JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف هذا البروتوكول استخدام استراتيجية الصرف عازلة القائم على microfluidics بالقصور الذاتي لتنقية الصغير / جسيمات متناهية الصغر خلايا هندسيا مع نضوب الفعال للجزيئات غير منضم.

Abstract

خلايا الهندسة مع الصغير تحميل النشط العنصر / النانوية (NPS) أصبحت وسيلة شعبية متزايدة لتعزيز الخصائص العلاجية الأم، تمكين التصوير الحيوية والسيطرة على النمط الظاهري الخلية. ثمة مسألة حاسمة بعد تلقى العناية الكافية لعدد كبير من الجسيمات التي لا تزال غير منضم بعد خلية وضع العلامات التي لا يمكن إزالتها بسهولة عن طريق الطرد المركزي التقليدي. وهذا يؤدي إلى زيادة في الضوضاء الخلفية التصوير الحيوي، ويمكن نقلها آثار تحول إلى خلايا غير المستهدفة المجاورة. في هذا البروتوكول، ونحن تقديم استراتيجية بالقصور الذاتي القائم على microfluidics عازلة الصرف توصف بأنها دين تدفق التقطير (الأمر الواقع) للفصل بين كفاءة الخلايا المسمى من مصادر القدرة النووية حرة بطريقة إنتاجية عالية. وmicrodevice دوامة المتقدمة يسهل جمع المستمر (> الانتعاش خلية 90٪) من الخلايا تنقيته (THP-1 واللجان الدائمة) معلقة في حل العازلة الجديد، في حين تحقيق نضوب> 95٪ من صبغة الفلورسنت غير منضم أو مصادر القدرة النووية صبغ تحميل (سيلالحلف أو PLGA). هذه خطوة واحدة، تمكن استراتيجية تنقية الخلايا القائم على حجم الخلية عالية التجهيز الإنتاجية (10 6 خلية / دقيقة)، ومفيدة للغاية لتنقية الخلايا حجم كبير من جسيمات متناهية الصغر هندسيا خلايا / الدقيقة لتحقيق التطبيق السريري مجانا للتدخل.

Introduction

هندسة الخلايا الصغيرة / النانوية محملة كيل (NPS) هو بسيط الجيني خالية من التكامل، وتنوعا طريقة، لتعزيز قدرة bioimaging وزيادة / تكملة خصائصه العلاجية المحلية في مجال الطب التجديدي. وتتحقق 1-3 التعديلات الخلوية التي كتبها وصفها غشاء البلازما أو الهيولى مع التركيز الزائد من مصادر القدرة النووية محملة كيل لتشبع مواقع الربط. ومع ذلك، فإن العيب الرئيسي لهذا الأسلوب هو كميات كبيرة من الجزيئات غير منضم المتبقية في حل بعد عمليات الخلية وضع العلامات، والتي من المحتمل أن نخلط التحديد الدقيق للخلايا المهندسة الجسيمات أو تعقيد النتائج العلاجية. 4،5 وبالإضافة إلى ذلك، والتعرض لمصادر القدرة النووية التي تحتوي التحويلية وكلاء (عوامل النمو، القشرية، وما إلى ذلك) في تركيز عال بشكل مفرط يمكن أن يسبب السمية الخلوية والتعرض المهدورة ربما تتسبب في عواقب غير مقصودة على الخلايا غير المستهدفة. حتى لشركات الطيران الجسيمية التي تضم سو المواد "حيويا" [على سبيل المثال، بولي (اللبنيك المشترك حمض الجليكوليك)، PLGA] يمكن أن تحرض على استجابات الخلايا المناعية فعالة في ظل ظروف معينة أيضا. 6 وهذا أمر محفوف بالمخاطر وخاصة في الأشخاص الذين يعانون ضعف المناعة (مثل التهاب المفاصل الروماتويدي) التي يحتمل التأخير النظامية إزالة جسيمات متناهية الصغر. 7 وهكذا، وإزالة فعالة من جزيئات حرة قبل إدخال الخلايا المهندسة الجسيمات ذات أهمية كبيرة لتقليل سميته والحد من التعرض للاساءة الى جزيئات محملة عامل في الجسم الحي.

وكثيرا ما يستخدم التقليدي التدرج الطرد المركزي لفصل خلايا هندستها من جزيئات حرة ولكن شاقة وتشغيلها في دفعة واسطة. وعلاوة على ذلك، اجهادات القص التي تمر بها الخلايا أثناء عالية السرعة الطرد المركزي ومقومات المتوسطة الكثافة التدرج قد تعرض سلامة الخلية و / أو سلوك الخلية النفوذ. 8 على microfluidics هو بديلا جذابا مع بغازيتكنولوجيات الفصل األطراف بما في ذلك النزوح الأفقي القطعية (DLD) 9، dieletrophoresis 10،11 وacoustophoresis 12 ضعت لفصل جزيئات صغيرة والتطبيقات الصرف العازلة. ومع ذلك، هذه الأساليب تعاني من سرعة منخفضة (1-10 ميكرولتر · دقيقة - 1) وتكون عرضة للانسداد القضايا. تتطلب فصل النشطة مثل أساليب تعتمد على dielectrophoresis أيضا اختلافات في الظواهر خلية dielectrophoretic الجوهرية أو خطوات إضافية خلية وضع العلامات لتحقيق الانفصال. ويشمل اتباع نهج أكثر واعدة على microfluidics بالقصور الذاتي - الهجرة الجانبية للجزيئات أو خلايا عبر يبسط إلى التركيز على مواقع متميزة نظرا لقوات رفع المهيمنة (F L) في ارتفاع عدد رينولدز (إعادة) 13 نظرا لظروف تدفق عالية، وقرار حجم متفوقة. وكثيرا ما تم استغلاله لتطبيقات الصرف على أساس حجم فصل الخلية 14،15 والعازلة. 16-18 Howeveص، يبقى أداء البورصة عازلة الفقراء مع حل الملوثات ~10-30٪ كما تبقى عادة الخلايا فصل على مقربة من الحدود بين الحلول الأصلية وعازلة جديد 16-18 الأهم من ذلك أن توزيع حجم الخلايا المستهدفة أن تكون مماثلة لتحقيق بالقصور الذاتي الدقيق التركيز والانفصال عن حل العازلة الأصلي الذي يطرح قضية لا سيما في معالجة أنواع غير متجانسة الحجم الخلايا مثل الخلايا الجذعية الوسيطة (اللجان الدائمة). 19

لقد سبق وضعها تقنية جديدة خلية على microfluidics بالقصور الذاتي الفرز ووصف عميد تدفق التقطير (الأمر الواقع) لعزل تعميم الخلايا السرطانية (CTCs) 20 والبكتيريا 21 من الدم الكامل باستخدام 2-مدخل، 2-منفذ جهاز متناهية دوامة. في هذا البروتوكول الفيديو، فإننا سوف وصف عملية وضع العلامات THP-1 الخلايا (الإنسان حاد خط خلية سرطان الدم الوحيدات) تعليق حيدي (~ 15 ميكرون)، واللجان الدائمة (10-30 ميكرون) مع calcein-Loaded مصادر القدرة النووية، يليه تصنيع وتشغيل microdevice دوامة قوات الأمر الواقع لاستعادة كفاءة من الخلايا المسمى وإزالة تلك المصادر غير منضم. تمكن 22 هذه الاستراتيجية تنقية خطوة واحدة الانتعاش المستمر للتعليق وصفت والخلايا الملتصقة مع وقف التنفيذ في حل العازلة جديدة دون الطرد المركزي. وعلاوة على ذلك، فإنه يمكن معالجة ما يصل إلى 10 مليون خلية · مل -1، وكثافة الخلايا قابلة للتطبيقات الطب التجديدي.

Protocol

1. النانوية (NPS) وصفها من الخلايا الجذعية الوسيطة وحيدات

  1. ثقافة الخلايا الجذعية الوسيطة (اللجان الدائمة) في المتوسط ​​تعديل النسر Dulbecco وفي (DMEM) تستكمل مع 10٪ مصل الجنين البقري (FBS) والمضادات الحيوية ل≥80٪ confluency قبل وضع العلامات. وبالمثل، ثقافة THP-1 الخلايا (آي تي سي سي) في معهد روزويل بارك التذكاري (RPMI) 1640 المتوسطة تستكمل مع FBS 10٪ لكثافة ~ 10 6 خلية / مل.
  2. مصادر القدرة النووية الحمل السيليكا (~ 500 ميكرون) مع الحل calcein صبغ (200 ميكرومتر) باستخدام التحريك بين عشية وضحاها. افتعال PLGA-calcein AM (CAM) باستخدام بروتوكول سبق وصفها. 22
    1. حل 250 CAM ميكروغرام و 100 ملغ PLGA (50:50) في الكلوروفورم في 4 درجات مئوية.
    2. توليد مصادر القدرة النووية مستحلب واحدة باستخدام الخالط عالية السرعة (13600 x ج، 60 ثانية) في درجة حرارة الغرفة. تتبخر الكلوروفورم في غطاء الكيميائية (≥3 ساعة) قبل المجموعة باستخدام الطرد المركزي (3400 x ج لمدة 5 دقائق)، وغسل (disti مزدوجةالمياه lled)، وتجميد التجفيف والتخزين في درجة حرارة -20 درجة مئوية.
  3. احتضان كام PLGA مصادر القدرة النووية (1 ملغ) أو مصادر القدرة النووية السيليكا calcein (150 ميكروغرام) في 0.01٪ بولي-L-ليسين (PLL) الحل في درجة حرارة الغرفة ل15-20 دقيقة.
  4. أجهزة الطرد المركزي في 3400 x ج لمدة 5 دقائق لإزالة الزائد PLL طاف قبل إعادة تعليق NPS في 1 مل من مستنبت منها.
  5. احتضان مصادر القدرة النووية مع الخلايا (اللجان الدائمة أو THP-1، ~ 1-2 × 10 6 خلايا في المجموع) لحوالي 24 ساعة (0.1 ملغ · تركيز مل -1 التوسيم).
  6. فصل وحصاد اللجان الدائمة ملتصقة المسمى باستخدام 2 مل من 0.25٪ التربسين (5 دقائق، 37 ° C) وإرواء مع 6 مل من DMEM. تدور باستمرار في الخلايا (1000 x ج، 4 دقيقة) و resuspend إلى تركيز من 10 مايو - 10 يونيو خلية / مل لمعالجة ميكروفلويديك. استخدام المسمى THP-1 الخلايا (10 مايو - 10 يونيو خلية / مل) مباشرة لتنقية على microfluidics.

2. إعداد جهاز ميكروفلويديك

  1. تصنيع جهاز
    1. افتعال الجهاز دوامة ميكروفلويديك (500 ميكرون (ث) × 115 ميكرون (ح)) مع (PDMS) ثنائي ميثيل بولي سيلوكسان من مجموعة تجارية باستخدام معيار خطوات الطباعة الحجرية الناعمة. 23
    2. خلط 30 غراما من prepolymer قاعدة و 3 ز وكيل علاج تماما في قارب وزنها. دي الغاز الخليط في مجفف لمدة 60 دقيقة لإزالة أي فقاعات الهواء.
    3. يصب الخليط PDMS على القالب الرئيسي رقاقة السيليكون نمط مع تصميم قناة دوامة بعناية إلى ارتفاع ~ 5-10 ملم.
    4. دي الغاز الخليط في فراغ مجفف لمدة 60 دقيقة مرة أخرى لإزالة أي فقاعات الهواء. كرر العملية حتى يتم القضاء على كل الفقاعات.
    5. علاج خليط PDMS في C الفرن 80 درجة لمدة 2 ساعة حتى يتم تعيين PDMS. ضمان عدم إمالة رقاقة خلال علاج لارتفاع الجهاز مستمر.
    6. قطع الجهاز دوامة PDMS باستخدام مشرط وقشر بعناية بلاطة PDMS من القالب الرئيسي.
    7. آرايم حواف الجهاز مع مشرط لضمان سطح أملس للارتباط.
    8. لكمة اثنين من الثقوب (1.5 ملم) لمداخل واثنين من الثقوب (1.5 ملم) لمنافذ على الجهاز PDMS باستخدام خزعة الناخس 1.5 مم.
    9. غسل الجهاز مع الأيزوبروبانول (IPA) لإزالة أي حطام وتجفيف الجهاز في الفرن 80 درجة مئوية لمدة 5 دقائق.
    10. تنظيف السطح السفلي من الجهاز PDMS (مع ميزات القناة) باستخدام الشريط اللاصق.
    11. نظيف جانب واحد من شريحة زجاجية (2 "ب 3") باستخدام الشريط اللاصق.
    12. بعناية وضع وفضح السطوح تنظيف الجهاز PDMS وشريحة زجاجية في غرفة نظافة البلازما وإخضاعها لفراغ لمدة 60 ثانية. بعد ذلك، تبديل على السلطة البلازما إلى الحد الأقصى وخفض ضغط الغرفة حتى تتحول الغرفة وردي اللون.
      1. كشف السطوح لالبلازما الجوية لمدة 60 ثانية. يخلق البلازما أنواع رد الفعل على السطوح المكشوفة من PDMS والزجاج والتي تمكن الرابطة ضيق عندما جلبت الى عالجآل الاتصال. إيقاف الطاقة البلازما والافراج عن الضغط من نظافة البلازما لاسترداد الجهاز والشريحة الزجاجية.
    13. السندات الجهاز PDMS وشريحة زجاجية معا عن طريق الضغط على الأسطح المعرضة للبلازما بإحكام والتأكد من عدم وجود فقاعات محاصرون بين سطحين.
    14. حرارة الجهاز المستعبدين باستخدام موقد وضعت في 80 درجة مئوية لمدة 2 ساعة لتعزيز الترابط.
  2. جهاز تشغيل
    1. قطع قطعتين من الأنابيب (1.52 مم OD) من ~ 15-20 سم للمحاقن مدخل وإرفاق طرف الحقنة (قياس 23) على نهاية واحدة من كل الأنابيب.
    2. قطع قطعتين من الأنابيب (1.52 مم OD) من ~ 5-10 سم للمنافذ ونعلق على ثقوب منفذ الجهاز PDMS.
    3. قبل أخذ عينات التوالي، رئيس يدويا للجهاز مع حقنة تحتوي على 70٪ من الإيثانول حتى يتدفق من الأنبوب منفذ. السماح للاعتصام الإيثانول لمدة 30 ثانية إلى 1 دقيقة لتعقيم الجهاز.
    4. تحميل 30 مل من تصفيتها(0.2 ميكرومتر المسام) العازلة غمد (الفوسفات مخزنة المالحة (PBS) بنسبة 0.1٪ الأبقار مصل الزلال (BSA)) في حقنة 60 مل وتأمين حقنة على ضخ حقنة. ضبط مضخة إلى الإعدادات الصحيحة (حجم الحقنة: 60 مل، المجلد: 60،000 ميكرولتر).
      ملاحظة: إضافة BSA لبرنامج تلفزيوني هو تقليل خلية خلية ملزم وغير محددة ملزمة بين الخلايا والجهاز PDMS.
    5. تحميل 3 مل من الخلايا المسمى في حقنة 3 مل وتأمين حقنة على ضخ حقنة منفصلة. ضبط مضخة إلى الإعدادات الصحيحة (حجم الحقنة: 3 مل، المجلد: 3000 ميكرولتر).
    6. تأكد من عدم وجود فقاعات الهواء محاصرون في الحقن لضمان تدفق مستقر. إزالة أي فقاعات الهواء عن طريق إخراج بلطف بضع قطرات من السائل من فوهة.
    7. ربط نصائح مدخل حقنة وأنابيب للحقن، وإدراجها في مداخل كل من الجهاز (غمد وعينة مدخل). تأكد من عدم وجود فقاعات على طول الأنبوب.
    8. تركيب الأجهزة على وقلبإد المجهر المرحلة على النقيض من التصوير في الوقت الحقيقي خلال خلية عملية الفرز.
    9. تأمين كوب النفايات الصغيرة واثنين من 15 مل أنابيب قريب من الجهاز على المسرح المجهر باستخدام مواد لاصقة.
    10. وضع الأنابيب منفذ في الكأس النفايات.
    11. تعيين نسبة تدفق لعينة لعازلة غمد إلى 1:10 وتبدأ كل من مضخات حقنة لبدء عملية الفرز مثال (: 120 ميكرولتر / دقيقة لعينة حقنة و1،200 ميكرولتر / دقيقة لحقنة غمد، سرعة تدفق قناة ~ 0.38 متر / ثانية ).
    12. تشغيل الجهاز لمدة 1.5 دقيقة لمعدل التدفق لتحقيق الاستقرار. ويمكن التأكد من ذلك من خلال وجود خلايا inertially مركزة بالقرب من الجدار الداخلي قنوات تحت مشرق الميدان مع مرحلة التباين باستخدام كاميرا عالية السرعة (~ 5000 - 10000 لقطة في الثانية (fps)، وقت التعرض: 10-50 μsec).
    13. ضع الأنابيب منفذ في أنابيب مختلفة لجمع eluents من مأخذ خلية ومنفذ النفايات.

النتائج

بعد وصفها الخلايا مع الحيوي التصوير NPS-تحميل عامل بين عشية وضحاها، ويتم حصاد الخلايا المسمى (التي تحتوي على جزيئات الحرة) وتنقيته من قبل قوات الأمر الواقع دوامة microdevice لإزالة مصادر القدرة النووية الحرة في العملية خطوة واحدة (الشكل 1A). تم تصم?...

Discussion

التكنولوجيا قوات الأمر الواقع تنقية الخلايا الموصوفة هنا تمكن فصل سريع ومتواصل من الخلايا المسمى بطريقة إنتاجية عالية. هذا النهج فصل مثالية لحجم العينة كبير أو ارتفاع تركيز خلية تجهيز العينات، وأفضل من الترشيح التي تعتمد على الأغشية التقليدية التي هي عرضة للانسداد...

Disclosures

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

Acknowledgements

Kind gift of THP-1 cells from Dr. Mark Chong and assistance in microfabrication from Dr. Yuejun Kang and Dr. Nishanth V. Menon (School of Chemical and Biomedical Engineering, Nanyang Technological University) were greatly acknowledged. This project was funded by NTU-Northwestern Institute of Nanomedicine (Nanyang Technological University). H.W.H. was supported by Lee Kong Chian School of Medicine (LKCMedicine) postdoctoral fellowship.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Cell lines & Media
Mesenchymal Stem Cells (MSCs)LonzaPT-2501
Dulbecco’s modified Eagle’s medium (DMEM)Lonza12-614F
Fetal Bovine Serum (FBS)Gibco10270-106
THP-1 monocyte cells (THP-1)ATCCTIB-202
Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 mediaLonza12-702F
Reagents & Materials
0.01% poly-L-lysine (PLL)Sigma-AldrichP8920
3 ml SyringeBD302113Syringe 3 ml Luer-Lock
60 ml SyringeBD309653Syringe 60 ml Luer-Lock
Bovine Serum Albumin (BSA)BiowestP6154-100GR
Calcein, AM (CAM)Life TechnologiesC1430
CalceinSigma-AldrichC0875
IsopropanolFisher Chemical#P/7507/17HPLC Grade 2.5 L
Phosphate-Buffered Saline (PBS)Lonza17-516Q/12
Plain Microscope SlidesFisher ScientificFIS#12-550D75 x 25 x 1 mm3
Polydimethylsiloxane (PDMS)Dow CorningSYLGARD® 184
Scotch tape3M2120070204418 mm x 25 m
Silica NPs (∼200 μm)Sigma-Aldrich748161Pore size 4 nm
Syringe TipJEC Technology701830223 G 0.013 x 0.25
Trypsin-EDTA (0.25%)Life Technologies25200-056
Tygon TubingSpectra-Teknik06419-010.02 x 0.06" 100
Poly (D,L-lactide-co-glycolide) (PLGA; 50:50)Sigma-AldrichP2191
Equipment
Biopsy punchHarris Uni-Core69036-151.50 mm
DessicatorScienceware111/4 IN OD
High-speed CameraPhantom V9.1
Inverted phase-contrast microscope NikonEclipse Ti
Plasma cleanerHarrick PlasmaPDC-002
Syringe PumpChemyxCX Fusion 200

References

  1. Wiraja, C., et al. Aptamer technology for tracking cells' status & function. Mol. Cell. Ther. 2, 33 (2014).
  2. Yeo, D. C., Wiraja, C., Mantalaris, A., Xu, C. Nanosensors for Regenerative Medicine. J. Biomed. Nanotech. 10, 2722-2746 (2014).
  3. Naumova, A. V., Modo, M., Moore, A., Murry, C. E., Frank, J. A. Clinical imaging in regenerative medicine. Nat. Biotechnol. 32, 804-818 (2014).
  4. Soenen, S. J., et al. Cellular toxicity of inorganic nanoparticles: Common aspects and guidelines for improved nanotoxicity evaluation. Nano Today. 6, 446-465 (2011).
  5. Donaldson, K., Poland, C. A. Nanotoxicity: challenging the myth of nano-specific toxicity. Curr. Opin. Biotechnol. 24, 724-734 (2013).
  6. Veiseh, O., et al. Size- and shape-dependent foreign body immune response to materials implanted in rodents and non-human primates. Nat. Mater. 14, 643-651 (2015).
  7. Jones, S. W., et al. Nanoparticle clearance is governed by Th1/Th2 immunity and strain background. J. Clin. Invest. 123, 3061-3073 (2013).
  8. Marchi, L. F., Sesti-Costa, R., Chedraoui-Silva, S., Mantovani, B. Comparison of four methods for the isolation of murine blood neutrophils with respect to the release of reactive oxygen and nitrogen species and the expression of immunological receptors. Comp. Clin. Pathol. 23, 1469-1476 (2014).
  9. Morton, K. J., et al. Hydrodynamic metamaterials: Microfabricated arrays to steer, refract, and focus streams of biomaterials. Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 105, 7434-7438 (2008).
  10. Hu, X., et al. Marker-specific sorting of rare cells using dielectrophoresis. Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 102, 15757-15761 (2005).
  11. Cummings, E. B. Streaming dielectrophoresis for continuous-flow microfluidic devices. IEEE Eng. Med. Biol. Mag. 22, 75-84 (2003).
  12. Augustsson, P., Persson, J., Ekstrom, S., Ohlin, M., Laurell, T. Decomplexing biofluids using microchip based acoustophoresis. Lab Chip. 9, 810-818 (2009).
  13. Di Carlo, D., Irimia, D., Tompkins, R. G., Toner, M. Continuous inertial focusing, ordering, and separation of particles in microchannels. Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 104, 18892-18897 (2007).
  14. Hur, S. C., Henderson-MacLennan, N. K., McCabe, E. R. B., Di Carlo, D. Deformability-based cell classification and enrichment using inertial microfluidics. Lab Chip. 11, 912-920 (2011).
  15. Mach, A. J., Di Carlo, D. Continuous scalable blood filtration device using inertial microfluidics. Biotechnol. Bioengin. 107, 302-311 (2010).
  16. Gossett, D. R., et al. Inertial manipulation and transfer of microparticles across laminar fluid streams. Small. 8, 2757-2764 (2012).
  17. Amini, H., et al. Engineering fluid flow using sequenced microstructures. Nat. Commun. 4, 1826 (2013).
  18. Sollier, E., et al. Inertial microfluidic programming of microparticle-laden flows for solution transfer around cells and particles. Microfluid. Nanofluid. 19, 53-65 (2015).
  19. Lee, W. C., et al. Multivariate biophysical markers predictive of mesenchymal stromal cell multipotency. Proc. Natl. Acad. of Sci USA. 111, E4409-E4418 (2014).
  20. Hou, H. W., et al. Isolation and retrieval of circulating tumor cells using centrifugal forces. Sci. Rep. 3, 1259 (2013).
  21. Hou, H. W., Bhattacharyya, R. P., Hung, D. T., Han, J. Direct detection and drug-resistance profiling of bacteremias using inertial microfluidics. Lab Chip. 15, 2297-2307 (2015).
  22. Yeo, D. C., et al. Interference-free Micro/nanoparticle Cell Engineering by Use of High-Throughput Microfluidic Separation. ACS Appl. Mater. Inter. 7, 20855-20864 (2015).
  23. Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft Lithography. Angew. Chem. Int. Edit. 37, 550-575 (1998).
  24. Lee, W. C., et al. High-throughput cell cycle synchronization using inertial forces in spiral microchannels. Lab Chip. 11, 1359-1367 (2011).
  25. Kuntaegowdanahalli, S. S., Bhagat, A. A., Kumar, G., Papautsky, I. Inertial microfluidics for continuous particle separation in spiral microchannels. Lab Chip. 9, 2973-2980 (2009).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

113 microfluidics

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved