JoVE Logo

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

نقدم نهج أنبوب داخلي لتقنية الكفة لزراعة القلب غير الرحمي الماوس لمساعدة إيفرت السفينة على الكفة. وجدنا أن التعاون بين اثنين من الجراحين ذوي الخبرة بشكل ملحوظ يقصر وقت العملية.

Abstract

تم إجراء عملية زرع القلب مورين لأكثر من 40 عاما. مع التقدم في الجراحة المجهرية ، تم استخدام تقنيات جديدة معينة لتحسين الكفاءة الجراحية. في مختبرنا، قمنا بتحسين تقنية الكفة مع خطوتين رئيسيتين. أولاً، استخدمنا تقنية الأنبوب الداخلي لإدخال أنبوب داخلي مؤقت في الوريد الوداجي الخارجي والأوعية الدموية الشريان السباتي لتسهيل تحويل الوعاء على الكفة. ثانيا، قمنا بزراعة القلب غير الرحمية بالكامل من خلال تعاون جراحين من ذوي الخبرة. وقد خفضت هذه التعديلات بشكل فعال وقت التشغيل إلى 25 دقيقة، مع نسبة نجاح 95٪. في هذا التقرير، نحن وصف هذه الإجراءات بالتفصيل وتقديم فيديو إضافي. ونحن نعتقد أن هذا التقرير عن تحسين تقنية الكفة سوف تقدم التوجيه العملي لزرع القلب غير الرحمي المورين، وسوف تعزز فائدة هذا النموذج الماوس للبحوث الأساسية.

Introduction

وكان إنشاء زرع القلب الماوس غيريروتوبيك من خلال نهاية إلى نهاية anastomosis داخل البطن في عام 1973 معلما رئيسيا في البحوث الأساسية مناعة زرع1. قدم هذا النموذج أداة هامة وصالحة لتحليل آليات الإقفار إصابة2, رفض مناعي , و التسامح3,4. ومع ذلك، فإن الطبيعة المعقدة والمستهلكة للوقت للجراحة وكذلك احتمال الإصابة بالعدوى يمكن أن تؤدي إلى الالتصاقات البطنية الحادة حول العملية وردود الفعل الالتهابية، مما يؤدي إلى انخفاض كفاءة نموذج زرع القلب غيريروتوبيك.

وقد وصفت تقنية زرع القلب غير الرحمي عنق الرحم لأول مرة من قبل تشن في عام 19915. في هذا النموذج، يتم استنشاق الوريد الوداجي الخارجي للمتلقي إلى الشريان الرئوي للكسب غير المشروع ويتم استئصال الشريان السباتي إلى الشريان الأورطي الصاعد. المزايا الرئيسية لهذا الأسلوب هي الراحة للرصد والحد من الصدمة للمتلقي. في نفس العام، وصف ماتسورا تقنية محسنة، حيث تم ثني نهاية الوريد الوداجي الخارجي والشريان السباتي فوق كفة تفلون وثابتة بأربطة حريرية محيطية6. كما قام بعض الباحثين بسد الكفة إلى الشريان الرئوي الأيمن في قلب المتبرع قبل إدخال الكفة في الوريد الوداجي الخارجي للمتلقي7. حتى الآن، وقد تم تطبيق تقنية الكفة على نطاق واسع في مختلف نماذج زرع الرّاقي الوعائيّة، بما في ذلك تلك الخاصة بالرئتينالكبدوالزرع الكلوي10.

حتى الآن، هناك العديد من الصعوبات المرتبطة تقنية الكفة. على سبيل المثال، من الصعب على الشريان السباتي إلى إيفرت على الكفة بسبب مرونة إضافية، مما أدى إلى الأنسجة التقليب إلى الوراء. وبالتالي، قد تكون هناك حاجة إلى ممارسة إضافية ومتوسعة مجهرية لإكمال هذه الخطوة. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن يستغرق إعداد الأوعية العنقية ما يصل إلى 25 دقيقة.

لحل هذه القضايا، نقدم تقنية الأنبوب الداخلي، والتي تعتمد على تقنية الكفة وتشمل تثبيت الكفة على الوريد الوداجي الخارجي والشريان السباتي باستخدام أنبوب داخلي للمساعدة في الإباء من جدار الوعاء. وبالإضافة إلى ذلك، مع التدريب البسيط، يتم تخفيض إعداد المتلقي إلى 15.5 دقيقة. هذه التقنية يقلل من تعقيد العملية ولا تتطلب ممارسة إضافية أو استخدام موسع الأوعية الدموية. ويمكن تطبيقها في جميع البحوث المناعية زرع، وخاصة للتحقق من طرف ثالث التسامح المناعي الذي يتلقى المتلقي اثنين من allografts القلب، واحد داخل البطن والآخر في الرقبة11. كما نوصي بالتعاون بين جراحين ماهرين لإنشاء هذا النموذج، حيث يقوم أحد الجراحين بإعداد الحيوان المتلقي والآخر الذي يقوم بحصاد وزرع قلب المتبرع. ويمكن لهذا التعاون تقصير وقت التشغيل إلى 25 دقيقة. باستخدام هذا الإجراء الأمثل، أنشأنا syngeneic، الزوج12،,13،,14،,15،,16،,17،,18،,19،وxenogeneic فأر زرع القلب نماذج20.

وكان الأساس المنطقي لتطوير تقنية الأنبوب الداخلي هو تقليل وقت التشغيل لإنشاء نموذج زرع قلب الفأر بمعدل نجاح مرتفع. تحسين نموذج زراعة القلب العنقي يسهل الحصول على معدلات نجاح عالية في فترة قصيرة من وقت الجراحة مقارنة مع تقنية الخياطة التقليدية والكفة21. علاوة على ذلك، يمكن لنموذج التعاون تقليل الوقت الإقفار الدافئ للقلب المانح مقارنة بالعمليات الجراحية التي تتم مع مشغل واحد.

Protocol

الحيوانات (BALB / c، C57BL/6، الذكور، 8-12 أسبوعا) يتم إيواء في منشأة محددة خالية من مسببات الأمراض في جامعة شيامن مركز الحيوانات المختبرية. ويستخدم C57BL/6 كمتلقي ويستخدم BALB/c كمتبرع. يتم تنفيذ جميع الإجراءات وفقا للمبادئ التوجيهية للجنة الرعاية واستخدام الحيوان المؤسسية (IACUC).

ملاحظة: مجموعة من الأدوات الجراحية الدقيقة، بما في ذلك مقص الصغرى، ملقط مستقيمة الصغرى، ملقط منحنية الصغرى وأصحاب الإبرة الصغيرة، ضرورية للعملية (الجدول والمواد، الشكل 1B، C، D، E). زوج واحد من المشابك البلدغ واحد الاستخدام(الشكل 1F)وهناك حاجة. يتم إعداد الأصفاد اثنين للورد الوداجي الخارجي والشريان السباتي عن طريق قطع أنابيب البولي أميد المخصصة مع مشرط رقم 10 تحت المجهر. قطر الوريد والشريان هو 0.9 مم و 0.55 ملم ، على التوالي. بالإضافة إلى ذلك ، فإن قطر الأنبوب الداخلي للوقي المقابل للرقي هو 0.6 مم ، وهذه من الأنبوب الداخلي للصفة الشريانية المقابلة هي 0.28 مم (الشكل 1G).

1 - إعداد المتلقي

  1. تخدير الفأرة المتلقي مع pentobarbital (60 ملغم / كغ ، i.p). استخدام المقصات الميكانيكية الاتراومية لإزالة الشعر في منطقة عنق الرحم الجانبي الأيمن.
  2. استخدام قضيب طرف القطن العقيمة لمسح المنطقة الجراحية مع مطهر اليود تليها 70٪ الإيثانول.
  3. ضع الماوس في موضع supine على منصة التشغيل. تغطية الماوس مع الشاش العقيمة.
  4. استخدم مقصًا لـ ophthalmic لإجراء شق مستعرض من خط منتصف الرقبة السفلي من الثلث إلى مفصل الكتف الترقوة الأيمن.
  5. عزل الوريد الوداجي الخارجي الأيمن مع ملقط منحنية صغيرة لفضح ما يكفي من الطول، وقطع الفروع عن طريق التخثر الكهربائي، وligate السفينة في نهاية القعر باستخدام خياطة الحرير 6-0.
  6. المشبك الوريد الوداجي الخارجي proximally باستخدام المشبك بلدغ ومن ثم تحويل الوريد proximally إلى الرباط باستخدام مقص صغير.
  7. غسل تجويف السفينة مع 100 U/mL 0-4 ° C heparinized المالحة لإزالة أي الدم المتبقية.
  8. سحب الوريد الوداجي الخارجي من خلال الكفة الوريدية باستخدام ملقط مستقيمة الصغرى; إدراج الوريد الداخلي أنبوب في التجويف باعتباره الدعامة، و evert جدار السفينة على الكفة مع ملقط مستقيمة الصغرى(الشكل 2A).
  9. إصلاح endothelium السفينة everted في الطرف القريب من الكفة باستخدام 8-0 ظرفي خياطة الحرير (الشكل 2B).
  10. استخدام ملقط مستقيمة الصغرى لسحب الوريد الداخلي أنبوب من وعاء الوريد.
  11. قم بإجراء تشريح حاد مع ملقط منحنية صغيرة لعزل الشريان السباتي الأيمن المجاور للحافة الداخلية للرونميوماستوئي.
  12. المشبك الشريان السباتي الأيمن proximally باستخدام المشبك البلدغ، ligate الشريان السباتي distally باستخدام خياطة الحرير 6-0، واستخدام مقص صغير لإعادة تحديد الشريان السباتي proximally إلى الرباط.
  13. غسل الشريان السباتي مع 100 U/mL 0-4 درجة مئوية heparinized المالحة لإزالة أي الدم المتبقية.
  14. تمرير الشريان السباتي من خلال كفة الشريان وأدخل الشريان الداخلي أنبوب في وعاء الشريان باستخدام ملقط مستقيم الصغرى(الشكل 2C).
  15. إيفرت السفينة على الكفة باستخدام ملقط مستقيمة الصغرى; إصلاح endothelium السفينة everted باستخدام circumferential 8-0 خياطة الحرير (الشكل 2D).
  16. سحب الأنبوب الداخلي الشريان من وعاء الشريان مع ملقط مستقيمة الصغرى.
    ملاحظة: الحفاظ على الغدة دون المهاوية للمستلم.

2 - إعداد المانحين

  1. تخدير الفأر المانح باستخدام pentobarbital (60 ملغم/كغ، i.p). استخدام المقصات الميكانيكية الاتراومية لإزالة الشعر في منطقة البطن.
  2. ضع الماوس في موضع supine على منصة التشغيل. تغطية الماوس مع الشاش العقيمة.
  3. استخدام قضيب طرف القطن العقيمة لمسح المنطقة الجراحية مع مطهر اليود تليها 70٪ الإيثانول.
  4. إجراء شق في منتصف البطن مع مقص العيون وفضح تجويف البطن.
  5. استخدام ملقط المنحنية الصغرى لفضح الوريد السفلي cava، ومن ثم حقن عن طريق الوريد 200 ميكرولتر من 100 U/mL 0-4 °C heparinized المالحة لكل 20 غرام من وزن الجسم من خلال الوريد السفلي الكافا.
  6. أداء thoracotomy مع مقص العيون، وقطع الأضلاع من خلال شقوق خط منتصف الساكسل الثنائية، الوجه جدار الصدر الأمامي إلى الخارج لفضح تجويف الصدر.
  7. اكوس الغدة الصعترية مع ملقط منحنية صغيرة.
  8. فضح الشريان الأورطي، ومن ثم 200 μL من 100 U/mL 0-4 درجة مئوية heparinized المالحة إلى الشريان التاجي من خلال القوس الأبهر.
    ملاحظة: تجنب الضخ أي فقاعات الغاز في قلب المانحة.
  9. استخدام مقص صغير لتنقص الشريان الأورطي التصاعدي في بداية القوس الأبهري.
  10. احول الشريان الرئوي في بداية الفرعين الرئيسيين مع مقص صغير.
  11. Ligate فينا كافا متفوقة وسفاح الوريد السفلية cava بالوكالة باستخدام خياطة الحرير 6-0 واستخدام مقص صغير لتنفط الوريد distally إلى الرباط.
  12. Ligate الأوردة الرئوية معا، محيطا، وذلك باستخدام خياطة حريري واحد 6-0، وقطع فروع الوريد distally إلى الرباط باستخدام مقص صغير.
  13. إزالة الكسب غير المشروع القلب من الأنسجة الرخوة المحيطة بها; الحفاظ عليه في 0-4 درجة مئوية heparinized المالحة.

3. زرع القلب

  1. ضع قلب المتبرع رأساً على عقب في منطقة الرقبة اليمنى للمتلقي.
  2. أدخل الشريان الرئوي للقلب المانح إلى حلقة حريرية 6-0 مع ملقط مستقيمة صغيرة.
  3. التفاف تجويف السفينة حول الكفة الوريد، ومن ثم تشديد حلقات خياطة الحرير 6-0 حول الكفة لتربط مفصل السفينة.
  4. إجراء استئصال الشريان الأورطي من الكسب غير المشروع وكفة الشريان باتباع الخطوات الموضحة في الخطوة 3.2.
  5. حرر الوريد الوداجي المشبك متبوعاً بالشريان الوداجي المشبك. الحفاظ على السفينة المشتركة untwisted وضمان أن تدفق الدم هو دون عائق.
    ملاحظة: يعتبر إيقاع الجيوب الأنفية العائد إلى أكثر من 200 مرة في غضون 1 دقيقة طبيعي.
  6. ترطيب القلب المانح باستخدام ماء ملحي دافئ (37 درجة مئوية) وفحص ما إذا كان الكسب غير المشروع ينزف أم لا. تعيين الكسب غير المشروع القلب النابض في الفضاء تحت الجلد، ومن ثم خياطة شق.

4. الرعاية بعد الجراحة وتقييم الكسب غير المشروع

  1. سجل الوقت إلى إيقاع الجيوب الأنفية الطبيعية والحفاظ على إيقاع الجيوب الأنفية الطبيعية لمدة 5 دقائق على الأقل بعد إطلاق المشبك لمراقبة وظيفة الكسب غير المشروع بعد العملية الجراحية.
  2. ضع المتلقي وحده على بطانية دافئة حتى يستيقظ المتلقي من التخدير. إدارة مسكة البوبرينورفين، 0.05 ملغم / كغ، s.c، في نهاية الجراحة وكل 12 ساعة لمدة 72 ساعة بعد الجراحة.
  3. تسجيل الوزن وحالة الاسترداد بعد العملية الجراحية للمستلم يوميًا. في حالة > 15٪ فقدان الوزن بالنسبة إلى ذلك في تاريخ الجراحة، شلل الشلل العضلي، أو العدوى، euthanize المتلقي عن طريق استنشاق isoflurane محطة21.
  4. مراقبة البقاء على قيد الحياة الكسب غير المشروع عن طريق الجس يوميا. تعتبر الجراحة ناجحة إذا نجا المورين allograft لمدة >72 ساعة. الصف وظيفة الكسب غير المشروع, كما ذكر سابقا22: مقياس 3 - نبض بقوة والتردد; الجدول 2 - أقل نبض؛ مقياس 1- الرجفان والرفض الوشيك؛ أو مقياس - 0، وفقدان ضربات القلب والرفض الكامل.

النتائج

وقت العملية الجراحية

بعد التدريب، يمكن للجراح الماهر إجراء العملية بنجاح في غضون 35 دقيقة باستخدام تقنية الأنبوب الداخلي، حيث يلزم حوالي 15.5 دقيقة لإعداد المتلقي، و10.9 دقيقة لإعداد المتبرع، و4.4 دقيقة مطلوبة لمصابي حشرات القلب المانحة. يتم تقليل وقت الإقفار البارد و?...

Discussion

نماذج زرع قلب الماوس هي أدوات مهمة لأبحاث علم المناعة زرع، والأدوات والمواد اللازمة لتقييم الآليات المناعية لهذا النموذج وعدد كبير من الفئران المعدلة الجينات المتاحة. ومع ذلك، فإن التحديات التقنية المجهرية، مثل خياطة السفن والإيجاز، حدت من استخدامها على نطاق واسع. في هذه الدراسة، قمنا ب...

Disclosures

ليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

وقد دعم هذا العمل مشروع البحوث المشتركة للتثقيف الصحي في مقاطعة فوجيان (WKJ2016-2-20)، والمؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (81771271 و81800664)، والبرنامج الوطني للبحث والتطوير الرئيسي في الصين (2018YFA010) 8304) ومشروع التعليم والبحث العلمي للمعلمين الشباب ومتوسطي العمر في مقاطعة فوجيان (JAT170714)، ومؤسسة العلوم الطبيعية في مقاطعة هونان الصينية (2019JJ50842) والمواهب الشبابة Huxiang من مقاطعة هونان (2019RS2013).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Artery cuffSelf-madePolyamide tube. diameter: 0.55 mm,length: 1.0 mm
Artery inner tubeSelf-madePolyamide tube. Diameter: 0.28mm
Micro curved forcepsShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Surgical Instruments FactoryWA30501/8 arc, 0.3-mm tip without a hook
Micro needle holdersShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Surgical Instruments FactoryWA20500.2-mm tip
Micro scissorsShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Surgical Instruments FactoryWA1050Straight, blade length: 10 mm
Micro straight forcepsShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Surgical Instruments FactoryWA30600.15-mm tip without a hook
Scanlan Vascu-Statt Bulldog ClampsScanlan International Inc1001-531Clamping pressure 20–25 grams
Vein cuffSelf-madePolyamide tube. diameter: 0.9 mm,length: 1.2 mm
Vein inner tubeSelf-madePolyamide tube. Diameter: 0.6 mm

References

  1. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplantation Proceedings. 5 (1), 733-735 (1973).
  2. Que, W., et al. Prolonged cold ischemia time in mouse heart transplantation using supercooling preservation. Transplantation. , (2019).
  3. Wang, C. Y., et al. Suppression of murine cardiac allograft arteriopathy by long-term blockade of CD40-CD154 interactions. Circulation. 105 (13), 1609-1614 (2002).
  4. Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).
  5. Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
  6. Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
  7. Wang, Q., Liu, Y., Li, X. K. Simplified technique for heterotopic vascularized cervical heart transplantation in mice. Microsurgery. 25 (1), 76-79 (2005).
  8. Li, W., et al. Surgical technique for lung retransplantation in the mouse. Journal of Thoracic Disease. 5 (3), 321-325 (2013).
  9. Kamada, N., Calne, R. Y. A surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat. Surgery. 93 (1), 64-69 (1983).
  10. Chen, H., Zhang, Y., Zheng, D., Praseedom, R. K., Dong, J. Orthotopic kidney transplantation in mice: technique using cuff for renal vein anastomosis. PLoS One. 8 (10), 77278 (2013).
  11. Miller, M. L., et al. Spontaneous restoration of transplantation tolerance after acute rejection. Nature Communications. 6, 7566 (2015).
  12. Lin, Y., et al. Overexpression of Jagged-1 combined with blockade of CD40 pathway prolongs allograft survival. Immunology and Cell Biology. 93 (2), 213-217 (2015).
  13. Xie, B., et al. Combined costimulation blockade inhibits accelerated rejection mediated by alloantigen-primed memory T cells in mice. Immunological Investigations. 38 (7), 639-651 (2009).
  14. Shao, W., et al. Combination of monoclonal antibodies with DST inhibits accelerated rejection mediated by memory T cells to induce long-lived heart allograft acceptance in mice. Immunology Letters. 138 (2), 122-128 (2011).
  15. Dai, H., et al. Blockade of CD27/CD70 pathway to reduce the generation of memory T cells and markedly prolong the survival of heart allografts in presensitized mice. Transplant Immunology. 24 (4), 195-202 (2011).
  16. Yan, G., et al. Inhibition of accelerated rejection mediated by alloreactive CD4(+) memory T cells and prolonged allograft survival by arsenic trioxide. Immunological Investigations. 42 (5), 438-454 (2013).
  17. Yan, G., et al. Inhibiting accelerated rejection mediated by alloreactive CD4(+) memory T cells and prolonging allograft survival by 1alpha,25-dihydroxyvitamin D(3) in nude mice. Immunology Letters. 149 (1-2), 54-61 (2013).
  18. Lin, Y., et al. Arsenic trioxide is a novel agent for combination therapy to prolong heart allograft survival in allo-primed T cells transferred mice. Transplant Immunology. 25 (4), 194-201 (2011).
  19. Shao, W., et al. CD44/CD70 blockade and anti-CD154/LFA-1 treatment synergistically suppress accelerated rejection and prolong cardiac allograft survival in mice. Scandinavian Journal of Immunology. 74 (5), 430-437 (2011).
  20. Li, Y., et al. A highly reproducible cervical cuff technique for rat-to-mouse heterotopic heart xenotransplantation. Xenotransplantation. , (2017).
  21. Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
  22. Blanchard, J. M., Pollak, R. Techniques for perfusion and storage of heterotopic heart transplants in mice. Microsurgery. 6 (3), 169-174 (1985).
  23. Felix, N. J., et al. H2-DMalpha(-/-) mice show the importance of major histocompatibility complex-bound peptide in cardiac allograft rejection. Journal of Experimental Medicine. 192 (1), 31-40 (2000).
  24. Tomita, Y., et al. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).
  25. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  26. Wang, K., Zhang, N., Li, H. Improved technique of mouse heterotopic heart graft retransplantation. Microsurgery. 26 (3), 200-202 (2006).
  27. Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine heterotopic heart transplant technique. Journal of Visualized Experiments. (89), (2014).
  28. Ratschiller, T., et al. Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice. Journal of Visualized Experiments. (102), e52907 (2015).
  29. Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant. Experimental and Clinical Transplantation. 8 (3), 245-249 (2010).
  30. Fukunaga, N., Bissoondath, V., Rao, V. Submandibular Gland-preserving Technique for Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice. Transplantation. 102 (11), 464-465 (2018).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

160

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved