JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

قمنا بتطوير بروتوكول تقييم الرفاه في الفئران خلال الإجراءات باستخدام التخدير العام. مجموعة من المعلمات السلوكية التي تشير إلى مستويات الرفاه، وكذلك حللت والايضات جلوكوكورتيكويد. يمكن أن تخدم البروتوكول كوسيلة مساعدة عامة لتقدير درجة الخطورة بطريقة علمية، وتتمحور حول الحيوان.

Abstract

تمشيا مع 3R تطوير مبدأ (الاستبدال، والحد، وصقل) برسل وبورتش، البحث العلمي ينبغي استخدام بدائل للتجارب الحيوانية كلما كان ذلك ممكناً. العدد الكلي للحيوانات المختبرية المستخدمة عندما لا يوجد بديل للتجارب الحيوانية، ينبغي أن يكون الحد الأدنى المطلوب للحصول على بيانات قيمة. وعلاوة على ذلك، ينبغي تطبيق تدابير التحسين المناسبة للتقليل من الألم والمعاناة والشدة المصاحبة للإجراءات التجريبية. الفئات المستخدمة لتصنيف درجة الألم والمعاناة والشدة عدم استرداد، خفيفة أو معتدلة أو شديدة (توجيه الاتحاد الأوروبي 2010/63). تحديد الفئات التي تنطبق في حالات فردية، من الأهمية بمكان استخدام أدوات سليمة علمياً.

بروتوكول جيدا بعد تقييم بينج المعروضة هنا يهدف للإجراءات التي يتم استخدام التخدير العام. ويركز البروتوكول في قفص المنزل سلوكيات النشاط، و "مقياس كشر ماوس" والرفاهية مثل تختبئ وعش بناء السلوك كمؤشرات الرفاه. كما أنه يستخدم نموذج الاستكشافية مجاناً لسمة القلق المتصلة السلوك. يتم قياس نواتج الأيض القشري البراز كمؤشرات للتوتر الحاد خلال فترة ما بعد مخدر 24-ح.

ينص البروتوكول على معلومات علمية متينة في رفاهية الفئران بعد التخدير العام. نظراً لبساطته، يمكن بسهولة تكييف البروتوكول ومتكاملة في دراسة المخطط لها. على الرغم من أنها لا توفر مقياس لتصنيف الشدة في فئات وفقا لتوجيه الاتحاد الأوروبي 2010/63، يمكن أن يساعد الباحثين تقدير درجة خطورة إجراء باستخدام بيانات سليمة علمياً. يوفر طريقة لتحسين تقييم الرفاه بطريقة علمية، وتتمحور حول الحيوان.

Introduction

الاتحاد الأوروبي التوجيه 2010/631 تنص على أن مبدأ 3R (استبدال، الحد، وصقل) وضعتها رسل وبورتش2 تطبق كلما لزم إجراء التجارب الحيوانية. الهدف النهائي المتمثل في توجيه الاتحاد الأوروبي بالتخلص التدريجي من جميع الحيوانات التجارب، ولكن التوجيه وتعترف أنه، في الوقت الراهن، يزال يلزم بعض التجارب على الحيوانات لإجراء البحوث التي من شأنها حماية صحة الإنسان والحيوان. وهكذا، إذا كانت تجربة حيوان لا يمكن استبداله بأي طريقة بديلة، فقط الحد الأدنى لعدد الحيوانات المختبرية لاستخدامها للحصول على نتائج يمكن الاعتماد عليها. وبالإضافة إلى ذلك، ينبغي تقليل مقدار الألم والمعاناة والشدة المصاحبة للإجراءات التجريبية باستخدام تدابير التحسين المناسبة. الاتحاد الأوروبي التوجيه 2010/63 ينص على أن شدة الإجراء يجب أن تصنف مستقبلا ك عدم الاسترداد، خفيفة، معتدلة أو حادة1. كما تقرر تصنيف الخطورة على أساس حالة بحالة، من المهم أن يكون أدوات سليمة علمياً لتقدير مدى خطورة إجراء معين.

أوراق نقاط اقترحه مورتون وغريفيث3 أداة أساسية في الكشف عن أي انحرافات عن الوضع الطبيعي، بما في ذلك من آثار سلبية على رفاه4. تستخدم أوراق نقاط لتحديد أثر رجعي الألم والمعاناة، والضائقة الناجمة عن تجربة والتركيز على التغييرات المرئية في الحالة المادية للحيوان الفردية (مثلاً، وزن الجسم، الفراء، مشيه). وعلى الرغم من المرفق الثامن لتوجيه الاتحاد الأوروبي 2010/63 يوفر أمثلة لكل فئة على حدة، الباحثين ما زال الافتقار إلى أدوات لتقدير درجة خطورة إجراء معين باستخدام علمياً على أساس البيانات.

نظراً لغياب مؤشرات تبين رفاه السلبية ليست الطريقة الوحيدة لتحديد حالة الحيوان؛ وجود مؤشرات تشير إلى رفاه الإيجابية هي أيضا هامة5،6،،من78. على سبيل المثال، عرض السلوكيات الفاخرة مثل تختبئ الحيوانات وتداخل بناء السلوك فقط عند تلبية جميع احتياجاتهم الأساسية. إذا كان يتم تقليل الرفاه، السلوكيات الفاخرة هم الأول من انخفاض5،7. ينبغي أن تتضمن البروتوكولات لاستخدامها في تقييم الرفاه مؤشرات تشير إلى البدنية والفسيولوجية/البيوكيميائية والنفسية الدول الحيوانات من أجل تقييم رفاههم ب طريقة مفصلة وشاملة9.

في سياق من الصقل، تم وضع بروتوكول لتلبية هذه الاحتياجات، وتقييم آثار الإجراءات التي تنطوي على التخدير العام على الرفاه للفئران10. في الوقت نفسه، كان الهدف التقليل إلى أدنى حد من أي ضغوط إضافية لتمكين التكامل السهل للبروتوكول في تجربة معينة. ويعتبر البروتوكول تختبئ السلوك والسلوك قفص المنزلية مثل النشاط، وتناول الطعام، وتداخل سمة القلق المتصلة السلوك. وبالإضافة إلى ذلك، يشمل نطاق كشر الماوس (MGS)، والتحليل غير الغازية من نواتج الأيض القشري في البراز. ويهدف البروتوكول لتيسير تقييم الرفاه بطريقة علمية وتتمحور حول الحيوانات، وتقديم معلومات عن الرفاه الذي يدعم تصنيف درجة الخطورة. بالإضافة إلى أوراق النتيجة، أنها توفر معلومات مفيدة لتصنيف الخطورة من إجراء. ومن السهل القيام بالبروتوكول ولا تتطلب معدات واسعة النطاق، فإنه يمكن دمجها في تجربة جارية دون التأثير على نتائج دراسة. تجدر أن "الأبحاث الحيوانية": الإبلاغ في فيفو تجارب (سيصلون) المبدأ التوجيهي11 التي سيحتفل بها في جميع الدراسات المتعلقة بالتجارب على الحيوانات، بهدف تحسين تصميم وتحليل، والإبلاغ عنها.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

الدراسة أنجزت وفقا للمبادئ التوجيهية المنصوص عليها في "القانون الألماني لرعاية الحيوان" ووافقت عليها "سلطة الدولة في برلين" ("لانديسامت für Gesundheit أوند سوزياليس"، رقم إذن: G0053/15).

ملاحظة: كان الهدف الرئيسي لهذا البروتوكول للتحقيق في تأثير التخدير المتكررة على نواتج الأيض جلوكوكورتيكويد. أجرى حساب حجم عينة لتحديد عدد الحيوانات التي ستستخدم: n ≥ 2 × (s/μ1-μ2)2 × (zα + zβ)2. μ1-μ2 هو الفرق بين أوساط السكان في السلطة والعينة التي تصنع حجم العمليات الحسابية (α = 5%، β = 80%)؛ zα = 1.96 و zβ = 0.84 هي كوانتيليس للتوزيع القياسي العادي. ويبين الشكل 1 الإطار الزمني لهذا البروتوكول. إذا كانت معلمة من البروتوكول يظهر فرقا مع مستوى التحكم، الحيوان ينبغي أن ترصد عن كثب، والمعلمة يجب أن تقاس مرة أخرى بعد فترة زمنية مناسبة. على سبيل المثال، إذا زادت سمة القلق المتصلة السلوك، هذا السلوك ينبغي اختبار مرة أخرى بعد ذلك بأسبوع، من أجل المساعدة في تحديد فترة حتى الشفاء التام. النقاط الزمنية والفترات المحددة في هذا البروتوكول يمكن تكييفها للاستخدام مع إجراءات أخرى. عند تغيير النقاط الزمنية، ينبغي أن تظل فترات التعود كما هو موضح في البروتوكول. بغية الحد من العوامل التي قد تؤثر على السلوك في الفئران، وينبغي إجراء الاختبارات التي تتطلب معالجة أكثر بعد الاختبارات التي لا تخل السلوك الطبيعي للفئران. يلخص الشكل 2 جميع الاختبارات للبروتوكول باستخدام ورقة تسجيل النقاط موجزة. ويقدم الشكل 3 جداول مبسطة لدرجة الرفاه، الذي يعطي لمحة عامة عن كيفية تفسير نتائج الاختبار.

1-التعود الفئران للتعامل مع جانب المجرب

  1. السماح للفئران روض مرفق الحيوان لمدة أسبوعين على الأقل بعد أن تم الحصول عليها من المورد أو مرفق آخر.
  2. بيت الفئران في المجموعات والمحافظة عليها في ظل الظروف العادية (درجة حرارة الغرفة 22 ± 2 درجة مئوية؛ والرطوبة النسبية 55 ± 10%) في دورة ضوء: الظلام من 12:12 ح.
  3. تزويد جميع الفئات نيستليتس النفق والقطن كالإثراء القياسية، وتوفير الغذاء والمياه libitum الإعلانية.
  4. روض جميع الفئران للنفق و/أو كأس المناولة على الأقل أسبوع قبل الاختبار12.
    ملاحظة: التقاط الفئران من ذيله يمكن أن يستحث الإجهاد أو القلق، والذي بدوره يؤثر على رفاه وأيضا له تأثير على نتائج هذا البروتوكول رقم12.

2-إعداد غرفة الاختبار السلوكي والتجهيزات

ملاحظة: توفر غرفة منفصلة للاختبار، من الناحية المثالية قرب الغرفة حيث يتم الاحتفاظ الحيوانات. نقل الفئران في اقفاصها الرئيسية لاختبار الغرفة على الأقل 60 دقيقة قبل أن تتم الإجراءات. إذا كان ذلك ممكناً، إجراء كافة الاختبارات من هذا البروتوكول في نفس الغرفة الاختبار التي ينفذ فيها هذا الإجراء.

  1. إعداد قفص مراقبة اختبار السلوك برجلهم8 وأخذ الصور الفوتوغرافية للاستخدام في MGS13 (الشكل 4).
    1. استخدم مربع زجاج مع مساحة من حوالي 220 ملم × 290 ملم وارتفاعه 390 ملم.
    2. تغطية أرضية هذا المربع مع حوالي 0.5 سم من الفراش المواد.
    3. مبعثر حفنة من المواد المستخدمة الفراش من قفص المنزل على رأس الأسرة مادة جديدة للحد من المعاناة بسبب البيئة الجديدة.
    4. توفير الغذاء ونفس النوع الذي تم توفيره عادة كالنظام الغذائي، والمياه.
      ملاحظة: إذا أمكن، استخدام زجاجات المياه، نظراً لأن الفئران قد ملء أوعية المياه مع الفراش المواد.
  2. إعداد قفص (اكتب ثالثا: 420 مم × 260 مم × 150 مم) لفترة الملاحظة 24-ح، الذي يسكن الفئران على حدة (الشكل 5).
    ملاحظة: من أجل تقليل مدة السكن الفردي، جمع البيانات لعش بناء السلوك والنشاط قفص المنزل، وتناول الطعام والايض القشري البراز (FCM) خلال هذه الفترة.
    1. مكان جديد الفراش المواد في قفص (حوالي 0.5 سم العميق) ومبعثر حفنة من المواد المستخدمة الأسرة دون البراز من قفص المنزل على رأس المواد الجديدة، بغية الحد من الشدة.
    2. تقدم نستله القطن مربعا موحدة على وزن محدد، كالإثراء البيئي فقط (انظر الجدول للمواد)14.
      ملاحظة: قد تختلف نيستليتس التجاري في الوزن. ولذلك نحن تعديل وزن نستله وصف الشماس وتستخدم ز 2.0 بدلاً من 2.7 ز14.
    3. جبل استشعار الأشعة تحت الحمراء على رأس القفص، عند استخدام جهاز استشعار الأشعة تحت حمراء لقياس النشاط قفص الرئيسية (انظر الجدول للمواد).
    4. توفير الغذاء ونفس النوع الذي تم توفيره عادة كالنظام الغذائي، والمياه libitum الإعلانية.

3-الماوس كشر مقياس

ملاحظة: الصور الفوتوغرافية لتؤخذ ملغ في قفص المراقبة في نقاط زمنية ثلاث: (ط) 2 أيام قبل الإجراء إلى مستويات خط الأساس سجل MGS و (ثانيا (30 دقيقة بعد الإجراء (ثالثا) 150 دقيقة بعد الإجراء. عند الرفاه البصر، زيادة الدرجات على MGS. إذا كان لا يزال يلاحظ زيادة MGS العشرات بعد 150 دقيقة، التقاط صور فوتوغرافية إضافية في مرحلة لاحقة.

  1. استخدام كاميرا عالية الوضوح للتصوير الفوتوغرافي.
  2. بلطف نقل الماوس إلى القفص المراقبة وتسمح الماوس روض للبيئة الجديدة لمدة 30 دقيقة على الأقل.
  3. تتخذ باستمرار حول الصور 30-40 مرة كل نقطة داخل 1-2 دقيقة.
  4. فرز جميع الصور عن طريق تحديد الصور أمامية أو جانبية حادة وتجاهل ضبابية الصور أو الصور التي تظهر وجوه الماوس من وجهات أخرى من العرض الأمامية أو الجانبية.
  5. حدد صورة واحدة عشوائياً من كل الوقت نقطة، (أي يومين قبل الإجراء و 30 دقيقة بعد الإجراء 150 دقيقة بعد الإجراء) لكل الماوس.
  6. اقتصاص الصور لعرض فقط رأس الماوس حتى أن موقف الهيئة ليست مرئية13.
  7. قم بإنشاء ملف جدول بيانات مع ورقة واحدة لكل صورة وإضافة جدول بما في ذلك خمس وحدات عمل الوجه من MGS لكل ورقة.
    ملاحظة: يحتوي الملف على صور الأساس فضلا عن الصور الفوتوغرافية بعد الإجراء.
  8. ترتيب الأوراق بطريقة عشوائية.
  9. عرض الملف على شاشة الحاسوب إلى ثلاثة أشخاص مستقلين، الذين تم تدريبهم مسبقاً استخدام MGS وضعتها لانغفورد et al. ، ويكون لهم نقاط وحدات عمل الوجه باستخدام مقياس 3 نقطة (0 = لا يقدم، 1 = يقدم صورة معتدلة، 2 = ومن الواضح أن هذا).
    ملاحظة: سجل يستند إلى بعد المعلمات13: المداري تشديد ("تضييق المنطقة المدارية، مع جفن مغلقة بأحكام أو ضغط عين")؛ انتفاخ الآنف ("تقريب تمديد الجلد مرئية على جسر الآنف")؛ انتفاخ الخد ("مظهر محدب عضلة الخد")؛ موقف الإذن ("آذان سحبها بعيداً والعودة من مركزها الأساس أو تتميز بالارتفاعات الرأسية التي تشكل سبب النصائح آذان الانجرار إلى الوراء")؛ تغيير الخط الطولي ("موقف حركة شعرات من خط الأساس أما الخلف، ضد الوجه أو إلى الأمام، كما لو كان يقف على نهاية؛ شعرات قد أيضا تتجمع معا ").
  10. تحليل الحسابات، وذلك على النحو التالي (مقتبس من انجفورد et al. 13).
    1. متوسط جميع وحدات العمل الوجه لكل صورة فوتوغرافية لتوليد نقاط MGS.
      ملاحظة: إذا كان لا يمكن تسجيل إحدى وحدات العمل الوجه، متوسط العمل الوجه الوحدات المتبقية.
    2. طرح يعني للصور الفوتوغرافية خط الأساس من الوسط للإجراء وظيفة الصور الفوتوغرافية للحصول على نقاط اختلاف ملغ لكل الماوس.
    3. اختبار للاختلافات في MGS عشرات الفرق بين الأشخاص (nonparametric اختبار عينات ذات صلة).
      ملاحظة: إذا لم يكن هناك فرق كبير (ف < 0.05)، تحديد ما إذا كان العشرات من جميع الصور أو فقط عشرات الصور قليلة تختلف بين الأشخاص. إذا كان هذا الأخير صحيحاً، كرر التسجيل من هذه الصور. خلاف ذلك، ينبغي تكرار التدريب MGS الأشخاص ونقاط ثم الصور مرة أخرى.
    4. متوسط الفرق ملغ الدرجات التي تم الحصول عليها من الهدافين مختلفة لكل الماوس، إذا كانت النتائج لجميع الأشخاص الذين لا تختلف إلى حد كبير.
    5. استخدم اختبار إحصائية nonparametric لمقارنة عشرات الفرق MGS في المتوسط بين مجموعات الدراسة.

4-تختبئ السلوك8،،من1516

  1. إعداد بوروز بوضع الكريات الغذاء 140 ز 2 ± الموردة عادة كالنظام الغذائي في معيار زجاجة مياه كامد بلاستيك (250 مل، طول 150 مم، قطر 55 ملم، قطر 45 ملم من عنق زجاجة)8.
    ملاحظة: كما تفضل الفئران أنابيب واسعة، يمكن يمكن استخدام كما هو موضح بالشماس16الجحور التي يبلغ قطرها 68 ملم.
  2. مكان الجحر مليئة حبيبات الغذاء في قفص المنزل قبل الإجراء 5 أيام للتأقلم.
    ملاحظة: ينبغي أن لا يتم إفراغ وحدة الاستغناء عن الأغذية العادية في القفص لكن أيضا ينبغي أن تظل مليئة بالكريات الغذائية، كما تستخدم الفئران لهذا.
  3. إجراء الاختبار مرتين، 2 أيام قبل الإجراء (الأساس)؛ القيام بالإجراء بعد 30 دقيقة الأخير كذلك.
    1. واسمحوا الماوس روض لمالا يقل عن 30 دقيقة إلى القفص المراقبة حيث التقطت صور فوتوغرافية MGS.
    2. ضع زجاجة مياه بلاستيكية مملوءة بالغذاء الكريات موازية للجدار الخلفي من القفص المراقبة.
    3. وزن الأغذية الكريات (ز) المتبقية في الجحر بعد ح 2.
  4. حساب وزن حبيبات الغذاء إزالتها من الجحر بالفئران بالنسبة للوزن الأولى (%).

5-24-ح فترة المراقبة

ملاحظة: يتم إيواء الفئران كل على حدة، كما هو موضح في 2.2. (الشكل 5)، لمدة 24 ساعة، من أجل قياس الأغذية المدخول، نشاط قفص المنزل، تداخل سلوك بناء، ومستويات FCM. الملاحظة 24-ح التي تجري مرتين: (ط) قبل يومين من الإجراء لمستويات خط الأساس، (الثاني) في اليوم من هذا الإجراء.

  1. تناول الطعام
    1. وزن الفئران في فترات منتظمة (مثل 2 أيام قبل التخدير، مباشرة قبل التخدير، 2 أيام بعد التخدير والأسبوعية بعد التخدير)، من أجل تقييم أي تغيرات في وزن الجسم (جزء من ورقة نقاط).
      ملاحظة: مطلوب من وزن الجسم لحساب كمية الغذاء كل غرام من وزن الجسم. ويمكن أيضا قياس كمية المياه أثناء فترة الملاحظة 24-ح. إذا كان يتم تقليل تناول الطعام، قد تكون رفاه البصر.
    2. تحديد الوزن الأولى من الحمية الغذائية القياسية (غرام) قدمت في وحدة الغذاء من القفص (حوالي 100 غرام).
    3. تحديد وزن الحمية الغذائية القياسية في نهاية فترة الملاحظة 24-ح.
    4. المسح الضوئي إلى جانب قفص تحت وحدة الغذاء بعناية لانسكاب المواد الغذائية وإضافة أي الكريات أغذية إضافية تبين أن وزن الكريات الطعام المتبقي في وحدة الغذاء.
    5. حساب كمية الغذاء كل وحدة من وزن الجسم.
  2. النشاط قفص المنزل
    ملاحظة: تشير الإرشادات التالية لاستخدام جهاز استشعار الأشعة تحت الحمراء (انظر الجدول للمواد)، ولكن يمكن أيضا تقييم نشاط قفص المنزل مع برامج بديلة. قد يكون الانحراف النشاط قفص المنزل من مستويات التحكم (مثل علاج الخمول، وفرط النشاط) علامة على رفاهية المعاقين.
    1. بدء تشغيل البرنامج.
    2. اختر فاصل زمني عينة من 1 دقيقة وشراء وقت 24 ساعة، مما يعني أن الدوافع وتسجل كل دقيقة ح 24.
      ملاحظة: إذا كان المجرب يدخل الغرفة عدة مرات بعد أن بدأ التسجيل، فقط استخدام البيانات من فترات، عندما لم تكن الفئران الانزعاج (أي خلال الفترة المظلمة).
    3. خلاصة فترات 10-دقيقة من الدوافع.
    4. حساب المساحة تحت المنحنى الوقت (نبضات × دقيقة).
  3. سلوك بناء العش
    ملاحظة: يمكن أن تكون مؤشرا لرفاه أعشاش معقدة وعالية.
    1. ضع نستله القطن مربعة (انظر الجدول للمواد) بوزن محدد (مثلاً ز 2.0) في وسط القفص.
    2. نقاط العش على نطاق الخانة-5 (انظر أدناه) ووفقا للشماس14 في صباح اليوم التالي، حوالي 2 ح بعد الضوء يضيء. وزن أي قطع نستله أونتورن التي هي على الأقل 5% من وزن نستله الأولية. نقاط الاعشاش على النحو التالي14
      1. تعيين درجة "1" إذا كان 90% نستله سليمة.
      2. تعيين درجة "2" إذا كان 50-90% سليمة.
      3. تعيين نقاط "3" إذا هو 50-90% نستله تمزيقه.
      4. تعيين نقاط "4" إذا كان أكثر من 90% من تمزيقه ولكن عش مسطح، وأقل من 50% محيط به أعلى من ارتفاع الجسم الماوس عند لولبية.
      5. تعيين نقاط "5" إذا كان أكثر مما هو تمزيقه نستله 90% وعش مرتفع، وأعلى من ارتفاع الجسم بالماوس الكروشيه حتى أكثر من 50% محيط به.
  4. نواتج الأيض القشري البراز
    ملاحظة: تعكس زيادات FCM فوق مستوى مراقبة مستويات التوتر الحاد على مدى فترة 24-ح بوستانيسثيتيك.
    1. جمع جميع الكريات البراز الجاف من القفص باستخدام الملقط في نهاية فترة الملاحظة 24-ح والقضاء على الكريات رطبة ملوثة بالبول.
    2. استخراج FCM حسب ألمه et al. 17، على النحو التالي.
      1. عينات البراز الجاف عند درجة حرارة 60-70 درجة مئوية.
      2. مجانسة عينات البراز باستخدام مدافع هاون.
      3. اهتز قاسمة ز 0.05 مع 1 مل ميثانول 80% في أنبوب الطرد مركزي لمدة 30 دقيقة في دوامة متعددة.
      4. الطرد المركزي عينات من 2500 غ س لمدة 15 دقيقة.
      5. "الماصة؛" 0.5 مل من المادة طافية في أنبوب آخر من أجهزة الطرد المركزي.
      6. تخزين عينات البراز (ومقتطفات) كحد أدنى-18 درجة مئوية.
      7. تحليل FCM استخدام إنزيم 5α-pregnane-3b,11b,21-triol-20-one18،المناعة (تقييم الأثر البيئي)19 أو آخر تقييم الأثر البيئي تم التحقق من صحتها تماما.
    3. حساب التغير بالنسبة المئوية من تركيزات FCM بالنسبة لتركيزات FCM خط الأساس.

6-الحرة النموذج الاستكشافي

  1. تأخذ القفص المنزل من على الرف ووضعها على سطح جدول في نهاية فترة الملاحظة 24-ح.
  2. مكان أعلى أقفاص الشبكية (بدون طعام أو زجاجات المياه) في القفص بزاوية مقدارها 45 درجة إلى جانب أطول من القفص.
    ملاحظة: لا تدمر العش، الذي يخدم كمكان اختباء للماوس، ولكن مكان أعلى القفص قطرياً أعلاه العش.
  3. مراقبة أو تسجيل الفيديو الفئران لمدة 10 دقائق من مسافة 1.5 متر تقريبا.
    1. بدء تشغيل جهاز ضبط الوقت.
    2. ملاحظة جميع الأوقات عندما يصعد إلى أعلى القفص (مع جميع آثار أقدام أربعة في أعلى القفص) الماوس أو يترك أعلى القفص (مع آثار أقدام أو أكثر في الكلمة قفص).
      ملاحظة: بعض الفئران قد تسلق أعلى القفص وترك الأمر للسير على طول حافة القفص. بعض أجهزة الماوس أيضا الخلفية في الجزء العلوي من القفص. علاج هذه الحالات كما لو كانت الفئران لا تزال في أعلى القفص.
  4. تقييم المعلمات التالية بيرت et al. 20.
    1. تحليل الكمون للاستكشاف الأولى (بالثواني).
    2. تحليل عدد من الاستكشافات.
    3. تحليل إجمالي المدة (بالثواني) للاستكشاف.
      ملاحظة: استتار عالية للاستكشاف الأولى وعدد قليل من الاستكشافات وانخفاض مجموع مددها الاستكشاف يمكن أن تشير إلى ارتفاع مستويات القلق سمة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

هذا البروتوكول وضعت أصلاً لتقييم رفاه الفئران C57BL/6JRj بعد تجربة واحدة من التخدير إيسوفلوراني (دورة التخدير 45 دقيقة واحدة، n = الإناث 13) أو isoflurane المتكررة التخدير (التخدير 45 دقيقة الدورات الست مع 3-4 أيام بين الدورتين التخدير، n = الإناث 13) مقارنة مع الرفاه لمكافحة الفئران (n = 6 ا...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

البروتوكول وضعت أصلاً لتقييم رفاه C57BL/6JRj الفئران التي تلقت تخدير واحد أو التخدير isoflurane المتكررة. تؤكد النتائج تلك الاختبارات من السلوكيات الفاخرة، فضلا عن تدابير أخرى (مثل نموذج الاستكشافية مجاناً، ملغ، تناول الطعام برجلهم) كانت أساليب حساسة لتقييم الرفاه. التخدير isoflurane المتكررة تس?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

Acknowledgements

وبفضل "جاكوبس سابين" لتقديم المساعدة في مجال جمع العينات، إديث كلوبيتز الرسام لتحليل FCM، PD الدكتور البيطري. هابيل. ميرل Roswitha للمساعدة في التحليل الإحصائي، وغينتنر ديرلينغ لتصحيح التجارب المطبعية المخطوط. الدراسة هي جزء من منهاج البحث برلين-براندنبورغ BB3R (www.bb3r.de) وقد مولت الوزارة الألمانية الاتحادية للتعليم والبحوث (منح رقم: 031A262A) (www.bmbf.de/en/index.html).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
IsofluranCP-Pharma Handelsgesellschaft mbH1214
InfraMot - Sensore UnitsTSE Systems302015-SENS
InfraMot - Control UnitsTSE Systems302015-C/16
InfraMot - SoftwareTSE Systems302015-S
Nestlet NAncare - PlexxNES3600
Camera EOS 350DCanon

References

  1. 2010 EU. Directive 2010/63/EU. Official Journal of the European Union. , L276/33-L276/29 (2010).
  2. Russell, W. M. S., Burch, R. The principles of humane experimental technique. , London: Methuen. (1959).
  3. Morton, D. B., Griffiths, P. H. Guidelines on the recognition of pain, distress and discomfort in experimental animals and an hypothesis for assessment. Vet Rec. 116 (16), 431-436 (1985).
  4. Bugnon, P., Heimann, M., Thallmair, M. What the literature tells us about score sheet design. Lab Anim. 50 (6), 414-417 (2016).
  5. Boissy, A., et al. Assessment of positive emotions in animals to improve their welfare. Physiol Behav. 92 (3), 375-397 (2007).
  6. Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability. BMC Vet Res. 3, 16(2007).
  7. Jirkof, P. Burrowing and nest building behavior as indicators of well-being in mice. J Neurosci Methods. 234, 139-146 (2014).
  8. Jirkof, P., et al. Burrowing behavior as an indicator of post-laparotomy pain in mice. Front Behav Neurosci. 4, 165(2010).
  9. Hawkins, P., et al. A guide to defining and implementing protocols for the welfare assessment of laboratory animals: eleventh report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement. Lab Anim. 45 (1), 1-13 (2011).
  10. Hohlbaum, K., Bert, B., Dietze, S., Palme, R., Fink, H., Thöne-Reineke, C. Severity classification of repeated isoflurane anesthesia in C57BL/6JRj mice-Assessing the degree of distress. PLoS ONE. 12 (6), e0179588(2017).
  11. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biol. 8 (6), e1000412(2010).
  12. Hurst, J. L., West, R. S. Taming anxiety in laboratory mice. Nat Methods. 7 (10), 825-826 (2010).
  13. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
  14. Deacon, R. M. Assessing nest building in mice. Nat Protoc. 1 (3), 1117-1119 (2006).
  15. Deacon, R. M., Raley, J. M., Perry, V. H., Rawlins, J. N. Burrowing into prion disease. Neuroreport. 12 (9), 2053-2057 (2001).
  16. Deacon, R. M. Burrowing in rodents: a sensitive method for detecting behavioral dysfunction. Nat Protoc. 1 (1), 118-121 (2006).
  17. Palme, R., Touma, C., Arias, N., Dominchin, M. F., Lepschy, M. Steroid extraction: get the best out of faecal samples. Wien Tierarz Monats. 100 (9-10), 238-246 (2013).
  18. Touma, C., Palme, R., Sachser, N. Analyzing corticosterone metabolites in fecal samples of mice: a noninvasive technique to monitor stress hormones. Horm Behav. 45 (1), 10-22 (2004).
  19. Touma, C., Sachser, N., Mostl, E., Palme, R. Effects of sex and time of day on metabolism and excretion of corticosterone in urine and feces of mice. Gen Comp Endocrinol. 130 (3), 267-278 (2003).
  20. Bert, B., Schmidt, N., Voigt, J. P., Fink, H., Rex, A. Evaluation of cage leaving behaviour in rats as a free choice paradigm. J Pharmacol Toxicol Methods. 68 (2), 240-249 (2013).
  21. Lister, R. G. Ethologically-based animal models of anxiety disorders. Pharmacol Ther. 46 (3), 321-340 (1990).
  22. Belzung, C., Berton, F. Further pharmacological validation of the BALB/c neophobia in the free exploratory paradigm as an animal model of trait anxiety. Behav Pharmacol. 8 (6-7), 541-548 (1997).
  23. Finlayson, K., Lampe, J. F., Hintze, S., Wurbel, H., Melotti, L. Facial indicators of positive emotions in rats. PLoS ONE. 11 (11), e0166446(2016).
  24. Miller, A., Kitson, G., Skalkoyannis, B., Leach, M. The effect of isoflurane anaesthesia and buprenorphine on the mouse grimace scale and behaviour in CBA and DBA/2 mice. Appl Anim Behav Sci. 172, 58-62 (2015).
  25. Miller, A. L., Golledge, H. D., Leach, M. C. The influence of isoflurane anaesthesia on the rat grimace scale. PLoS ONE. 11 (11), e0166652(2016).
  26. Deacon, R. Assessing burrowing, nest construction, and hoarding in mice. J Vis Exp. (59), e2607(2012).
  27. Felton, L. M., Cunningham, C., Rankine, E. L., Waters, S., Boche, D., Perry, V. H. MCP-1 and murine prion disease: separation of early behavioural dysfunction from overt clinical disease. Neurobiol Dis. 20 (2), 283-295 (2005).
  28. Deacon, R. M., Croucher, A., Rawlins, J. N. Hippocampal cytotoxic lesion effects on species-typical behaviours in mice. Behav Brain Res. 132 (2), 203-213 (2002).
  29. Filali, M., Lalonde, R., Rivest, S. Subchronic memantine administration on spatial learning, exploratory activity, and nest-building in an APP/PS1 mouse model of Alzheimer's disease. Neuropharmacology. 60 (6), 930-936 (2011).
  30. Guenther, K., Deacon, R. M., Perry, V. H., Rawlins, J. N. Early behavioural changes in scrapie-affected mice and the influence of dapsone. Eur J Neurosci. 14 (2), 401-409 (2001).
  31. Deacon, R. M., Reisel, D., Perry, V. H., Nicholas, J., Rawlins, P. Hippocampal scrapie infection impairs operant DRL performance in mice. Behav Brain Res. 157 (1), 99-105 (2005).
  32. Jirkof, P., et al. Assessment of postsurgical distress and pain in laboratory mice by nest complexity scoring. Lab Anim. 47 (3), 153-161 (2013).
  33. Atanasov, N. A., Sargent, J. L., Parmigiani, J. P., Palme, R., Diggs, H. E. Characterization of train-induced vibration and its effect on fecal corticosterone metabolites in mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (6), 737-744 (2015).
  34. Voigt, C. C., et al. Hormonal stress response of laboratory mice to conventional and minimally invasive bleeding techniques. Anim Welf. 22 (4), 449-455 (2013).
  35. Walker, M. K., et al. A less stressful alternative to oral gavage for pharmacological and toxicological studies in mice. Toxicol Appl Pharmacol. 260 (1), 65-69 (2012).
  36. Miyashita, T., et al. Social stress increases biopyrrins, oxidative metabolites of bilirubin, in mouse urine. Biochem Biophys Res Commun. 349 (2), 775-780 (2006).
  37. Bains, R. S., et al. Analysis of individual mouse activity in group housed animals of different inbred strains using a novel automated home cage analysis system. Front Behav Neurosci. 10 (106), (2016).
  38. Saibaba, P., Sales, G. D., Stodulski, G., Hau, J. Behaviour of rats in their home cages: daytime variations and effects of routine husbandry procedures analysed by time sampling techniques. Lab Anim. 30 (1), 13-21 (1996).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

133 3R

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved