JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هذا النموذج الحيواني يمكن الباحثين من حمل الوذمه اللمفية الثانوية ذات الدلالة الاحصائيه في الطرف السفلي من الفئران ، والتي تدوم 8 أسابيع علي الأقل. ويمكن استخدام هذا النموذج لدراسة الفيزيولوجيا المرضية من الوذمه اللمفية والتحقيق في خيارات العلاج الرواية.

Abstract

النماذج الحيوانية ذات اهميه قصوى في البحث عن الوذمه اللمفية من أجل فهم الفيزيولوجيا المرضية للمرض ولكن أيضا لاستكشاف خيارات العلاج المحتملة. هذا النموذج الماوس يسمح للباحثين للحث علي ذمه لمفية كبيره تدوم 8 أسابيع علي الأقل. يتم الحث علي الوذمه اللمفية باستخدام مزيج من العلاج بالاشعه والاستئصال الجراحي للمفاويات. هذا النموذج يتطلب ان الفئران الحصول علي جرعه من 10 غراي (غراي) الإشعاع قبل وبعد الجراحة. الجزء الجراحي من النموذج ينطوي علي ربط ثلاثه الاوعيه الليمفاوية واستخراج اثنين من الغدد الليمفاوية من مؤخر الماوس. الحصول علي الاداات الجراحية الدقيقة والمجهر أمر ضروري ، وذلك بسبب الهياكل التشريحية الصغيرة من الفئران. ميزه هذا النموذج هو انه يؤدي إلى الوذمه اللمفية ذات الدلالة الاحصائيه ، والتي توفر أساسا جيدا لتقييم خيارات العلاج المختلفة. وهو أيضا خيار كبير ومتاح بسهوله للتدريب الجراحي المجهري. الحد من هذا النموذج هو ان الاجراء يمكن ان يكون مضيعه للوقت ، وخاصه إذا لم تمارس مقدما. ينتج النموذج عن الوذمه اللمفية القابلة للقياس الكمي بشكل موضوعي في الفئران ، دون التسبب في اعتلال شديد وقد تم اختبارها في ثلاثه مشاريع منفصلة.

Introduction

تتميز الوذمه اللمفية بتراكم السائل الليمفاوي الذي يؤدي إلى تورم الانسجه الموضعية ، والذي يحدث بشكل رئيسي بسبب ضعف أو تعطل تدفق السائل الليمفاوي في الاوعيه اللمفاوية1. يمكن ان تضعف تدفق الليمفاوية أو تعطل بسبب العدوى, انسداد, أصابه أو عيوب خلقيه في الجهاز اللمفاوي2. هذه المسببات تؤدي إلى تراكم السائل اللمفاوي ، مما يؤدي إلى حاله مزمنة من التهاب ، مما يؤدي إلى التليف اللاحق ، فضلا عن ترسب الانسجه الدهنية3. يمكن تصنيف الوذمه اللمفية علي انها الوذمه اللمفية الاوليه أو الثانوية. وذمه لمفية الاوليه بسبب تشوات النمو أو الطفرة الجينية2,4. تحدث الوذمه اللمفية الثانوية بسبب الامراض الجهازية الاساسيه أو الجراحة أو الصدمات2،4. الوذمه اللمفية الثانوية هي الشكل الأكثر شيوعا من الوذمه اللمفية في العالم2. في البلدان المتقدمة ، السبب الأكثر شيوعا للوذمه اللمفية الثانوية هو العلاج بالأورام مثل المعالجة الاشعاعيه المساعد وتشريح العقدة الليمفاوية5. الوذمه اللمفية هي الأكثر شيوعا بين مرضي سرطان الثدي ، ولكن يمكن أيضا ان تتطور في المرضي الذين يعانون من امراض النسائية ، الميلانوما ، البولي التناسلي أو سرطان الرقبة6. وقد اقترح ان من بين جميع النساء تشخيص سرطان الثدي, 21% سوف تتطور الوذمه اللمفية7.

يمكن ان تكون الوذمه اللمفية مرهقه للمريض جسديا ونفسانيا. المرضي الذين يعانون من الوذمه اللمفية لديهم زيادة خطر الاصابه5,8,9, سوء نوعيه الحياة ويمكن ان تتطور القلق الاجتماعي واعراض الاكتئاب10. مضاعفات الوذمه اللمفية المزمنة تؤدي إلى ارتفاع تكلفه الرعاية وزيادة عبء المرض9,11. وقد أشارت النتائج أيضا إلى ان الوذمه اللمفية قد تترافق مع زيادة خطر الوفاة بعد علاج سرطان الثدي12. الاداره المحافظة مثل ضغط المنطقة المصابة ، والصرف الليمفاوي اليدوي والعناية بالبشرة العامة لا تزال نهج الخط الأول. لا يوجد حاليا اي علاج علاجي6. علي الرغم من التقدم المحرز في مجال العلاج الجراحي والطبي ، لا يزال هناك مجال للتحسين. المزيد من البحوث ، وتوفير البصيرة في الفيزيولوجيا المرضية وتطور المرض ، وهناك حاجه لتمكين الأطباء لتوفير أفضل خيارات العلاج للمرضي5.

وتستخدم النماذج الحيوانية في البحوث قبل السريرية لفهم الفيزيولوجيا المرضية للامراض وتطوير خيارات العلاج المحتملة. وقد أنشئت عده نماذج مختلفه الحيوانية الوذمه اللمفية في أنياب13,14, الأرانب15, الأغنام16, الخنازير17,18 والقوارض19,20, 21،22،23،24. نموذج القوارض يبدو ان النموذج الأكثر فعاليه من حيث التكلفة, عند التحقيق في أعاده بناء الوظيفة اللمفاوية, بسبب القوارض يجري الوصول اليها بسهوله ومنخفضه السعر نسبيا25. وقد ركزت غالبيه نماذج الفئران علي الحث علي الوذمه اللمفية في ذيل الفئران21،22،23. نموذج الذيل موثوق جدا ولكن التقنية الجراحية الدقيقة للحث علي الوذمه اللمفية تختلف بشكل كبير في المواد المنشورة السابقة. وهذا يؤدي إلى تقلبات في مده ومتانة المتقدمة الوذمه اللمفية المقدمة في المعروفة25. ويجري أيضا استخدام تقنيات مختلفه للحث علي الوذمه اللمفية في نموذج الأطراف السفلية ، كما انها تسفر عن نتائج متفاوتة ، ولكن قد يكون من الأسهل فهم نموذج الأطراف السفلية من منظور انتقالي. وقد أعاقت نماذج الوذمه اللمفية السابقة عن طريق قرار الوذمه اللمفية العفوية ، التالي هناك حاجه إلى نموذج اللمفية القابلة للاستنساخ ودائم25. وقد حاول الباحثون في السابق لزيادة جرعه من الإشعاع ، لمنع القرار الوذمه اللمفية العفوية ، ولكن هذا قد ادي في كثير من الأحيان إلى اعتلال شديد اللاحقة25.

ينتج هذا النموذج عن الوذمه اللمفية ذات الدلالة الاحصائيه ، دون التسبب في اعتلال شديد ، من خلال الجمع بين الجراحة المجهرية والإشعاع. وقد تم تنقيح النموذج من نموذج الجراحية السابقة عن طريق أضافه جرعه من التشعيع الذي يحفز الوذمه اللمفية, دون التسبب في اعتلال شديد26. كما يوفر فرصه كبيره للتدريب الجراحي المجهري. الحصول علي المعدات الجراحية الدقيقة والمجهر ضروري ، وذلك بسبب الهياكل التشريحية الصغيرة للفئران. ويمكن اجراء العملية الجراحية عندما يكون المستخدم قد تم تدريس التقنيات الجراحية الدقيقة الاساسيه ، مثل خياطه مع الاداات الجراحية المجهرية. المشغلين الذين يؤدون هذا الاجراء شاهدوا جميع أشرطه الفيديو التعليمية من قبل Acland علي الشروط المسبقة للمهارات الجراحية الدقيقة (1981) وتقنيه الخياطة المجهرية الاساسيه (1985). نوصي بممارسه العملية الجراحية 8 − 10 مرات قبل استخدامها في البحوث. ممارسه الاجراء يضمن ان يتم اجراء عدد اقل من الأخطاء وان الاجراء يمكن ان يؤديها بشكل أكثر كفاءه. عندما يتقن ، يمكن اجراء العملية الجراحية في 45 دقيقه.

Protocol

وتم إيواء الماشية في مرفق رعاية الماشية بجامعه جنوب الدانمرك وفقا للمبادئ التوجيهية المؤسسية. وقد تمت الموافقة علي جميع الإجراءات المتعلقة بالمواد الحيوانية من قبل مفتشيه التجارب الحيوانية ، وزاره البيئة والاغذيه في الدنمارك.

1. ما قبل الجراحة التشعيع

ملاحظه: يتم التشعيع قبل الجراحة قبل 7 أيام من الجراحة.

  1. الحث علي التخدير.
    1. ضع الماوس في مربع الحث وتعيين المبخر إلى 3 ٪ ايزوفلوراني مع معدل تدفق الأكسجين من 0.8 − 1.2 L/min للحث علي استنشاق التخدير.
      ملاحظه: بدلا من ذلك ، يمكن استخدام التخدير عن طريق الحقن ولكن لمده قصيرة من التشعيع الذي يحفز استنشاق التخدير كان كافيا. للحصول علي النتائج الواردة في هذه المقالة ، تم استخدام الفئران C57BL6 الإناث البالغة من العمر 9 أسابيع.
    2. تاكد من تخدير الماوس بالبالكامل عن طريق الذيل أو مخلب اختبار قرصه.
  2. ضع الماوس للإشعاع.
    1. إذا خدرت تماما ، حرك الماوس من مربع الحث ووضعه تحت مصدر الإشعاع في موقف ضعيف وتثبيت بلطف الأطراف الخلفية مع الشريط.
      ملاحظه: سيبقي الماوس مخدرا لمده قصيرة من الإشعاع.
    2. وضع لوحه الرصاص سميكه 1.5 مم لضمان ان المنطقة التي تخضع لعمليه جراحيه فقط (اي منطقه دائريه قطرها 25 ملم حول الركبة) يحصل المشع.
  3. أداره جرعه من 10 غراي الإشعاع بمعدل جرعه 5.11 غراي/دقيقه (100 kVp ، 10 مللي أمبير).
    تحذير: يجب اتخاذ احتياطات السلامة عند العمل مع الإشعاع. وخلال هذه التجربة ، أجريت جميع التشعيع في غرفه معزولة بالإشعاع ، ولم يتم تشغيل مصدر الإشعاع الا عندما غادر جميع الافراد الغرفة واغلقواها.
  4. وضع الماوس مره أخرى في قفصه.

2-اعداد المعدات

ملاحظه: يجب اجراء الجراحة في غرفه مخصصه للإجراءات الجراحية. يجب ان يكون سطح المنطوق عقيما.

  1. نظيفه تماما جميع الأسطح المنطوق مع 70 ٪ الايثانول. ارتداء الشعر والمعاطف. استخدم أدوات جراحيه معقمه وقفازات معقمه.
  2. أعد التخدير.
    1. وضع 1 مل من الفنتانيل (0.315 ملغ/مل) ، 1 مل من ميدازولام (5 ملغ/مل) ، و 2 مل من الماء المعقم. استخدام المحاقن والابر المختلفة للمكونات المختلفة.
    2. اخلط الفنتانيل والماء المعقم عن طريق إفراغ المحاقن ببطء في أنبوب زجاجي معقم. عندما تختلط ، أضافه ميدازولام لإكمال الحل العمل.
  3. جهز تسكين
    1. رسم ما يصل 0.2 مل من البوبرينورفين (0.3 ملغ/مل) و 2 مل من المحلول الملحي.
    2. خلط وحدات التخزين عن طريق إفراغ المحاقن ببطء في أنبوب زجاجي معقم لإكمال حل العمل.
  4. قم بتشغيل المجهر وتاكد من ان الاضاءه كافيه ، وان المجهر مضبوط بشكل جيد لعيون المشغل.
    ملاحظه: يجب اجراء جميع العمليات الجراحية تحت مجهر التشغيل. نطاق التكبير من 4x− 25x كافيه.

3-الاعداد

  1. تزن الماوس قبل الجراحة عن طريق وضع الماوس في حاويه فارغه علي نطاق مسح.
  2. أداره التخدير.
    1. رسم ما يصل 0.1 مل من مخدر لكل 10 غرام من وزن الجسم الماوس. حقن جلد التخدير كحقنه بوليوس.
    2. اسمحوا الماوس بقية في قفص مع الكثير من الفراش والماوي لمده 10 دقيقه تقريبا حتى مخدر تماما. فحص عمق التخدير عن طريق تقييم استرخاء العضلات واجراء اختبار مخلب أو ذيل قرصه.
  3. عند تخدير كامل ، حلق الطرف الخلفي الذي تم اختياره للاجراء باستخدام المقصات الكهربائية. تاكد من مسح الشعر الزائد.
  4. قم بتشغيل جهاز التسخين ، مثل لوحه التسخين وغطيه بقطعه قماش جراحيه.
  5. تعيين تدفق الأكسجين إلى 0.8 لتر/دقيقه وتوصيله مع nosecone. استخدام الأكسجين 100 ٪.
    ملاحظه: الnosecone هو فقط لتسليم الأكسجين وليس التخدير.
  6. تطبيق مرهم العيون وحقن 0.5 مل من جلد المالحة ، ويفضل في الوازع من الماوس ، لمنع نقص بوتاسيوم الدم اثناء الجراحة.
  7. ضع الماوس للجراحة.
    1. ضع الماوس علي القماش الجراحي في موقف ضعيف. ضع الانفيه فوق الخطم.
    2. Fixate نهاية المؤخرات برفق مع الشريط لمنع الماوس من التحول اثناء الجراحة.
    3. تعقيم الجلد باستخدام الكحول/كلوهيكسيدين أو الكحول/اليود povidone.

4-الجراحة

ملاحظه: في هذا المثال ، الطرف الخلفي الأيسر (عند عرض الماوس في موضع ضعيف) ، تم اختيار الاجراء.

  1. اجراء شق دائري.
    1. ارفع الجلد بملقط ناعم ومقطع فتحه صغيره تقريبا 5 مم القريبة إلى الحفرة البوبليضيه.
    2. الشريحة مقص حاد في الفتحة ومقطع نحو الركبة بحيث ينتهي الشق فقط فوق الركبة. تاكد من عدم ثقب الاوعيه الاساسيه عن طريق رفع الجلد مع ملقط اثناء القص.
    3. تحريك الماوس إلى موقف المعرضة والاستمرار في مقطع من الركبة نحو الحفرة المتحجرة حتى يكتمل الشق المحيط.
  2. تشريح الجلد تحت الركبة.
    1. برفق تشريح المنطقة تحت الركبة إلى بضعة ملليمترات فوق الكاحل ، عن طريق فتح ببطء وإغلاق المقص الصغير في حين رفع الجلد مع ملقط.
    2. قص التصاقات المرئية المتبقية بعناية باستخدام المقص المجهري. استخدام المحلول الملحي المعقم بانتظام للحفاظ علي الانسجه رطبه خلال العملية برمتها.
  3. تشريح الجلد في الحافة القريبة من الشق المحيط بحيث يمكن سحبه مع أعاده الجرار المرنة.
    ملاحظه: الجرار يسمح للمشغل بعرض أفضل للسفينة الليمفاوية القريبة ويمنع الحافة القريبة من التحول اثناء الجراحة.
  4. في حين لا تزال في موقف المعرضة ، تدوير المؤخر برفق وتثبيته مع الشريط ، بحيث يكون الوريد نسا مرئية من النقطة الأكثر القريبة من المنطقة المكشوفة إلى النقطة الأكثر البعيدة.
  5. حقن حوالي 0.01 مل من براءات الاختراع الأزرق الخامس جلد بين اصبع القدم الثاني والثالث باستخدام حقنه 0.5 mL مع ابره 30 G. اضغط برفق علي مخلب بضع مرات لتوزيع براءات الاختراع الأزرق V. تصور الاوعيه الليمفاوية والعقدة الليمفاوية من خلال المجهر كما الأزرق براءات الاختراع V يملا الاوعيه الليمفاوية.
    ملاحظه: إذا كان اللون الأزرق من الاوعيه الليمفاوية يتلاشى اثناء العملية ، تدليك بلطف مخلب لتعزيز امتصاص ، بدلا من حقن المزيد من براءات الاختراع الأزرق الخامس. الاستخدام الزائد من براءات الاختراع الأزرق الخامس قد يؤدي إلى تسرب وتلوين الانسجه المحيطة بالاوعيه الليمفاوية التي قد تسويه الاجراء.
  6. حدد موقع الهياكل الهامه: العقدة الليمفاوية التي لا تمابيال (PLN) ، والاوعيه الليمفاوية البعيدة إلى العقدة الليمفاوية (DLV1 و DLV2) ، والوعاء الليمفاوي القريب من العقدة الليمفاوية (PLV).
    ملاحظه: جميع الاوعيه الليمفاوية يمكن العثور عليها بجوار الوريد الدهني. وعاده ما يتم العثور علي الاوعيه الليمفاوية القريبة الإنسي إلى الوريد ، والاوعيه الليمفاوية البعيدة وجدت الوسطي والجانبية علي الوريد. وتستخدم اختصارات الهياكل في الفيديو المصاحب.
  7. تكبير لتصور بوضوح plv ونربط مع خياطه النايلون 10-0 باستخدام الصغيرة ابره حامل والملقط المجهري. اضغط علي مخلب بضع مرات للتاكد من ان اي براءة اختراع الأزرق الخامس يمر القريبة إلى خياطه.
    ملاحظه: قد يكون من الضروري تشذيب الدهون المحيطة بالوعاء اللمفاوي.
  8. كرر الخطوة 4.7 لربط الاوعيه الليمفاوية البعيدتين. اضغط علي مخلب عده مرات للتاكد من ان اي براءة اختراع الأزرق الخامس يمر القريبة إلى الاربطه. إذا كانت الاوعيه الليمفاوية تقع علي مقربه من الوريد الدهني ، فحاول تشريحها بشكل أكثر انتفاخا.
    ملاحظه: في هذا المثال ، يمكن ان نري ان واحده من الاوعيه الليمفاوية رشقات ناريه بسبب الاربطه التي تعيق تدفق الليمفاوية. وغالبا ما تنقسم الاوعيه الليمفاوية من الوريد إلى أسفل.
  9. أزاله العقدة الليمفاوية التي لا تمابيال.
    1. حدد موقع العقدة الليمفاوية التي لا تمبليه وقم بقص ثقب صغير مع مقصات مجهريه للوصول اليها وأزالها بالملقط المجهري والمقص المجهري.
      ملاحظه: تحتوي العقدة الليمفاوية علي سطح أملس يشبه اللؤلؤ علي النقيض من الانسجه الدهنية المحيطة.
    2. لاختبار إذا كان النسيج المزال هو العقدة الليمفاوية ، وضعه في أنبوب اختبار مليئه بالماء.
      ملاحظه: إذا كان النسيج يتكون من الدهون ، وسوف تطفو الانسجه. إذا كان النسيج هو العقدة الليمفاوية ، فانه سوف تغرق إلى القاع.
  10. أزاله لوحه الدهون الاربيه والعقدة الليمفاوية.
    1. قبل أزاله وساده الدهون الاربيه ، استخدم التخثر ثنائي القطب لكي الاوعيه التي تعمل من خلال الدهون.
    2. Resect وساده الدهون الاربيه باستخدام الملقط المجهري والمقص الصغير. مقطع برفق الاوعيه التي تعمل بالكي من خلال الدهون. ثم استئصال بلطف الانسجه الدهنية في المنطقة الاربيه.
      ملاحظه: نادرا ما يتم تلوين العقدة الليمفاوية الموجودة في الدهون من قبل الأزرق براءات الاختراع الخامس ويمكن ان يكون من الصعب التفريق من الدهون. أزاله وساده الدهون في قطعه واحده هو أفضل طريقه لضمان أزاله العقدة الليمفاوية.
  11. اشطف الساق جيدا بمحلول ملحي معقم وتاكد من خلال المجهر انه قد تم أزاله اي شعره صغيره وجزيئات من منطقه الجراحة لتجنب تلوث الجروح والعدوى. تاكد من عدم وجود نزيف نشط.
  12. خياطه حواف الجلد وصولا إلى جاهيه العضلات مع خياطه النايلون 6-0 باستخدام ملقط وحامل ابره ، وترك فجوه من 2 − 3 ملم لتقييد تدفق الليمفاوية السطحية.
    ملاحظه: يظهر الفيديو المصاحب مثالا علي الغرز المكتملة.
  13. أداره تسكين. رسم ما يصل 0.1 مل من تسكين لكل 30 غرام من وزن الجسم الماوس. حقن تسكين جلد كحقنه بوليوس.
  14. تزن الماوس لمرحله ما بعد الجراحة للمقارنة.
  15. وضع الماوس في قفص في خزانه تسخينها للانتعاش.

5. الرعاية بعد الجراحة

  1. إعطاء الفئران أقفاص الفردية للتعافي بعد الجراحة مع الماء والغذاء libitum الإعلان.
  2. أداره جرعه تحت الجلد بوليوس من 0.02 مل من البوبرينورفين 3x يوميا لمده 3 أيام لتسكين.
  3. مراقبه الحيوانية يوميا للتئام الجروح المناسبة ، علامات الم والعدوى. إذا كانت علامات العدوى موجودة ، استخدم مرهم المضادات الحيوية.

6-التشعيع بعد الجراحة

  1. بعد ثلاثه أيام من الجراحة ، كرر الاجراء الخاص بالتشعيع قبل الجراحة (الخطوات 1.1 − 1.4).

النتائج

وقد سبق استخدام هذا الاجراء في ثلاث تجارب منفصلة. وأجريت جميع التجارب من قبل المحققين الرصاص مختلفه الذين هم جميعا المشاركين في تاليف هذه المادة. وفي جميع التجارب الثلاث ، تم توخي الحرص الشديد علي التزام بنفس الاجراء الموصوف في هذا البروتوكول. وفي جميع التجارب الثلاثة ، ?...

Discussion

وهناك بضع خطوات حاسمه في هذا البروتوكول. أولا ، من المهم ان الباحثين اتخاذ احتياطات السلامة عند العمل مع النشاط الإشعاعي. ثانيا ، خلال الجزء الجراحي من هذا البروتوكول ، من المهم ان تبدا الاجراء مره واحده وقد تم تخدير الماوس والانتهاء منه دون فواصل لا لزوم لها. هذا أمر مهم لتجنب فتره طويلة ب?...

Disclosures

وليس لدي المؤلفين ما يفصحون عنه.

Acknowledgements

ويشكر المؤلفان بيتر بولين ، رئيس المختبر الطبي الحيوي لإقراضهما المعدات اللازمة لتسجيل اللقطات التي شوهدت من خلال المجاهر.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
10-0 Nylon sutureS&T12051-10
6-0 Nylon suture - DafilonB BraunC0933112
Coagulator - ICC 50ERBE
Cotton tipped applicatorsYibon medical co
Dissecting forcepsLawton09-0190
Elastic retractorsOdense University Hospital
Electrical clipperAesculapGT420
Fentanyl 0,315 mg/mlMatrix
Heating pad - PhysioSuiteKent Scientific Corp.
Isoflurane 1000mg AttaneScan Vet
Isoflurane vaporizer - PPVPenlon
Micro jewler forcepsLawton1405-05
Micro Needle holderLawton25679-14
Micro scissorsLawton10128-15
Micro tying forcepsLawton43953-10
Microfine U-40 syringe 0,5mlBD328821
Microlance syringe 25gBD
Microlance syringe 27gBD
Midazolam 5 mg/ml (hameln)Matrix
Needle holder - Circle woodLawton08-0065
Non woven swabsSelefa
Opmi pico microscope F170Zeiss
Patent blue V - 25 mg/mlGuerbet
Scissors - JosephBDRH1630
Siemens INVEON multimodality pre-clinical scannerSiemens pre-clinical solutions
Source of radiation - D3100Gulmay
Stata Statistical Software: Release 15StataCorp LLC
Temgesic - 0,2 mgIndivior
Vet eye ointment - viscotearsBausch & Lomb

References

  1. Lawenda, B. D., Mondry, T. E., Johnstone, P. A. S. Lymphedema: a primer on the identification and management of a chronic condition in oncologic treatment. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 59 (1), 8-24 (2009).
  2. Greene, A. K., Greene, A. K., Slavin, S. A., Brorson, H. Epidemiology and morbidity of lymphedema. Lymphedema: Presentation, Diagnosis, and Treatment. , 33-44 (2015).
  3. Hespe, G. E., Nores, G. G., Huang, J. J., Mehrara, B. J. Pathophysiology of lymphedema-Is there a chance for medication treatment?. Journal of Surgical Oncology. 115 (1), 96-98 (2017).
  4. Grada, A. A., Phillips, T. J. Lymphedema: Pathophysiology and clinical manifestations. Journal of the American Academy of Dermatology. 77 (6), 1009-1020 (2017).
  5. Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138 (3 Suppl), 209S-218S (2016).
  6. Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
  7. DiSipio, T., Rye, S., Newman, B., Hayes, S. Incidence of unilateral arm lymphoedema after breast cancer: a systematic review and meta-analysis. The Lancet Oncology. 14 (6), 500-515 (2013).
  8. Douglass, J., Graves, P., Gordon, S. Self-Care for Management of Secondary Lymphedema: A Systematic Review. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (6), e0004740 (2016).
  9. Shih, Y. C. T., et al. Incidence, treatment costs, and complications of lymphedema after breast cancer among women of working age: a 2-year follow-up study. Journal of Clinical Oncology. 27 (12), 2007-2014 (2009).
  10. Ridner, S. H. The psycho-social impact of lymphedema. Lymphatic Research and Biology. 7 (2), 109-112 (2009).
  11. Gutknecht, M., et al. Cost-of-illness of patients with lymphoedema. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 31 (11), 1930-1935 (2017).
  12. Hayes, S., et al. Prevalence and prognostic significance of secondary lymphedema following breast cancer. Lymphatic Research and Biology. 9 (3), 135-141 (2011).
  13. Danese, C. A., Georgalas-Bertakis, M., Morales, L. E. A model of chronic postsurgical lymphedema in dogs' limbs. Surgery. 64 (4), 814-820 (1968).
  14. Das, S. K., Franklin, J. D., O'Brien, B. M., Morrison, W. A. A practical model of secondary lymphedema in dogs. Plastic and Reconstructive Surgery. 68 (3), 422-428 (1981).
  15. Huang, G. K., Hsin, Y. P. An experimental model for lymphedema in rabbit ear. Microsurgery. 4 (4), 236-242 (1983).
  16. Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
  17. Lahteenvuo, M., et al. Growth factor therapy and autologous lymph node transfer in lymphedema. Circulation. 123 (6), 613-620 (2011).
  18. Honkonen, K. M., et al. Lymph node transfer and perinodal lymphatic growth factor treatment for lymphedema. Annals of Surgery. 257 (5), 961-967 (2013).
  19. Wang, G. Y., Zhong, S. Z. A model of experimental lymphedema in rats' limbs. Microsurgery. 6 (4), 204-210 (1985).
  20. Oashi, K., et al. A new model of acquired lymphedema in the mouse hind limb: a preliminary report. Annals of Plastic Surgery. 69 (5), 565-568 (2012).
  21. Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
  22. Cheung, L., et al. An experimental model for the study of lymphedema and its response to therapeutic lymphangiogenesis. BioDrugs : Clinical Immunotherapeutics, Biopharmaceuticals and Gene Therapy. 20 (6), 363-370 (2006).
  23. Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
  24. Tammela, T., et al. Therapeutic differentiation and maturation of lymphatic vessels after lymph node dissection and transplantation. Nature Medicine. 13 (12), 1458-1466 (2007).
  25. Frueh, F. S., et al. Animal models in surgical lymphedema research--a systematic review. Journal of Surgical Research. 200 (1), 208-220 (2016).
  26. Jorgensen, M. G., et al. Quantification of Chronic Lymphedema in a Revised Mouse Model. Annals of Plastic Surgery. 81 (5), 594-603 (2018).
  27. Frueh, F. S., et al. High-resolution 3D volumetry versus conventional measuring techniques for the assessment of experimental lymphedema in the mouse hindlimb. Scientific Reports. 6, 34673 (2016).
  28. Biau, D. J., Kerneis, S., Porcher, R. Statistics in brief: the importance of sample size in the planning and interpretation of medical research. Clinical Orthopaedics and Related Research. 466 (9), 2282-2288 (2008).
  29. Korula, P., Varma, S. K., Sunderrao, S. Inhibition of wound contraction by point-to-point adherent splintage. Plastic and Reconstructive Surgery. 95 (4), 725-730 (1995).
  30. Komatsu, E., et al. Lymph Drainage During Wound Healing in a Hindlimb Lymphedema Mouse Model. Lymphatic Research and Biology. 15 (1), 32-38 (2017).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

153

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved