JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف البروتوكول زراعة الأغشية الحيوية عبر المملكة التي تتكون من المبيضات البيض وMutans العقدية ويقدم طريقة confocal المجهرية المستندة إلى رصد درجة الحموضة خارج الخلية داخل هذه الأغشية الحيوية.

Abstract

وتشارك الأغشية الحيوية عبر المملكة التي تتكون من كل من الخلايا الفطرية والبكتيرية في مجموعة متنوعة من أمراض الفم، مثل الالتهابات اللاقانية، والتهاب اللثة، والالتهابات المخاطية، وأبرزها تسوس الطفولة المبكرة. في كل هذه الظروف ، يؤثر درجة الحموضة في مصفوفة البيوفيلم على تفاعلات الميكروب والمضيف وبالتالي تطور المرض. ويصف البروتوكول الحالي طريقة مُحدّدة للتنظير المجهري لرصد ديناميات درجة الحموضة داخل الأغشية الحيوية عبر المملكة التي تتألف من المبيضات البيضوات وموتان المكورات العقدية. يتم استغلال الطيف ثنائي الانبعاثات المعتمد على درجة الحموضة وخصائص تلطيخ المسبار النسبةي C-SNARF-4 لتحديد القطرات في درجة الحموضة في المناطق خارج الخلية من الأغشية الحيوية. يتطلب استخدام قياس نسبة الأس الهيدروجيني مع المسبار اختيارًا دقيقًا لمعلمات التصوير ، ومعايرة شاملة للصبغة ، ومعالجة دقيقة تستند إلى العتبة بعد معالجة بيانات الصورة. عندما تستخدم بشكل صحيح، تسمح هذه التقنية للتقييم السريع للدرجة الحموضة خارج الخلية في مناطق مختلفة من بيوفيلم وبالتالي رصد كل من التدرجات درجة الحموضة الأفقية والعمودية مع مرور الوقت. في حين أن استخدام المجهر التكوري يحد من Z-profiling إلى أغشية حيوية رقيقة تبلغ 75 ميكرومتر أو أقل ، فإن استخدام قياس نسبة الحموضة مناسب بشكل مثالي للدراسة غير الباضعة لعامل الفوعة الهام في الأغشية الحيوية عبر المملكة.

Introduction

تشارك الأغشية الحيوية عبر المملكة التي تضم كلا من الأنواع الفطرية والبكتيرية في العديد من الحالات المرضية في تجويف الفم. المبيضات spp. وكثيرا ما تم عزلها من الالتهابات اللاقانية1 ومن آفات اللثة2،3. في الالتهابات المخاطية ، ثبت أن الأنواع العقدية من مجموعة التهاب الخلايا العضوية تعزز تكوين البيوفيلم الفطري ، وغزو الأنسجة ، والنشر في كل من نماذج المختبر والمورين4،5،6،7. الأكثر إثارة للاهتمام، وقد ثبت النقل عن طريق الفم من المبيضات spp. أن تكون مرتبطة مع انتشار التسوس في الأطفال8. كما هو مبين في نماذج القوارض ، فإن العلاقة التكافلية بين الموكانات العقدية والمبيضات البيض تزيد من إنتاج السكريات خارج الخلية وتؤدي إلى تكوين أفلام حيوية أكثر سمكًا وأكثر مسرطنة9،10.

في جميع الظروف المذكورة أعلاه ، تسوس الطفولة المبكرة على وجه الخصوص ، فإن درجة الحموضة في بيوفيلم ذات أهمية لتطور المرض ، والدور البارز لمصفوفة الأغشية الحيوية لتطوير البيئات الدقيقة الحمضية11 يدعو إلى منهجيات تسمح بدراسة تغيرات درجة الحموضة داخل الأغشية الحيوية عبر المملكة. وقد وضعت بسيطة ودقيقة النهج القائمة على المجهر confocal لرصد درجة الحموضة داخل البكتيريا12 والفطرية13 الأغشية الحيوية. مع صبغة النسبة C-SNARF-4 والصورة المستندة إلى العتبة بعد المعالجة ، يمكن تحديد درجة الحموضة خارج الخلية في الوقت الحقيقي في جميع الأبعاد الثلاثة للبيوفيلم14. بالمقارنة مع غيرها من التقنيات المنشورة لرصد درجة الحموضة المستندة إلى المجهر في الأغشية الحيوية ، فإن قياس نسبة الحموضة مع C-SNARF-4 بسيط ورخيص ، لأنه لا يتطلب تركيب الجسيمات أو المركبات التي تتضمن صبغة مرجعية15 أو استخدام الإثارة ذات الفوتونين 16. استخدام صبغة واحدة فقط يمنع مشاكل مع تقسيم التحقيق، الفلورسنت تنزف من خلال، والتبييض الانتقائي16،17،18 في حين لا يزال يسمح للتمييز موثوق بها بين داخل وخارج الخلية درجة الحموضة. وأخيرا، يتم تنفيذ الحضانة مع الصبغة بعد نمو بيوفيلم، والذي يسمح بدراسة كل من المختبر وفي الأغشية الحيوية المزروعة في الموقع.

والهدف من هذا العمل هو توسيع نطاق استخدام قياس نسب الحموضة وتوفير طريقة لدراسة تغيرات درجة الحموضة في الأغشية الحيوية عبر المملكة. كدليل على المفهوم ، يتم استخدام الطريقة لمراقبة درجة الحموضة في الأنواع الحيوية المزدوجة التي تتكون من S. mutans وC. albicans المعرضة للجلوكوز.

Protocol

تم استعراض بروتوكول جمع اللعاب والموافقة عليه من قبل لجنة الأخلاقيات في مقاطعة آرهوس (M-20100032).

1. زراعة الأغشية الحيوية عبر المملكة

  1. تنمو S. mutans DSM 20523 وC. albicans NCPF 3179 على لوحات أغار الدم في 37 درجة مئوية في ظل الظروف الهوائية.
  2. نقل مستعمرات واحدة من كل كائن حي لاختبار أنابيب مليئة 5 مل من ضخ قلب الدماغ (BHI). تنمو لمدة 18 ساعة في ظل الظروف الهوائية في 37 درجة مئوية.
  3. الطرد المركزي الثقافات بين عشية وضحاها في 1200 × ز لمدة 5 دقيقة. تجاهل supernatant، إعادة تعليق الخلايا في المالحة الفسيولوجية وضبط OD550 نانومتر إلى 0.5 لC. albicans (~ 107 خلايا / مل) وS. mutans (~ 108 خلايا / مل). تمييع تعليق S. mutans 1:10 مع المالحة الفسيولوجية المعقمة (~ 107 خلايا / مل).
  4. ماسيت 50 ميكرولتر من محلول اللعاب المعقم، أعدت وفقا لطريقة دي جونغ وآخرون19،في الآبار من لوحة البصرية القاع 96-جيدا للمجهر. احتضان لمدة 30 دقيقة في 37 درجة مئوية. غسل الآبار 3x مع 100 ميكرولتر من المالحة الفسيولوجية العقيمة. أفرغ الآبار
  5. إضافة 100 ميكرولتر من C. تعليق albicans إلى كل بئر. احتضان في 37 درجة مئوية لمدة 90 دقيقة غسل 3x مع المالحة الفسيولوجية العقيمة.
    ملاحظة: لا تفرغ الآبار بالكامل أثناء الغسيل. ترك خزان من 20 ميكرولتر لتجنب قوات القص المفرطة.
  6. أضف 100 ميكرولتر من مصل الأبقار الجنيني المعطل للحرارة (معطل عند 56 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة) إلى كل بئر. احتضان في 37 درجة مئوية لمدة 2 ح. غسل 3x مع المالحة الفسيولوجية العقيمة. إفراغ الآبار، وترك خزان من 20 ميكرولتر.
  7. أضف 100 ميكرولتر من تعليق S. mutans (أعدت في الخطوة 1.3) إلى كل بئر. أضف 150 ميكرولتر من BHI تحتوي على 5٪ السكروز. احتضان في 37 درجة مئوية لمدة 24 ساعة أو أكثر. عند زراعة الأفلام الحيوية القديمة، قم بتغيير المتوسط يوميًا إلى BHI الطازج. في نهاية مرحلة النمو الحيوي عبر المملكة، وغسل 5x مع المالحة الفسيولوجية العقيمة.

2. نسبة قياس درجة الحموضة التصوير

ملاحظة: يجب إجراء تصوير درجة الحموضة النسبةية مباشرة بعد اكتمال نمو الفيلم الحيوي.

  1. بالنسبة لتصوير درجة الحموضة النسبةية، استخدم مجهر مسح ليزر مقلوب مع عدسة غمر زيت أو ماء 63 x، وخط ليزر 543 نانومتر، ونظام تصوير طيفي (أي كاشف META) للسماح بتصوير الإشارات الفلورية المتداخلة. استخدم حاضنة لتدفئة مرحلة المجهر إلى 35 درجة مئوية.
  2. ضبط الكاشف لضمان الكشف عن الفلورسين الأخضر من 576-608 نانومتر والكشف المتزامن عن الفلورسين الأحمر من 629−661 نانومتر. اختيار قوة الليزر المناسبة وكسب لتجنب الإفراط في التعرض.
    ملاحظة: من الأفضل مشاهدة التعرض للصور في صور اللوحة مع تلوين زائف.
  3. تعيين حجم الثقب إلى وحدة متجدد الهواء 1 أو شريحة بصرية من ~ 0.8 ميكرومتر. تعيين حجم الصورة إلى 512 × 512 بكسل وسرعة المسح الضوئي إلى 2. اختر متوسط سطر 2، باستخدام خيار الوسط.
    ملاحظة: في بداية سلسلة من التجارب، تحقق من أن إعدادات المجهر المختار يوفر تباين واضح بين الخلايا البكتيرية، جدران الخلايا الفطرية، مصفوفة بيوفيلم، والسيتوبلازم الفطرية.
  4. إعداد 100 ميكرولتر من المالحة الفسيولوجية العقيمة التي تحتوي على 0.4٪ (ث / v) من الجلوكوز، معتثّم إلى درجة الحموضة 7. إعداد حل الأسهم من C-SNARF-4 (1 mM في ثنائي ميثيل sulfoxide). أضف الصبغة إلى تركيز نهائي قدره 30 ميكرومتر.
    تنبيه: ارتداء قفازات النتريل عند التعامل مع صبغة النسبة.
  5. تفريغ أحد الآبار بفيلم بيوفير عبر المملكة، وترك خزان 20 ميكرولتر. أضف المالحة المعقمة التي تحتوي على الجلوكوز والصبغة النسبة. ضع لوحة 96-well على مرحلة المجهر وابدأ في تصوير الفيلم الحيوي.
  6. الحصول على صور واحدة أو Z-مداخن في مواقع مختلفة من biofilm. وضع علامة على موضع X-Y في برنامج المجهر لمتابعة تغييرات درجة الحموضة في مجالات معينة من الرؤية بمرور الوقت. على فترات منتظمة، التقاط الصور مع الليزر إيقاف لتصحيح لإزاحة كاشف.
  7. كرر الخطوات 2.4-2.6 لتحليل كل بيوفيلم يزرع في بئر مختلف.

3. معايرة الصبغة النسبةية

ملاحظة: يمكن إجراء معايرة الصبغة وتركيب منحنى المعايرة في يوم مختلف عن تصوير درجة الحموضة القياسية.

  1. إعداد سلسلة من 50 mM 2-morpholinothanesulfonic حمض (MES) العازلة تم تُتّخّت إلى درجة الحموضة 4.0−7.8 في خطوات من وحدات درجة الحموضة 0.2 في 35 درجة مئوية. ماسيت 150 ميكرولتر من كل محلول عازل في آبار لوحة بصرية القاع 96-well للفحص المجهري.
  2. أضف الصبغة إلى الآبار المملوءة بالمخزن المؤقت في لوحة 96 بئرًا إلى تركيز نهائي قدره 30 ميكرومترًا. اسمحوا equilibrate لمدة 5 دقيقة.
  3. تدفئة مرحلة المجهر إلى 35 درجة مئوية. اختر نفس إعدادات المجهر كما هو الحال بالنسبة لتصوير درجة الحموضة النسبة. ضع لوحة 96-well على مسرح المجهر. التركيز على الجزء السفلي من الآبار. الحصول على صورتين (قناة خضراء وحمراء) لجميع المحاليل العازلة، 5 ميكرومتر فوق الجزء السفلي من البئر. على فترات منتظمة، التقاط الصور مع الليزر إيقاف لتصحيح لإزاحة كاشف.
  4. إجراء تجربة المعايرة في ثلاثية.
  5. تصدير كافة الصور كملفات TIF. استيرادها إلى برامج مخصصة لتحليل الصور (أي ImageJ20). طرح الصور التي اتخذت مع الليزر إيقاف من الصور ذات الصلة من حلول العازلة عن طريق النقر على عملية | حاسبة الصور | طرح).
    ملاحظة: إذا لزم الأمر، اقتصاص الصور للقضاء على القطع الأثرية على حدود الصورة عن طريق تنفيذ تحديد مستطيل ة باستخدام صورة | المحاصيل.
  6. تقسيم صور القناة الخضراء من خلال صور القناة الحمراء وحساب متوسط كثافة الفلورسينس في الصور الناتجة عن ذلك عن طريق النقر على تحليل | الرسم البياني.
  7. من التجارب ثلاثية، رسم متوسط نسب الأخضر/ الأحمر ضد درجة الحموضة. استخدم برنامجًا مخصصًا لملاءمة وظيفة لبيانات المعايرة (أي MyCurveFit).

4. تحليل الصور الرقمية

ملاحظة: يمكن إجراء تحليل الصور الرقمية في أي وقت بعد معايرة التصوير بالصبغة والرقم الهيدروجيني القياسي.

  1. تخزين الصور بيوفيلم القناة الخضراء والحمراء في مجلدات منفصلة وإعادة تسمية كل من سلسلة من الملفات مع أرقام متتابعة (على سبيل المثال، GREEN_0001). استيراد الصور إلى برنامج مخصص لتحليل الصور (أي ImageJ). انقر على تحليل | الرسم البياني لتحديد متوسط كثافة الفلورسينس في الصور التي اتخذت مع الليزر قبالة وطرح القيمة من الصور بيوفيلم بالنقر فوق عملية | الرياضيات | طرح.
  2. استيراد سلسلة الصور 2 في برنامج مخصص لتحليل الصور (أي daime21). إجراء تجزئة تستند إلى عتبة من صور القناة الحمراء(الجزء | التقسيم التلقائي | عتبة مخصصة). تعيين عتبة "منخفضة" فوق شدة الفلورسة من السيتوبلازم الفطرية وعتبة "عالية" تحت شدة جدران الخلايا الفطرية والبكتيريا.
    ملاحظة: عند اختيار العتبات المناسبة، يتم التعرف على المناطق خارج الخلية فقط ككائنات.
  3. نقل طبقة الكائن من سلسلة الصور المجزأة إلى سلسلة صور القناة الخضراء. للقيام بذلك، انقر فوق المقطع | نقل طبقة الكائن.
    ملاحظة: إذا كان التباين بين المناطق خارج الخلية والسيتوبلازم الفطري ضعيفًا جدًا في قنوات الألوان الفردية، فأضف سلسلة صور القناة الخضراء إلى سلسلة القنوات الحمراء قبل التقسيم بالنقر فوق تحرير | حاسبة الصور | بالإضافة إلى ذلك. قم بإجراء التقسيم كما هو موضح تحت 4.2 ونقل طبقة الكائن من سلسلة الصور المجزأة إلى كل من سلسلة صور القناة الخضراء والحمراء.
  4. توظيف محرر الكائن لحذف وحدات البكسل غير الكائن في سلسلة صور القناة الحمراء والخضراء(المصور المرئي | محرر الكائنات | في جميع الصور | حذف وحدات البكسل غير الكائن). الآن يتم مسح الصور بيوفيلم من كل من الخلايا البكتيرية والفطرية. تصدير سلسلة الصور المعالجة كملفات TIF.
  5. استيراد كل من سلسلة الصور إلى ImageJ. يقوم ImageJ بتعيين كثافة 0 إلى كافة وحدات البكسل غير الكائنة. إزالة تلك بكسل عن طريق تقسيم سلسلة الصور الحمراء (R1) في حد ذاته(عملية | حاسبة الصور | الصورة 1: R1; العملية: قسمة؛ صورة 2: R1)وضرب سلسلة الصور الناتجة (R2) مع سلسلة الصور الحمراء الأصلية(عملية | حاسبة الصور | الصورة 1: R1; العملية: ضرب؛ الصورة 2: R2). يتم إنشاء سلسلة صور ثالثة (R3) ، مطابقة لـ R1 ، باستثناء حقيقة أن NaN تم تعيينها إلى جميع وحدات البكسل بكثافة 0 في R1. المضي قدما بنفس الطريقة مع سلسلة الصور الخضراء.
  6. استخدام عامل تصفية "المتوسط"(عملية | مرشحات | يعني | نصف قطر | 1 بكسل) على سلسلة صور القناة الحمراء والخضراء للتعويض عن ضوضاء الكاشف. تقسيم سلسلة صور القناة الخضراء حسب سلسلة صور القناة الحمراء(عملية | حاسبة الصور | الصورة 1: G3; العملية: قسمة؛ الصورة 2: R3). تعرض سلسلة الصور الناتجة (G3/R3) النسبة الخضراء/الحمراء لكافة وحدات بكسل الكائن.
  7. حساب متوسط النسبة لكل صورة(تحليل | الرسم البياني). تطبيق التلوين كاذبة لتحسين التمثيل البصري للنسب في الصور(صورة | جداول البحث). تحويل النسب الخضراء / الحمراء إلى قيم درجة الحموضة توظيف وظيفة تركيبها تحت 3.6.

النتائج

بعد 24 ساعة و 48 ساعة، تطورت الأغشية الحيوية عبر المملكة القوية في لوحات البئر. C. أظهرت albicans درجات متفاوتة من النمو الخيطي، وشكلت S. mutans مجموعات كثيفة تصل إلى 35 ميكرون في الارتفاع. أشارت الخلايا والسلاسل المفردة من الموتانات S. مجمعة حول التنويم المغناطيسي الفطري ، والمساحات ال?...

Discussion

بروتوكولات مختلفة لزراعة الأغشية الحيوية عبر المملكة التي تنطوي على C. albicans وStreptococcus spp. ومع ذلك ، يركز الإعداد الحالي على ظروف النمو البسيطة ، وجدول زمني متوافق مع أيام العمل العادية ، ?...

Disclosures

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

Acknowledgements

ومن المسلم به أنيت Aakjær تومسن وخافيير غارسيا لدعم فني ممتاز. يشكر المؤلفون روبنز سبين نيتو على المناقشات المثمرة حول تحليل الصور.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Blood agar platesStatens Serum Institut677
Brain heart infusionOxoidCM1135
Brain heart infusion + 5 % sucroseBDH laboratory supplies10274
Candida albicansNational Collection of Pathogenic FungiNCPF 3179
D-(+)-GlucoseSigma-AldrichG8270
daime: digital image analysis in microbial ecologyUniversität WienN/AFreeware; V2.1; https://dome.csb.univie.ac.at/daime
Dimethyl sulfoxideLife TechnologiesD12345
Fetal bovine serumGibco Life technologies10270
GS-6R refrigerated centrifugeBeckmanN/A
ImageJNational Institutes of HealthN/AFreeware; V1.46r; https://imagej.nih.gov/ij
JavaOracleN/AFreeware necessary to run ImageJ; V8.0; https://java.com/en/download
µ-Plate 96 Well BlackIbidi89626
MyCurveFitMyAssays Ltd.N/A
2-(N-Morpholino)ethanesulfonic acid (MES) bufferBioworld700728
PHM210 pH-meterRadiometer Analytical
Plan-Apochromat 63x oil immersion objectiveZeissN/ANA=1.4
SNARF®-4F 5-(and-6)-Carboxylic AcidLife TechnologiesS23920
Sterile physiological salineVWR6404
Streptococcus mutansDeutsche Sammlung von Mikroorganismen und ZellkulturenDSM 20523
Vis-spectrophotometer V-3000PCVWRN/A
XL IncubatorPeCONN/A
Zeiss LSM 510 METAZeissN/A

References

  1. Siqueira, J. F., Sen, B. H. Fungi in endodontic infections. Oral Surgery, Oral Medicine, Oral Pathology, Oral Radiology, and Endodontics. 97 (5), 632-641 (2004).
  2. Matic Petrovic, S., et al. Subgingival areas as potential reservoirs of different Candida spp in type 2 diabetes patients and healthy subjects. PloS One. 14 (1), 0210527 (2019).
  3. De-La-Torre, J., et al. Oral Candida colonization in patients with chronic periodontitis. Is there any relationship. Revista Iberoamericana De Micologia. 35 (3), 134-139 (2018).
  4. Xu, H., et al. Streptococcal co-infection augments Candida pathogenicity by amplifying the mucosal inflammatory response. Cellular Microbiology. 16 (2), 214-231 (2014).
  5. Xu, H., Sobue, T., Bertolini, M., Thompson, A., Dongari-Bagtzoglou, A. Streptococcus oralis and Candida albicans Synergistically Activate μ-Calpain to Degrade E-cadherin From Oral Epithelial Junctions. The Journal of Infectious Diseases. 214 (6), 925-934 (2016).
  6. Dongari-Bagtzoglou, A., Kashleva, H., Dwivedi, P., Diaz, P., Vasilakos, J. Characterization of mucosal Candida albicans biofilms. PloS One. 4 (11), 7967 (2009).
  7. Diaz, P. I., et al. Synergistic interaction between Candida albicans and commensal oral streptococci in a novel in vitro mucosal model. Infection and Immunity. 80 (2), 620-632 (2012).
  8. Xiao, J., et al. Candida albicans and Early Childhood Caries: A Systematic Review and Meta-Analysis. Caries Research. 52 (1-2), 102-112 (2018).
  9. Falsetta, M. L., et al. Symbiotic relationship between Streptococcus mutans and Candida albicans synergizes virulence of plaque biofilms in vivo. Infection and Immunity. 82 (5), 1968-1981 (2014).
  10. Hwang, G., et al. Candida albicans mannans mediate Streptococcus mutans exoenzyme GtfB binding to modulate cross-kingdom biofilm development in vivo. PLoS Pathogens. 13 (6), 1006407 (2017).
  11. Koo, H., Falsetta, M. L., Klein, M. I. The exopolysaccharide matrix: a virulence determinant of cariogenic biofilm. Journal of Dental Research. 92 (12), 1065-1073 (2013).
  12. Schlafer, S., Dige, I. Ratiometric Imaging of Extracellular pH in Dental Biofilms. Journal of Visualized Experiments. (109), 53622 (2016).
  13. Schlafer, S., Kamp, A., Garcia, J. E. A confocal microscopy-based method to monitor extracellular pH in fungal biofilms. FEMS Yeast Research. 18 (5), (2018).
  14. Schlafer, S., Bælum, V., Dige, I. Improved pH-ratiometry for the three-dimensional mapping of pH microenvironments in biofilms under flow conditions. Journal of Microbiological Methods. 152, 194-200 (2018).
  15. Hidalgo, G., et al. Functional tomographic fluorescence imaging of pH microenvironments in microbial biofilms by use of silica nanoparticle sensors. Applied and Environmental Microbiology. 75 (23), 7426-7435 (2009).
  16. Vroom, J. M., et al. Depth Penetration and Detection of pH Gradients in Biofilms by Two-Photon Excitation Microscopy. Applied and Environmental Microbiology. 65, 3502-3511 (1999).
  17. Lawrence, J. R., Swerhone, G. D. W., Kuhlicke, U., Neu, T. R. In situ evidence for metabolic and chemical microdomains in the structured polymer matrix of bacterial microcolonies. FEMS Microbiology Ecology. 92 (11), (2016).
  18. Franks, A. E., et al. Novel strategy for three-dimensional real-time imaging of microbial fuel cell communities: monitoring the inhibitory effects of proton accumulation within the anode biofilm. Energy Environmental Science. 2 (1), 113-119 (2009).
  19. de Jong, M. H., van der Hoeven, J. S., van OS, J. H., Olijve, J. H. Growth of oral Streptococcus species and Actinomyces viscosus in human saliva. Applied and Environmental Microbiology. 47 (5), 901-904 (1984).
  20. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  21. Daims, H., Lücker, S., Wagner, M. Daime, a novel image analysis program for microbial ecology and biofilm research. Environmental Microbiology. 8 (2), 200-213 (2006).
  22. Barbosa, J. O., et al. Streptococcus mutans Can Modulate Biofilm Formation and Attenuate the Virulence of Candida albicans. PloS One. 11 (3), 0150457 (2016).
  23. Thein, Z. M., Samaranayake, Y. H., Samaranayake, L. P. Effect of oral bacteria on growth and survival of Candida albicans biofilms. Archives of Oral Biology. 51 (8), 672-680 (2006).
  24. Krzyściak, W., et al. Effect of a Lactobacillus Salivarius Probiotic on a Double-Species Streptococcus Mutans and Candida Albicans Caries Biofilm. Nutrients. 9 (11), 1242 (2017).
  25. Liu, S., et al. Nicotine Enhances Interspecies Relationship between Streptococcus mutans and Candida albicans. BioMed Research International. 2017, 7953920 (2017).
  26. Schlafer, S., Meyer, R. L. Confocal microscopy imaging of the biofilm matrix. Journal of Microbiological Methods. 138, 50-59 (2017).
  27. Schlafer, S., et al. Ratiometric imaging of extracellular pH in bacterial biofilms with C-SNARF-4. Applied and Environmental Microbiology. 81 (4), 1267-1273 (2015).
  28. Ohle, C., et al. Real-time microsensor measurement of local metabolic activities in ex vivo dental biofilms exposed to sucrose and treated with chlorhexidine. Applied and Environmental Microbiology. 76 (7), 2326-2334 (2010).
  29. Schlafer, S., et al. pH landscapes in a novel five-species model of early dental biofilm. PloS One. 6 (9), 25299 (2011).
  30. Divaris, K., et al. The Supragingival Biofilm in Early Childhood Caries: Clinical and Laboratory Protocols and Bioinformatics Pipelines Supporting Metagenomics, Metatranscriptomics, and Metabolomics Studies of the Oral Microbiome. Methods in Molecular Biology. 1922, 525-548 (2019).
  31. Stewart, P. S. Mini review: convection around biofilms. Biofouling. 28 (2), 187-198 (2012).
  32. Stoodley, P. Biofilms: Flow disrupts communication. Nature Microbiology. 1, 15012 (2016).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

155 confocal

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved