JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

نفيدكم بروتوكول باستخدام مضان تنشيط الخلايا الفرز لعزل الخلايا الجذعية بلازماوية الشكل (PDC) مع نقاء عالية من نخاع العظام من الفئران المعرضة للمرض الذئبة للدراسات وظيفية من الحزب الديمقراطي المسيحي.

Abstract

Fluorescence-activated cell sorting (FACS) is a technique to purify specific cell populations based on phenotypes detected by flow cytometry. This method enables researchers to better understand the characteristics of a single cell population without the influence of other cells. Compared to other methods of cell enrichment, such as magnetic-activated cell sorting (MCS), FACS is more flexible and accurate for cell separation due to the ability of phenotype detection by flow cytometry. In addition, FACS is usually capable of separating multiple cell populations simultaneously, which improves the efficiency and diversity of experiments. Although FACS has some limitations, it has been broadly used to purify cells for functional studies in both in vitro and in vivo settings. Here we report a protocol using fluorescence-activated cell sorting to isolate a very rare population of immune cells, plasmacytoid dendritic cells (pDC), with high purity from the bone marrow of lupus-prone mice for in vitro functional studies of pDC.

Introduction

Efficient separation of a cell population of choice from other cells enables studies of the population that may not be possible otherwise. Fluorescence-activated cell sorting (FACS) is a method to enrich an interesting cell population with high purity. 1,2 Different cell types usually express unique molecules, or a unique combination of several molecules, on the plasma membrane that can distinguish one cell population from another. Upon binding of these cell surface molecules by specific fluorescence-conjugated antibodies, a detecting machine called flow cytometer/sorter is able to excite and detect the light signals of different fluorescent dyes that represent different molecule markers on the cells at the single cell level. The combined information consisting of either the presence of a light signal (representing positive expression of the corresponding surface molecule) or the absence of a light signal (representing negative expression of a molecule) defines the phenotype of the cell. After passing through the detector, cells with the same phenotype of interest are diverted towards a designated collecting tube based on electrical charge.

FACS is broadly applied in various studies as long as the population to be enriched is labeled with fluorescence.3-7 It has been used to separate immunoglobulin (Ig)A-coated bacteria from non-IgA coated bacteria in the gut microbiota 8 and sort genetically engineered cell populations expressing fluorescent proteins. 9 Importantly, it has the capacity to separate more than one population simultaneously, which not only saves time and reagents but also allows for more sophisticated study designs. 10 However, FACS also has its limitations. If a population of interest is very rare (less than 1%), the sorting efficiency may be reduced, causing significant cell loss. In addition, some antibody binding may activate intracellular signal transduction that induces functional changes of the sorted cell population. 11 Therefore, the phenotype used for sorting should be selected carefully.

Other methods exist besides FACS that are also based on cell surface markers for the enrichment of specific cell populations, such as magnetic-activated cell sorting (MCS). 12 Similar to FACS, magnetic beads-conjugated antibodies can target specific cell surface molecules. Upon antibody-antigen interaction, magnetic beads-coated cells can be separated from non-coated cells after passing through a magnetic field. However, only a limited number of molecules can be targeted in MCS, as magnetic beads are, unlike various fluorescent colors in FACS, undistinguishable. It is thus difficult for MCS to define a cell phenotype with a complicated combination of surface markers. 13,14 In addition, MCS is also able to cause unintended activation of target cells.

In our studies of a mouse model of systemic lupus erythematosus (SLE), 15 we intended to purify plasmacytoid dendritic cells (pDC) to investigate their functional changes with disease progression. We first used MCS to enrich pDC from the bone marrow by targeting PDCA-1, a molecule highly and uniquely expressed on murine pDC at steady state. 16 However, the cell purity was unexpectedly low, likely due to the upregulation of PDCA-1 on other cell populations in an inflammatory environment such as SLE.16 Ultimately, we have used FACS with a combination of four surface markers (CD11c, CD11b, B220 and PDCA-1) to separate high-purity pDC as CD11c+CD11b-B220+PDCA-1+ population. Murine pDC has another specific surface marker Siglec-H. We decided not to use Siglec-H, as antibody binding of this molecule represses the function of pDC to produce IFNα. 11

Protocol

ملاحظة: MRL / MP-فاس لبر (MRL / لبر) كانت ولدت الفئران المعرضة للمرض الذئبة وصيانتها في منشأة معينة خالية من مسببات الأمراض التالية متطلبات رعاية الحيوان المؤسسية واللجنة الاستخدام (IACUC) في عدد فرجينيا للتكنولوجيا (الحيوان ضمان الرفاه: A3208-01). وقد أجريت هذه الدراسة بما يتفق بدقة مع التوصيات الواردة في دليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية من المعاهد الوطنية للصحة. وأجريت التجارب على الحيوانات فقط تحت IACUC بروتوكول # 12-062.

1. خلية ثقافة متوسطة والفرز العازلة

  1. إعداد كامل مستنبت الخلية (C10) باستخدام RPMI 1640 تستكمل مع 10٪ مصل الجنين البقري، 1 ملم البيروفات الصوديوم، 1٪ 100 MEM الأحماض الأمينية غير الأساسية، و 10 ملي HEPES، 55 ميكرومتر 2-المركابتويثانول، 2 مم L-الجلوتامين و 100 U / مل البنسلين ستربتومايسين.
  2. إعداد عازلة الفرز (HBSS الكامل) باستخدام محلول ملح 1X هانك المتوازن (HBSS) تستكمل مع 10 ملي HEPES 2.5 ملغ / مل ألبومين المصل البقري،0.05 ملي MgCl 2 و 0.2 U / مل الدناز أولا

2. ماوس تشريح

  1. إعداد طبقين قطرها 6 سم، تحتوي على 4 مل C10. وضع الأطباق على الجليد.
  2. الموت ببطء الماوس عن طريق CO 2 الاستنشاق.
  3. حصاد الطحال والحفاظ عليه في طبق مع C10 على الجليد.
    1. دبوس الماوس لأسفل مع بطن مواجهة على لوحة التشريح. تعقيم الجسم عن طريق رش 70٪ من الإيثانول.
    2. قطع الجلد وفصل الجلد عن جدار عضلة تحت على طول خط الوسط بطني من الارتفاق العانة في الرقبة.
    3. قطع الجلد على طول أطرافه الخلفية من شق الأول إلى الكاحل.
    4. دبوس الجلد مرة أخرى على الجانبين وقطع الجدار العضلي على طول الجانبين من مكان الشق الأول إلى الحجاب الحاجز.
    5. دبوس الجدار العضلي مرة أخرى على الجانب الأيمن من الرأس.
    6. حدد موقع الطحال على الجانب الأيمن من الماوس تحت الأمعاء الدقيقة وبجانب المعدة. التقاط واحدة من نهاية الالبريد الطحال وفصلها من المعدة.
  4. قطع كل من أطرافه الخلفية بها، بما في ذلك عظم الفخذ والساق، وإزالة جميع العضلات قدر الإمكان.
    1. قطع العضلات على طول أطرافه الخلفية من الحوض مفصل الورك إلى الكاحل مع مقص حاد /، في محاولة لتجنب الأوعية الدموية.
    2. فصل أطرافهم هند بها قطع في الحوض / مفصل الورك ومفصل الكاحل / القدم دون التعرض لمحتويات نخاع العظام.
    3. العضلات المتبقية نظيفة على العظام بواسطة خدش بشفرة حلاقة مرارا وقطع العضلات في نقاط مشتركة.
  5. إبقاء العظام في طبق 6 سم تحتوي على 4 مل C10 على الجليد. الشروع في تشريح الماوس المقبل.

3. خلية طحالية عزل

  1. التجانس الطحال بلطف مع المكبس حقنة ضد مصفاة الخلية 70 ميكرومتر على رأس الطبق يحتوي على 4 مل C10 حتى لا قطعة حمراء واضحة.
  2. إضافة إضافي C10 6 مل في طبق من خلال مصفاة لالثانية ثم نقل الكلي تعليق خلية 10 مل إلى 15 مل أنبوب مخروطي الشكل.
  3. أجهزة الطرد المركزي أنبوب مخروطي الشكل في 800 x ج لمدة 5 دقائق، 4 درجات مئوية.
  4. بعد الطرد المركزي، ونضح طاف و resuspend بيليه خلية في 2 مل 1 × خلية الدم الحمراء (RBC) العازلة تحلل. في احتضان RT لمدة 5 دقائق.
  5. بعد الحضانة، وأجهزة الطرد المركزي أنبوب مخروطي الشكل في 800 x ج لمدة 5 دقائق، 4 درجات مئوية.
  6. بعد الطرد المركزي، ونضح طاف و resuspend بيليه خلية في 1 مل C10. تجاهل أي كتل كبيرة (الخلايا الميتة) والحفاظ على أنبوب على الجليد في وقت لاحق.
    ملاحظة: إذا كان هناك العديد من كتل صغيرة، استخدم مصفاة الخلية 70 ميكرومتر لتصفية تعليق الخلية مرة واحدة.
  7. حساب عدد الخلايا مع الأزرق التريبان باستخدام عداد الخلية الآلي.

4. نخاع العظم عزل الخلايا

  1. نقل العظام مع 4 مل C10 إلى بمدافع الهاون وإضافة 6 مل C10 إلى جعل حجم 10 مل C10 في المجموع.
  2. كسر العظام برفق في هاون باستخدام ا ف بestle.
  3. يحرك بلطف مع مدقة للافراج عن نخاع العظم إلى C10.
  4. نقل مل C10 10 تحتوي على نخاع العظم في أنبوب مخروطي 50 مل على الجليد من خلال مصفاة الخلية 70 ميكرومتر. إضافة C10 10 مل جديدة في هاون تزال تحتوي على العظام.
    ملاحظة: ماصة في محلول يحتوي على نخاع العظام صعودا وهبوطا عدة مرات قبل أن تمر عبر مصفاة إذا كتل حمراء واضحة.
  5. كرر الخطوات من 4،2-4،4 مرتين. بعد غسل الماضي، يجب أن تظهر عظام بيضاء.
  6. أجهزة الطرد المركزي ال 50 مل أنبوب مخروطي الشكل في 800 x ج لمدة 5 دقائق، 4 درجات مئوية. وفي الوقت نفسه، وإعداد 5 مل جاهزة للاستخدام متوسطة الكثافة التدرج في 15 مل أنبوب الطرد المركزي المخروطية في RT.
  7. بعد الطرد المركزي، ونضح وطاف resuspend الكرية خلية في 10 مل C10.
  8. طبقة ببطء تعليق 10 مل خلية على رأس 5 مل التدرج الكثافة المتوسطة، والحفاظ على واجهة واضحة بين المرحلتين. ثم الطرد المركزي ال 15 مل أنبوب مخروطي الشكل في 1363 ز لمدة 30 دقيقة فيRT (20 ° C) مع مجموعة تسارع إلى 9 والتباطؤ النحو 0 (أو OFF الفرامل).
  9. بعد الطرد المركزي، وإزالة كبار 8 مل من محلول بعناية وجمع معطف 2 مل الشهباء في واجهة (طبقة من الخلايا وحيدة النواة) إلى 15 مل أنبوب مخروطي الشكل الجديد.
  10. إضافة C10 12 مل الجليد الباردة إلى 15 مل أنبوب مخروطي يحتوي على خلايا وحيدة النواة نخاع العظام، وكأب وعكس عدة مرات لتخلط جيدا، ثم الطرد المركزي الأنبوب في 800 x ج لمدة 10 دقيقة، 4 درجات مئوية.

5. خلية تلطيخ السطح لنظام مراقبة الأصول الميدانية

  1. تلطيخ عينة
    1. إعداد لمكافحة فأر CD16 / 32 الضد الحل (1-100 التخفيف في HBSS الكامل، 5 ميكروغرام / مل تركيز النهائي).
    2. بعد الطرد المركزي في خطوة 4.10، نضح في وطاف resuspend الكرية الخلية في 100 ميكرولتر مكافحة فأر CD16 / 32 حل الأجسام المضادة لمنع التيسير على مستقبلات الخلايا وحيدة النواة. احتضان على الجليد لمدة 10 دقيقة.
    3. إعداد ومضان مترافق الأجسام المضادة خليط (النملط-ماوس CD11c و-PE 1:40 التخفيف، ومكافحة فأر CD11b-APC-CY7 1:80 التخفيف، ومكافحة فأر PDCA-1-FITC 1:40 تخفيف ومكافحة فأر B220-V500 01:40 التخفيف في HBSS- كامل على النحو الموصى به من قبل الشركة المصنعة في 100 الحجم النهائي ميكرولتر لكل عينة).
      ملاحظة: من المهم أن يعاير الأجسام المضادة قبل الاستخدام.
    4. بعد مرور فترة الحضانة 10 دقيقة في الخطوة 5.1.2، إضافة 4 مل الجليد الباردة HBSS-كاملة وأجهزة الطرد المركزي في 800 x ج لمدة 5 دقائق، 4 درجات مئوية لإزالة غير منضم لمكافحة فأر CD16 / 32.
    5. بعد الطرد المركزي، ونضح طاف و resuspend بيليه الخلية في 100 ميكرولتر مضان مترافق الأجسام المضادة الخليط. احتضان على الجليد لمدة 15 دقيقة في الظلام.
    6. بعد 15 دقيقة الحضانة، إضافة 4 مل الجليد الباردة HBSS-كاملة وأجهزة الطرد المركزي في 800 x ج لمدة 5 دقائق، 4 درجات مئوية لإزالة الأجسام المضادة مضان مترافق غير منضم.
    7. يعد حل تحميل FACS (500 نانوغرام / مل دابي في HBSS-كاملة).
    8. بعد الطرد المركزي في خطوة 5.1.6، نضح في وطاف resuspend الكرية الخلية في 500 μ؛ ل FACS حل التحميل. نقل تعليق خلية إلى 12 × 75 ملم جولة أنبوب أسفل (FACS أنبوب) والحفاظ على أنبوب على الجليد في الظلام حتى الفرز داخل 1 ساعة.
  2. تلطيخ للتعويض
    1. تسمية 6 FACS الأنابيب كما PE، APC-CY7، FITC، V500، دابي أو غير ملوثين. splenocytes قسامة في 1 × 10 6 خلية / أنبوب في أنابيب نظام مراقبة الأصول الميدانية، وأغسلها مع 4 مل HBSS-كاملة في 800 x ج لمدة 5 دقائق، 4 درجات مئوية.
      ملاحظة: استخدام الحمض النووي ملزم صبغ مضان، دابي، لتمييز الخلايا الحية من الخلايا الميتة. دابي يمكن أن تمر عبر غشاء البلازما من الخلايا الميتة (ولكن ليس من الخلايا الحية) وربط الحمض النووي الصبغي.
    2. نضح طاف و resuspend بيليه الخلية في 100 ميكرولتر HBSS الكامل.
    3. في كل أنبوب FACS المقابلة، إضافة واحد من الأجسام المضادة التالية: مكافحة فأر CD19-PE 1:40 التخفيف، ومكافحة فأر CD11b-APC-CY7 1:80 التخفيف، ومكافحة فأر PDCA-1-FITC 1:40 تخفيف أو مكافحة فأر B220-V500 01:40 التخفيف على النحو الموصى به من قبل manufacturer. ترك الموافق 5 (دابي) و 6 عشر (غير ملوثين) FACS الأنابيب كما هي. تخلط جيدا عن طريق هز واحتضان جميع أنابيب نظام مراقبة الأصول الميدانية على الجليد في الظلام لمدة 15 دقيقة.
    4. بعد الحضانة، إضافة 4 مل الجليد الباردة HBSS الكامل في كل أنبوب وأنابيب الطرد المركزي نظام مراقبة الأصول الميدانية في 800 x ج لمدة 5 دقائق، 4 درجات مئوية.
    5. بعد الطرد المركزي، ونضح طاف و resuspend بيليه الخلية في 500 ميكرولتر الجليد الباردة HBSS الكامل باستثناء بيليه في الأنبوب المسمى دابي، الذي هو معلق في 500 ميكرولتر FACS حل التحميل. حفظ جميع أنابيب 6 على الجليد في الظلام حتى الفرز.

6. الفرز على فارز الخلية

وموحدة عملية الفرز الإجراء على الكريات والبرامج مع تعليمات مفصلة التي تقدمها الشركة: ملاحظة. لفترة وجيزة، ونحن نستخدم 100 فوهة ميكرون في 20 رطل، تعيين تركيز الخلية المستهدفة بين 5-10٬000٬000 لكل مل، وضبط كفاءة إلى 70٪ أو أعلى (أي أبقى الصراعات تحت 30٪).

  1. إعداد مجموعة أنابيب نظام مراقبة الأصول الميدانية مع 500 ميكرولتر FBS / أنبوب يحتوي على 100 وحدة / مل البنسلين ستربتومايسين.
  2. ضبط المعلمات تعويض فارز الخلية باستخدام أنابيب تعويضات وصمة عار واحدة من الخطوة 5.2.
    1. تسجيل 10000 خلايا في أنبوب غير ملوثين لوضع بوابة السلبية لكل كثافة الفلورسنت.
    2. تسجيل 10000 الخلايا في أنابيب تعويضات للبقع واحدة أخرى لوضع بوابة إيجابية لكل كثافة الفلورسنت.
      ملاحظة: البرنامج بحساب المعلمات تعويض تلقائيا.
  3. استخدام عينة واحدة من الخطوة 5.1 لتعيين أبواب السكان الخلية فرزها عن طريق تسجيل 3000 الخلايا. باستخدام كثافة الفلورسنت كمعلمات X و Y الرسم البياني المحور، سكان الخلية البوابة الهدف يدويا كمجموعة من النقاط تفصل ما يبدو من النقاط الأخرى.
    ملاحظة: هذه مجموعة النابضة مرنة وتعسفي بناء على متطلبات الباحثين. إذا توقع الباحثون العالي النقاء بناء على علامات واحدة أو أكثر، نقل البوابةأعلى على أساس كثافة الفلورسنت المقابلة.
  4. تحميل أنبوب جمع والبدء في فرز السكان الخلية المستهدفة.
  5. الحفاظ على أنبوب جمع على الجليد بعد الفرز حتى تتم جميع أنابيب العينات.
  6. إضافة الجليد C10 البرد إلى أنبوب جمع ما يصل إلى 4 مل، وكأب وعكس إلى المزيج.
  7. أجهزة الطرد المركزي أنبوب جمع في 800 x ج لمدة 5 دقائق، 4 درجات مئوية، ثم نضح طاف، وترك حوالي 200 ميكرولتر مع بيليه الخلية يمسها.
  8. إضافة 1 مل C10 الجليد الباردة إلى resuspend الكرية خلية ونقل عن تعليق الخلية في أنبوب 1.5 مل الطرد المركزي.
  9. أجهزة الطرد المركزي في أنبوب 1.5 مل في 800 x ج لمدة 5 دقائق، 4 درجات مئوية، ونضح طاف، وترك 100 ميكرولتر مع بيليه الخلية يمسها.
  10. تخزين السكان الخلية مرتبة على الجليد حتى الاستخدام.

النتائج

نحن تهدف إلى إثراء نخاع العظام PDC مع نقاء عالية، ودون تأثير من أنواع الخلايا الأخرى، من MRL / لبر الفئران المعرضة للمرض الذئبة كل من عمر الصغار والكبار لدراسة التغييرات الوظيفية من الحزب الديمقراطي المسيحي بشأن قدرتها على إنتاج IFNα. كانت استراتيجية تن...

Discussion

The protocol described in this manuscript is for high purity enrichment of live pDC that retain the ability to produce IFNα. The applications of this protocol include, but are not limited to, purification of pDC and/or any other mononuclear cells from the bone marrow of MRL/lpr and any other mouse strains for studies of cellular and molecular functions. Several critical steps in this protocol are to ensure high viability and purity of the sorted pDC. The first key step is the release of bone marrow from bones. To mi...

Disclosures

The authors declare that there is no conflict of interest regarding the publication of this paper.

Acknowledgements

We thank Flow Cytometry Laboratory at Virginia-Maryland College of Veterinary Medicine for the use of flow cytometry core facility. This work was supported by XML's startup funds. XL is a Stamps Fellow in the Biomedical and Veterinary Sciences graduate program.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
RPMI 1640gibco by life technologies11875-093
Fetal bovine serumHyCloneSH30396.03
Sodium pyruvategibco by life technologies11360-070
MEM non-essential amino acidsgibco by life technologies11140-050
HEPESgibco by life technologies15630-080
2-mercaptoethanolgibco by life technologies21985-023
L-glutamine gibco by life technologies25030-164
Penicillin-Streptomycingibco by life technologies15140-122
1x Hank’s Balanced Salt Solution gibco by life technologies14175-079
MACS BSA Stock SolutionMiltenyi Biotec130-091-376
MgCl2SIGMAM8266
DNase ISIGMAD4527
Red blood cell (RBC) lysis buffer eBioscience00-4300-54
Density gradient mediumGE Healthcare17-1440-02Ficoll-Paque Plus 
anti-mouse CD19-PEBD Pharmingen553786
anti-mouse CD11c-PEeBioscience12-0114-82
anti-mouse CD11b-APC-CY7BD Pharmingen557657
anti-mouse PDCA-1-FITCeBioscience11-3172-81
anti-mouse B220-V500 BD Pharmingen561226
DAPIinvitrogenD3571
Plasmacytoid Dendritic Cell Isolation Kit II, mouseMiltenyi Biotec130-092-786
BD FACSAria I flow cytometer BD Biosciences643178
BD FACS Diva version 6BD Biosciences

References

  1. Bonner, W. A., Hulett, H. R., Sweet, R. G., Herzenberg, L. A. Fluorescence activated cell sorting. Rev Sci Instrum. 43 (3), 404-409 (1972).
  2. Herzenberg, L. A., et al. The history and future of the fluorescence activated cell sorter and flow cytometry: a view from Stanford. Clin Chem. 48 (10), 1819-1827 (2002).
  3. Brown, M., Wittwer, C. Flow cytometry: principles and clinical applications in hematology. Clin Chem. 46 (8 Pt 2), 1221-1229 (2000).
  4. Laerum, O. D., Farsund, T. Clinical application of flow cytometry: a review. Cytometry. 2 (1), 1-13 (1981).
  5. Alvarez-Barrientos, A., Arroyo, J., Canton, R., Nombela, C., Sanchez-Perez, M. Applications of flow cytometry to clinical microbiology. Clin Microbiol Rev. 13 (2), 167-195 (2000).
  6. Mattanovich, D., Borth, N. Applications of cell sorting in biotechnology. Microb Cell Fact. 5 (12), (2006).
  7. Aldahlawi, A. M., Elshal, M. F., Damiaiti, L. A., Damanhori, L. H., Bahlas, S. M. Analysis of CD95 and CCR7 expression on circulating CD4(+) lymphocytes revealed disparate immunoregulatory potentials in systemic lupus erythematosus. Saudi J Biol Sci. 23 (1), 101-107 (2016).
  8. Cullender, T. C., et al. Innate and adaptive immunity interact to quench microbiome flagellar motility in the gut. Cell Host Microbe. 14 (5), 571-581 (2013).
  9. Fernandez, A. G., et al. High-throughput fluorescence-based isolation of live C. elegans larvae. Nat Protoc. 7 (8), 1502-1510 (2012).
  10. Cai, M., et al. DC-SIGN expression on podocytes and its role in inflammatory immune response of lupus nephritis. Clin Exp Immunol. 183 (3), 317-325 (2016).
  11. Blasius, A., et al. A cell-surface molecule selectively expressed on murine natural interferon-producing cells that blocks secretion of interferon-alpha. Blood. 103 (11), 4201-4206 (2004).
  12. Welzel, G., Seitz, D., Schuster, S. Magnetic-activated cell sorting (MCS) can be used as a large-scale method for establishing zebrafish neuronal cell cultures. Sci Rep. 5, 7959 (2015).
  13. Valli, H., et al. Fluorescence- and magnetic-activated cell sorting strategies to isolate and enrich human spermatogonial stem cells. Fertil Steril. 102 (2), 566-580 (2014).
  14. Yamashiro, S., et al. Phenotypic and functional change of cytokine-activated neutrophils: inflammatory neutrophils are heterogeneous and enhance adaptive immune responses. J Leukoc Biol. 69 (5), 698-704 (2001).
  15. Apostolidis, S. A., Lieberman, L. A., Kis-Toth, K., Crispin, J. C., Tsokos, G. C. The dysregulation of cytokine networks in systemic lupus erythematosus. J Interferon Cytokine Res. 31 (10), 769-779 (2011).
  16. Asselin-Paturel, C., Brizard, G., Pin, J. J., Briere, F., Trinchieri, G. Mouse strain differences in plasmacytoid dendritic cell frequency and function revealed by a novel monoclonal antibody. J Immunol. 171 (12), 6466-6477 (2003).
  17. Liao, R., et al. Tacrolimus Protects Podocytes from Injury in Lupus Nephritis Partly by Stabilizing the Cytoskeleton and Inhibiting Podocyte Apoptosis. PLoS One. 10 (7), e0132724 (2015).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

117 PDC IFN

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved