9. فضح منطقة العمليات الجراحية من قبل التراجع الجلد المترهل مع 2 خيوط (3-0) في ~ 3 و 09:00.
    10. كشط غشاء العظم المغطي الجمجمة باستخدام الشاش المعقم لفضح bregma، امدا وخط الوسط الغرز.
    11. حفر اثنين من الثقوب من خلال الجمجمة في VEP نشط (7 ملم بطني إلى bregma 3 مم الجانبي إلى خط الوسط) وغير نشط (5 مم منقاري إلى bregma على خط الوسط) التجسيمي تنسق.
    12. إرفاق VEP الأقطاب النشطة وغير النشطة مع مسامير المرفقة قبل الفولاذ المقاوم للصدأ (قطر 0.7 ملم، وطول 3 ملم) في الجمجمة مع صغيرة برغي سائق ل~ 1 مم في العمق في الثقوب ولم يضف. هذه المراسي المسمار حتى العظم دون الإضرار الأنسجة القشرية الكامنة.
    13. لزرع الأقطاب أرج النشطة استخدام 8-0 خياطة التراجع مؤقتا الجفن العلوي.
    14. اضافة الى وجود 16 إلى 21 G قنية تحت الجلد من وراء العين وصولا إلى القبو الملتحمة متفوقة.
    15. إزالة الإبرة التوجيهية.
    16. تغذية القطب نشط عن طريق القسطرة البلاستيكية تقصير من الجبهة نحو العين. ثم إزالة القسطرة البلاستيكية.
    17. استخدام الخيط مؤقتة (8-0)، والتي هي الخيوط من خلال حلقة الكهربائي، لمنع كهربائيtrode من التراجع إلى الخلف داخل النفق.
    18. جعل شق 0.5 ملم على الملتحمة متفوقة في 12:00، 1 ملم وراء حوف. استخدام تشريح حادة لفضح الصلبة الأساسية.
    19. زرع و8-0 أو 9-0 خياطة فورا وراء حوف في نصف سماكة الصلبة.
    20. إزالة خياطة مؤقتة من أرج القطب النشط.
    21. مرساة القطب أرج النشط للنصف خياطة سماكة الصلبة من خلال ربط 3 عقدة متتالية ضمان غيض من القطب يقع بالقرب من حوف.
    22. إغلاق رفرف الملتحمة باستخدام 1-2 الغرز توقف (8-0 9 - 0). تأكد من أن الملتحمة يغطي تماما القطب أرج لتحسين وسائل الراحة.
    23. إزالة جفن التراجع خياطة.
    24. كرر الإجراء للعين المقابل.
    25. تطبيق هلام cyanoacrylate على الجمجمة لتأمين جميع مسامير غير القابل للصدأ والأسلاك الكهربائي. لا يتم سحبها ضمان الأقطاب أرج النشطة ضيقة جدا قبل تأمين أونحركات العين قادرة.
    26. إغلاق جرح في الرأس باستخدام غير قابل للامتصاص 3-0 خياطة.
    27. تدوير القوارض لفضح منطقة البطن. إطالة شق الجلد في منطقة البطن إلى 40 ملم على طول الخط الأبيض مع مقص جراحي.
    28. جعل شق 35 ملم من خلال الجدار العضلي الداخلي لفضح تجويف البطن الداخلي.
    29. باستخدام اثنين من الغرز (3-0) إرفاق الجسم الإرسال إلى الجانب الأيمن باليد جدار البطن الداخلي الحيوان. تجنب الاتصال الكبد.
    30. حلقة القطب الأرض وآمنة في هذا الشكل مع خياطة (3-0). وضعه مجانا عائمة في تجويف البطن.
    31. إغلاق الصفاق باستخدام خياطة مستمرة (3-0).
    32. إغلاق شق الجلد باستخدام الخيوط الجراحية توقف (3-0).
  3. الرعاية اللاحقة للعمليات الجراحية
    1. مراقبة الحيوانات حتى استعاد وعيه كافية للحفاظ على الاستلقاء القصية. منزل الحيوان منفردة بعد الجراحة.
    2. إدارة carprأوفن تحت الجلد لتسكين الألم (5 ملغ / كلغ) مرة واحدة يوميا لمدة 4 أيام.
    3. إضافة المضادات الحيوية عن طريق الفم وقائية (Enrofloxin، 5 مغ / كغ) إلى مياه الشرب لمدة 7 أيام بعد الجراحة.
    4. تطبيق مرهم مضاد للالتهابات لمواقع شق الجلد للحد من تهيج لأول 7 أيام بعد الجراحة.

3. السلوك أرج وVEP التسجيلات في الجرذان واعية

  1. الظلام التكيف مع الحيوان لمدة 12 ساعة قبل أرج والتسجيلات VEP
  2. إجراء كافة المعالجات التجريبية تحت إضاءة الخافتة الحمراء (17.4 cd.m -2، λ الحد الأقصى = 600 نانومتر)
  3. تطبيق التخدير الموضعي (0.5٪ proxymetacaine) ومعلقا (0.5٪ تروبيكاميد) يسقط إلى القرنية.
  4. توجيه القوارض واعية إلى العرف، رادع واضح.
    ملاحظة: ويبلغ طول هذا الأنبوب البلاستيك يمكن تعديلها لاستيعاب الفئران مختلفة الحجم مع القطر الكلي ثابت عند 60 مم. مدبب الواجهة الأمامية للجهاز للحد من رئيس موvement ويحتوي على ثقوب لتمكين التنفس الطبيعي. هذه الجبهة مدبب تسمح التوافق والاستقرار في رأس الفئران وعيون لفتح المجال فريق Ganzfeld. لاحظ أن القوارض تم متأقلمة إلى رادع (3-5 مناسبات) قبل الجراحة.
  5. وضع القوارض أمام وعاء فريق Ganzfeld مع عيون تتماشى مع افتتاح وعاء.
  6. بدوره على الارسال الساكن عن طريق تمرير المغناطيس داخل ~ 5 سم من جهاز الإرسال. تحقق من أن المرسل هو على طريق التحقق من ضوء حالة الصمام على قاعدة الاستقبال.
  7. جمع إشارات على مجموعة من الطاقات مضيئة (أي -5.6 إلى 1.52 سجل cd.sm -2) كما هو موضح سابقا 21. لفترة وجيزة، متوسط ​​المزيد من الاشارات على الصعيدين باهتة الخفيفة (~ 80 تكرار) وأقل في الطاقة أكثر إشراقا مضيئة (~ 1 تكرار). تدريجيا إطالة فترة interstimulus 1-180 ثانية من الأكثر خفوت لألمع مستوى الضوء.
  8. لعزل قضيب أرجوالاستجابات مخروط الاستفادة من النموذج المزدوج فلاش 8. على سبيل المثال، والشروع في اثنين من ومضات في cd.sm 1.52 سجل -2 مع 500 مللي ثانية الفاصلة بين التحفيز في ما بينهما.
  9. لتسجيل إشارات VEP، متوسط ​​20 يكرر في الطاقات إشراقا مضيئة (أي 1.52 سجل cd.sm -2، 5 ثانية الفاصلة بين التحفيز).
  10. لتقييم الاستقرار الزرع، والتي يتم تقييمها من قبل التباين إشارة مرور الوقت، وإجراء أرج وVEP التسجيلات 7 و 10 و 14 و 21 و 28 يوما بعد الجراحة.
  11. وبعد فترة تجريبية، الموت ببطء الفئران عن طريق الحقن intracardial من pentobarbiturate (1.5 مل / كغ) بعد الكيتامين: التخدير زيلازين (12: 1 ملغ / كلغ).

النتائج

يتم تحليل استجابة مستقبلة للضوء عن طريق تركيب تأخر التمويه على الحافة الأمامية من الطرف الهابطة الأولي للاستجابة أرج في أعلى 2 الطاقات مضيئة (1.20، 1.52 سجل CSM -2) لكل حيوان، استنادا إلى نموذج من الحمل وبف 22، صيغت من قبل هود وبيرش 23. ترجع ?...

Discussion

ونظرا لطبيعة الغازية الحد الأدنى من الكهربية البصرية، وتجرى أرج وVEP التسجيلات في المرضى من البشر في ظل ظروف واعية وتتطلب سوى استخدام التخدير الموضعي لوضع قطب كهربائي. في المقابل، يجري الكهربية البصرية في النماذج الحيوانية التقليدية تحت التخدير العام لتمكين مستقر و?...

Disclosures

RG and RF are employees to the commercial funder of this research (Pfizer Neusentis and Pfizer Global Research). MI was an employee of Pfizer Global Research during this research and is currently an employee of Proteostasis Therapeutics (Cambridge, USA).

Acknowledgements

JC would like to acknowledge the David Hay Memorial Fund, The University of Melbourne for financial support in writing this manuscript. Funding for this project was provided by an ARC Linkage grant 100200129 (BVB, AJV, CTON).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
BioamplifierADInstrumentsML 135Amplifies ERG and VEP signals
Carboxymethylcellulose sodium 1.0%AllerganCAS 0009000-11-7Maintain corneal hydration during surgery
Carprofen 0.5%Pfizer Animal Health GroupCAS 53716-49-7Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment
Chlorhexadine 0.5%Orion Laboratories27411, 80085Disinfection of surgical instrument
Cyanoacrylate gel activatorRS components473-439Quickly dries cyanoacrylate gel
Cyanocrylate gel RS components473-423Fix stainless screws to skull
Dental burrStorz Instruments, Bausch and LombE0824AMiniature drill head of ~ 0.7 mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws
DrillBoschDremel 300 seriesAutomatic drill for trepanning
EnrofloxinTroy LaboratoriesProphylactic antibiotic post surgey
Ganzfeld integrating spherePhotometric Solutions InternationalCustom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size
Gauze swabsMultigate Medical Products Pty Ltd57-100BDries surgical incision and exposed skull surface during surgery
Isoflurane 99.9%Abbott Australasia Pty LtdCAS 26675-46-7Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery
Kenacomb ointmentAspen Pharma Pty LtdTo reduce skin irritation and itching after surgery
Luxeon LEDsPhillips Lighting Co.For light stimulation, twenty 5 W and one 1 W LEDs, controlled by Scope software
Needle (macrosurgery)World Precision Instruments501959for suturing abdominal and head surgery, used with 3 - 0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15 mm
Needle holder (macrosurgery)World Precision Instruments500224To hold needle during abdominal and head surgery
Needle holder (microsurgery)World Precision Instruments555419NTTo hold needle during ocular surgery
Optiva catheterSmiths Medical International LTD16 or 21 GGuide corneal active electrodes from skull to conjunctiva
Povidone iodine 10%Sanofi-AventisCAS 25655-41-8Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 ml
Powerlab data acquisition systemADInstrumentsML 785Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter
Proxymetacaine 0.5%Alcon Laboratories CAS 5875-06-9Topical ocular analgesia
Restrainercutom madeFront of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm. 
Scapel bladeR.G. Medical SuppliesSNSM0206For surgical incision
Scissors (macrosurgery)World Precision Instruments501225for cutting tissue on the abodmen and forhead
Scissors (microsurgery)World Precision Instruments501232To dissect the conjunctiva for electrode attachment
Scope SoftwareADInstrumentsversion 3.7.6Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data
ShaverOsterGolden A5Shave fur from surgical areas
Stainless streel screws MicroFastenersL001.003CS3040.7 mm shaft diameter, 3 mm in length 
Stereotaxic frameDavid KopfModel 900A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull
Surgical drapeVital Medical SuppliesGM29-612EEEnsure sterile enviornment during surgery
Suture (macrosurgery)Ninbo medical needles3-0for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60 cm
Suture needle (microsurgery)Ninbo medical needles8-0 or 9-0for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1 × 5, 30 cm
Telemetry data converter DataSciences InternationalR08allows telemetry signal to interface with data collection software
Telemetry Data Exchange MatrixDataSciences InternationalGathers data from transmitters, pair with receiver
Telemetry data receiverDataSciences InternationalRPC-1Receives telemetry data from transmitter
Telemetry transmitterDataSciences InternationalF50-EEE3 channel telemetry transmitter
Tropicamide 0.5%Alcon Laboratories Iris dilation
Tweezers (macrosurgery)World Precision Instruments500092Manipulate tissues during abdominal and head surgery
Tweezers (microsurgery)World Precision Instruments500342Manipulate tissues during ocular surgery

References

  1. Frishman, L. J. . Origins of the Electroretinogram. , (2006).
  2. Granit, R. The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve. J Physiol. 77, 207-239 (1933).
  3. Brown, K. T. The eclectroretinogram: its components and their origins. Vision Res. 8, 633-677 (1968).
  4. Brown, K. T., Murakami, M. Biphasic Form of the Early Receptor Potential of the Monkey Retina. Nature. 204, 739-740 (1964).
  5. Kline, R. P., Ripps, H., Dowling, J. E. Generation of b-wave currents in the skate retina. Proc Natl Acad Sci U S A. 75, 5727-5731 (1978).
  6. Krasowski, M. D., et al. Propofol and other intravenous anesthetics have sites of action on the gamma-aminobutyric acid type A receptor distinct from that for isoflurane. Mol Pharmacol. 53, 530-538 (1998).
  7. Stockton, R. A., Slaughter, M. M. B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity. J Gen Physiol. 93, 101-122 (1989).
  8. Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. The contribution of cone responses to rat electroretinograms. Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).
  9. Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation. Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).
  10. Sand, T., Kvaloy, M. B., Wader, T., Hovdal, H. Evoked potential tests in clinical diagnosis. Tidsskr Nor Laegeforen. 133, 960-965 (2013).
  11. Brankack, J., Schober, W., Klingberg, F. Different laminar distribution of flash evoked potentials in cortical areas 17 and 18 b of freely moving rats. J Hirnforsch. 31, 525-533 (1990).
  12. Creel, D., Dustman, R. E., Beck, E. C. Intensity of flash illumination and the visually evoked potential of rats, guinea pigs and cats. Vision Res. 14, 725-729 (1974).
  13. Herr, D. W., Boyes, W. K., Dyer, R. S. Rat flash-evoked potential peak N160 amplitude: modulation by relative flash intensity. Physiol Behav. 49, 355-365 (1991).
  14. Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies. Neural Plast. 11, 241-250 (2004).
  15. Szabo-Salfay, O., et al. The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats. Brain Res Bull. 56, 7-14 (2001).
  16. Valjakka, A. The reflection of retinal light response information onto the superior colliculus in the rat. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 245, 1199-1210 (2007).
  17. Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
  18. Lim, K., Burke, S. L., Armitage, J. A., Head, G. A. Comparison of blood pressure and sympathetic activity of rabbits in their home cage and the laboratory environment. Exp Physiol. 97, 1263-1271 (2012).
  19. Nguyen, C. T., Brain, P., Ivarsson, M. Comparing activity analyses for improved accuracy and sensitivity of drug detection. J Neurosci Methods. 204, 374-378 (2012).
  20. Ivarsson, M., Paterson, L. M., Hutson, P. H. Antidepressants and REM sleep in Wistar-Kyoto and Sprague-Dawley rats. Eur J Pharmacol. 522, 63-71 (2005).
  21. He, Z., Bui, B. V., Vingrys, A. J. The rate of functional recovery from acute IOP elevation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 4872-4880 (2006).
  22. Lamb, T. D., Pugh, E. N. A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors. J Physiol. 449, 719-758 (1992).
  23. Hood, D. C., Birch, D. G. Rod phototransduction in retinitis pigmentosa: estimation and interpretation of parameters derived from the rod a-wave. Invest Ophthalmol Vis Sci. 35, 2948-2961 (1994).
  24. Charng, J., et al. Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats. PLoS Onez. 8, e74172 (2013).
  25. Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmari, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat. Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 2083-2088 (2001).
  26. Meeren, H. K., Van Luijtelaar, E. L., Coenen, A. M. Cortical and thalamic visual evoked potentials during sleep-wake states and spike-wave discharges in the rat. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 108, 306-319 (1998).
  27. Nair, G., et al. Effects of common anesthetics on eye movement and electroretinogram. Doc Ophthalmol. 122, 163-176 (2011).
  28. Amouzadeh, H. R., Sangiah, S., Qualls, C. W., Cowell, R. L., Mauromoustakos, A. Xylazine-induced pulmonary edema in rats. Toxicol Appl Pharmacol. 108, 417-427 (1991).
  29. Charng, J., et al. Retinal electrophysiology is a viable preclinical biomarker for drug penetrance into the central nervous system. J Ophthalmol. , (2016).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

112

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved