JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يمكن أن يؤدي النزيف الوحمي الداخلي والالتهاب العصبي المصحوب بكدمة دماغية إلى إصابة ثانوية شديدة في الدماغ. يوضح هذا البروتوكول بالتفصيل نموذج التأثير القشري الذي يتم التحكم فيه بالفأر (CCI) ، مما يسمح للباحثين بدراسة النزيف والكدمة والاستجابات المناعية اللاحقة للصدمة واستكشاف العلاجات المحتملة.

Abstract

الكدمة الدماغية هي مشكلة طبية خطيرة تؤثر على ملايين الأشخاص في جميع أنحاء العالم كل عام. هناك حاجة ملحة لفهم آلية الفيزيولوجيا المرضية وتطوير استراتيجية علاجية فعالة لهذا الاضطراب العصبي المدمر. يمكن أن يؤدي النزيف داخل اللحمة والاستجابة الالتهابية اللاحقة للصدمة الناجمة عن التأثير الجسدي الأولي إلى تفاقم تنشيط الخلايا الدبقية الصغيرة / البلاعم والالتهاب العصبي مما يؤدي لاحقا إلى تفاقم أمراض الدماغ. نحن نقدم هنا بروتوكول تأثير قشري متحكم فيه (CCI) يمكنه إعادة إنتاج كدمة قشرية تجريبية في الفئران باستخدام نظام تصادم هوائي لإيصال قوة ميكانيكية بحجم وسرعة يمكن التحكم فيهما على سطح الجافية. يسمح هذا النموذج قبل السريري للباحثين بإحداث كدمة دماغية بؤرية معتدلة الودة في الفئران والتحقيق في مجموعة واسعة من التطورات المرضية بعد الصدمة بما في ذلك كدمة النزيف ، وتنشيط الخلايا الدبقية الصغيرة / البلاعم ، وسمية الحديد ، والإصابة المحورية ، بالإضافة إلى العجز السلوكي العصبي على المدى القصير والطويل. يمكن أن يكون البروتوكول الحالي مفيدا لاستكشاف الآثار طويلة المدى والتدخلات المحتملة للكدمة الدماغية.

Introduction

الكدمة الدماغية هي شكل من أشكال إصابات الدماغ الرضحية التي تحتل مرتبة عالية بين أكثر المشكلات الصحية فتكا في المجتمعالحديث 1. يحدث في المقام الأول بسبب الأحداث العرضية مثل حوادث المرور التي تؤدي إلى قوى خارجية تطبق الطاقة الميكانيكية على الرأس. تؤثر إصابات الدماغ الرضحية على ما يقرب من 3.5 مليون شخص وتمثل 30٪ من جميع الوفيات المرتبطة بالإصابات الحادة في الولايات المتحدة كل عام2. يعاني المرضى الذين ينجون من كدمة دماغية في كثير من الأحيان من عواقب طويلة المدى بما في ذلك الضعف الحركي البؤري والخلل الحسي والأمراض العقلية1.

تحدث الإصابة الأولية للكدمة الدماغية بسبب عوامل ميكانيكية بما في ذلك قوى التمدد والتمزق ، مما يؤدي إلى تشوه فوري في البنية المتني وموت الخلايا البؤرية في الجهاز العصبيالمركزي 3. كدمة النزيف هو مصطلح عام لنزيف الدماغ بسبب تمزق الأوعية الدموية في موقع صدمة الرأس4. على وجه التحديد ، يحدث النزيف داخل المتني مباشرة بعد كدمة دماغية تؤدي إلى تأخر تكوين ورم دموي. داخل الورم الدموي ، يمكن أن يؤدي الهيموجلوبين والحديد الحر المنبعث من خلايا الدم الحمراء المحللة إلى زيادة السمية المرتبطة بالدم5،6 والتي تسبب الفتق ووذمة الدماغ وارتفاع الضغط داخل الجمجمة5،6. كما تتأثر الوظائف التعاونية للخلايا العصبية (المحاور) والخلايا الدبقية والأوعية الدموية والأنسجة الداعمة بسبب التأثير الشامل للورم الدموي7. بالإضافة إلى ذلك ، يستمر الالتهاب العصبي المستمر والمنتشر مع التنكس العصبي التدريجي لعدة أشهر ويسبب أضرارا ثانوية في الدماغ8.

يعد تنشيط الخلايا الدبقية الصغيرة أحد السمات المرضية الهامة للكدمة الدماغية9،10. بعد استشعار الأنماط الجزيئية المرتبطة بالضرر (DAMPs) والدم المتسرب في الأنسجة المصابة ، تؤدي الخلايا الدبقية الصغيرة المنشطة إلى التهاب عصبي مما يزيد من تلف الدماغالثانوي 11. بالإضافة إلى ذلك ، يعزز الجاذب الكيميائي المنبعث من الخلايا الدبقية الصغيرة تسلل الخلايا المناعية المحيطية إلى المنطقة المؤلمة مما يؤدي إلى إنتاج أنواع الأكسجين التفاعلية والسيتوكينات المؤيدة للالتهابات. هذا يخلق بيئة مؤيدة للالتهابات ذاتية الاستدامة تؤدي إلى إصابة الدماغالتدريجية 9،12. وفي الوقت نفسه ، يمكن أن تساهم الخلايا الدبقية الصغيرة ذات النمط الظاهري المنشط بدلا من ذلك في استعادة الأنسجة المتجانسة وإصلاح الدماغ من خلال إزالة الحطام من الأنسجةالمصابة 13. ثبت أن الوقاية من الالتهاب العصبي الثانوي عن طريق تقليل الاستجابات المناعية الضارة للدبقية الصغيرة مفيدة بشكل خاص لتعزيز تعافي الدماغ من كدمة دماغية3،9،10،12.

تم تطوير العديد من النماذج قبل السريرية لدراسة إصابات الدماغ الرضحية بما في ذلك نموذج إنقاص الوزن ، وإصابة قرع السوائل الجانبية ، ونموذج موجة الانفجار14،15. ومع ذلك ، فإن كل من هذه النماذج لها نقاط ضعفها بما في ذلك ارتفاع معدل الوفيات أثناء الإجراء ، وانخفاض قابلية التكاثر للنتائج النسيجية ، والتباين العالي في الإصابة بين المختبرات16،17. وبالمقارنة ، فإن نموذج التأثير القشري المتحكم فيه (CCI) أكثر ملاءمة لدراسة الكدمة الدماغية البؤرية بسبب التحكم الدقيق فيه وقابليته العالية للتكاثر14،15،18،19.

علاوة على ذلك ، من خلال التلاعب بمعلمات التشوه الميكانيكية الحيوية مثل سرعة وعمق التأثير ، يمكن التحكم في شدة الضرر الناجم لإنتاج مجموعة واسعة من أحجام الإصابة ، مما يسمح للباحثين بتقليد مستويات مختلفة من الضعف التي غالبا ما تظهر في المرضى17. تم تطوير النموذج قبل السريري ل CCI لأول مرة في عام 189620. منذ ذلك الحين ، كان CCI هو أوسع نموذج قابل للتطبيق ليتم تعديله للاستخدام في الرئيسيات21 ، والخنازير22 ، والأغنام23 ، والجرذان24 ، والفئران25. هذه الميزات معا تجعل CCI أحد أنسب نماذج الكدمة الدماغية التجريبية26.

يستخدم مختبرنا نظام تأثير CCI هوائي متاح تجاريا ومعلمات تشوه ميكانيكية حيوية تم اختبارها لإنتاج كدمة دماغية بؤرية شديدة إلى حد ما تقوم بإقليم المناطق القشرية الحسية والحركية الأولية دون الإضرار بالحصين27،28. أظهرنا نحن وآخرون أنه يمكن استخدام إجراء CCI هذا لدراسة السمات السريرية للكدمة الدماغية البشرية بما في ذلك فقدان أنسجة المخ ، وإصابة الخلايا العصبية ، والنزيف داخل المتني ، والالتهاب العصبي ، ونقص الحركةالحسية 24،25،27،28،29،30. هنا ، نقوم بتفصيل بروتوكول قياسي لأداء CCI للفأر والذي يسمح للمرء بطرح أسئلة تتعلق بفقدان المايلين الناجم عن CCI ، وترسب الحديد ، والتهاب الجهاز العصبي المركزي ، والسمية النزفية ، واستجابات الخلايا الدبقية الصغيرة / الضامة في أعقاب الكدمة الدماغية البؤرية.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

تم إجراء جميع الإجراءات الموضحة في هذا البروتوكول بموافقة اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامه في مستشفى تشنغ هسين العام وكلية الطب بجامعة تايوان الوطنية. تم استخدام ذكور الفئران من النوع البري C57BL / 6 البالغ من العمر ثمانية إلى عشرة أسابيع في هذا البروتوكول.

1. تحريض التخدير

  1. قم بتخدير الماوس باستخدام ~ 4٪ من الأيزوفلوران الممزوج بهواء الغرفة عند ~ 0.2 لتر / دقيقة في غرفة الحث المتصلة بمبخر الأيزوفلوران.
  2. تأكد من أن نمط الجهاز التنفسي سلس. تحقق من عمق التخدير من خلال التأكد من عدم وجود منعكس قرصة إصبع القدم في.

2. التحضير قبل الجراحة

  1. احلق رأس الماوس باستخدام مقصات كهربائية في اتجاه ذيلية إلى منقاري. لا تقم بقص شعيرات الماوس.
    ملاحظة: قد يؤثر فقدان الشعيرات على دقة نتائج الاختبارات السلوكية اللاحقة.
  2. ضع الماوس على الإطار التجسيمي. أدخل قضبان الأذن بعناية في قنوات الأذن. تأكد من تثبيت رأس الماوس بواسطة كلا قضيبي الأذن بالتساوي.
  3. أحضر مخروط الأنف وحافظ على التخدير عند 1٪ - 2٪ من الأيزوفلوران طوال مدة الجراحة.
  4. ضع مرهم العيون على كلتا العينين لمنع الجفاف أثناء الجراحة. احتفظ بالحيوان على وسادة تدفئة للحفاظ على درجة حرارة الجسم 37 درجة مئوية.
  5. تطهير الرأس المحلوق بالبيتادين متبوعا بالكحول بنسبة 70٪ باستخدام مسحات قطنية معقمة. كرر ثلاث مرات.

3. جراحة CCI

  1. يجب تطبيق 100 ميكرولتر من بوبيفاكائين (0.25٪) تحت الجلد باستخدام إبرة أنسولين 31 جم قبل الشق. قم بتدليك موقع الحقن بلطف لامتصاص أفضل.
    ملاحظة: يوفر هذا التخدير الموضعي تخفيف الآلام مباشرة في موقع الجراحة.
  2. قم بعمل شق طولي (~ 1.5 سم) على طول خط الوسط على فروة الرأس باستخدام مشرط أو مقص. استخدم hemostat لتثبيت الجلد على الجانب الأيمن والسماح للجمجمة المكشوفة بالجفاف لمدة 1 دقيقة. استخدم قطعة قطن معقمة لتنظيف أي دم وأنسجة متبقية على الجمجمة.
  3. تأكد من أن رأس الماوس مستوي في المستوى الأفقي.
    1. حدد المعالم التشريحية Bregma و Lambda وحدد كلا الموقعين بعلامة جراحية معقمة / قلم رصاص.
    2. تأكد من أن رأس مستوي في الاتجاه الذيلي. افعل ذلك عن طريق قياس إحداثيات Z لكل من Bregma و Lambda باستخدام إبرة أنسولين 31 G متصلة بالإطار التجسيمي.
      ملاحظة: اضبط شريط الأذن عموديا إذا لزم الأمر.
    3. قم بإجراء الوضع الأفقي لرأس باتباع نفس الإجراء المتمثل في التحقق من إحداثيات Z عند خط الوسط جنبا إلى جنب مع موقعين متقابلين على الجانب الأيسر والأيمن من خط الوسط وضبط قضبان الأذن إذا لزم الأمر.
      ملاحظة: يعد المستوى والوضع المستقر لرأس أمرا بالغ الأهمية لقابلية استنساخ وموثوقية نموذج CCI.
  4. استخدم نفس إبرة الأنسولين 31 جم لتحديد موقع استئصال التدوين. اضبط أصل XY على Bregma وحرك الإبرة بشكل جانبي 3 مم إلى اليمين. ضع علامة على هذا الوضع كموقع لاستئصال الجرافة وارسم دائرة قطرها 4 مم على الجمجمة باستخدام قلم جراحي معقم.
  5. استخدم مثقابا صغيرا عالي السرعة مع تريفين (قطر 4 مم) للقطع على طول الدائرة المحددة بالقلم الرصاص لإنشاء ثقب مفتوح بقطر 4 مم. استخدم إعداد سرعة يبلغ 20,000 دورة في الدقيقة. تجنب الضغط الزائد.
    ملاحظة: قم بتنفيذ هذه الخطوة بسرعة (عادة في غضون 30 ثانية إلى 1 دقيقة) لمنع أي ضرر حراري للدماغ. قد يؤدي الضغط الزائد أثناء الحفر إلى اختراق عرضي يمكن أن يضغط على سطح الدماغ ويصيبه.
  6. قم بإزالة السديلة العظمية بعناية باستخدام الملقط وقم بتخزينها مؤقتا في محلول ملحي عادي مثلج. اشطف الفتحة برفق بمحلول ملحي عادي قبل الضغط على سطح الدماغ بطرف مسحة القطن لوقف النزيف.
  7. اضبط طرف الاصطدام المستدير بقطر 2.5 مم على جهاز CCI بزاوية 22.5 درجة. صفر طرف التأثير على السطح الجافية. اضبط معلمات التأثير على صندوق التحكم على سرعة 4 م / ث وعمق تشوه 2 مم. اسحب الطرف المعدني.
    ملاحظة: يؤدي تصفير الطرف أثناء ضغطه بشكل ثابت وقليلا على السطح الجافوي في وضع السكتة الدماغية الكاملة إلى تحسين دقة نقطة الصفر وقابلية تكرار مستوى الإصابة.
  8. قم بتفريغ المكبس لتوليد انحشار على الدماغ. ضع قطعة قطن معقمة على المنطقة المصابة لوقف النزيف.
  9. ضع السديلة العظمية مرة أخرى إلى دماغ الفأر وثبتها بأسمنت الأسنان. أغلق فروة الرأس بمادة لاصقة للأنسجة (على سبيل المثال ، 3M Vetbond).

4. التعافي بعد الجراحة

  1. ضع الماوس في قفص استرداد نظيف مع الفراش أسفل المصباح الحراري حتى الشفاء التام.
  2. قدم طعاما مبللا وقم بإعطاء كيتوبروفين تحت الجلد (5 ملغ/كغ) لمدة يومين متتاليين بعد الجراحة.
  3. قم بتنفيذ الإجراءات المذكورة أعلاه باستثناء الخطوتين 3.7 و 3.8 لحيوانات مكافحة الزائفة.

5. القتل الرحيم للفأر

  1. القتل الرحيم للفئران في يوم الدراسة عن طريق جرعة زائدة من الأيزوفلوران ثم قطع الرأس.
    ملاحظة: يمكن استخدام العديد من الاستراتيجيات للقتل الرحيم لحيوانات التجارب قبل جمع العينات.
  2. جمع عينات الدماغ للتحليل النسيجي.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

رسم توضيحي للتنسيب التجسيمي وإجراء حج القحف.

يشتهر نموذج CCI بثباته وقابليته للتكرار في إحداث إصابة تتراوح من خفيفة إلى شديدة18. تعد التقنية التجسيمية المناسبة وإجراء بضع القحف من المحددات الرئيسية في إنتاج إصابة دماغية مستقرة وقابلة...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

ينتج عن بروتوكول CCI إصابة ميكانيكية قابلة للتكرار بدرجة عالية في الدماغ لأبحاث الكدمة الدماغية. الخطوات التالية ضرورية لتوليد إصابة دماغية متسقة في باستخدام بروتوكول CCI هذا.

أولا ، يجب تثبيت رأس الماوس بثبات على الإطار التجسيمي والمعالم التشريحية Bregma و Lam...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

نشكر داني جيانغ على تحرير المخطوطة والمدخلات الثاقبة. نشكر Jhih Syuan Lin على المساعدة في إعداد المخطوطة. تم دعم هذا العمل من قبل وزارة العلوم والتكنولوجيا في تايوان (MOST 107-2320-B-002-063-MY2) إلى C.F.C.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
4mm Short Trephine DrillSalvin Dental Specialties, Inc.TREPH-SHORT-4
anti-Iba1 antibodyWako chemicals#019-19741
anti-Ly76 antibodyabcamab91113
carboxylate cement3M70201136010
cortical contusion injury impactorCustom Design & Fabrication, Inc.S/N 49-2004-C, eCCI Model 6.3CCI device (S/N 49-2004-C, eCCI Model 6.3)
cresyl violet acetateSigma-AldrichC5042
DAB staining kitVectorSK-4105
goat anti-rabbit IgG secondary antibody, Alexa Fluor 488InvitrogenA11034
goat anti-rat IgG secondary antibody, Alexa Fluor 594InvitrogenA11007
Mayer's HematoxylinScyTekHMM500
tweezersfine science tools11252-20 NO. 5
isofluranePanion & BF Biotech Inc.
Bupivacaine 0.25%Hospira
lithium carbonateSigma-Aldrich62470
steriotexic framestoelting
scissorsfine science tools14068-12
solvent blue 38Sigma-AldrichS3382

References

  1. Maas, A. I. R., et al. Traumatic brain injury: integrated approaches to improve prevention, clinical care, and research. The Lancet Neurology. 16 (12), 987-1048 (2017).
  2. Taylor, C. A., Bell, J. M., Breiding, M. J., Xu, L. Traumatic Brain Injury-Related Emergency Department Visits, Hospitalizations, and Deaths - United States, 2007 and 2013. Morbidity and Mortality Weekly Report Surveillance Summaries. 66 (9), 1-16 (2007).
  3. Pearn, M. L., et al. Pathophysiology Associated with Traumatic Brain Injury: Current Treatments and Potential Novel Therapeutics. Cellular and Molecular Neurobiology. 37 (4), 571-585 (2017).
  4. Nyanzu, M., et al. Improving on Laboratory Traumatic Brain Injury Models to Achieve Better Results. International Journal of Medical Sciences. 14 (5), 494-505 (2017).
  5. Zhao, M., et al. Iron-induced neuronal damage in a rat model of post-traumatic stress disorder. Neuroscience. 330, 90-99 (2016).
  6. Cepeda, S., et al. Contrecoup Traumatic Intracerebral Hemorrhage: A Geometric Study of the Impact Site and Association with Hemorrhagic Progression. Journal of Neurotrauma. 33 (11), 1034-1046 (2016).
  7. Robicsek, S. A., Bhattacharya, A., Rabai, F., Shukla, K., Dore, S. Blood-Related Toxicity after Traumatic Brain Injury: Potential Targets for Neuroprotection. Molecular Neurobiology. 57 (1), 159-178 (2020).
  8. Morganti-Kossmann, M. C., Semple, B. D., Hellewell, S. C., Bye, N., Ziebell, J. M. The complexity of neuroinflammation consequent to traumatic brain injury: from research evidence to potential treatments. Acta Neuropathologica. 137 (5), 731-755 (2019).
  9. Ramlackhansingh, A. F., et al. Inflammation after trauma: microglial activation and traumatic brain injury. Annals of Neurology. 70 (3), 374-383 (2011).
  10. Wang, G. H., et al. Microglia/macrophage polarization dynamics in white matter after traumatic brain injury. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 33 (12), 1864-1874 (2013).
  11. Karve, I. P., Taylor, J. M., Crack, P. J. The contribution of astrocytes and microglia to traumatic brain injury. British Journal of Pharmacology. 173 (4), 692-702 (2016).
  12. Huber-Lang, M., Lambris, J. D., Ward, P. A. Innate immune responses to trauma. Nature Immunology. 19 (4), 327-341 (2018).
  13. Russo, M. V., McGavern, D. B. Inflammatory neuroprotection following traumatic brain injury. Science. 353 (6301), 783-785 (2016).
  14. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  15. Johnson, V. E., Meaney, D. F., Cullen, D. K., Smith, D. H. Animal models of traumatic brain injury. Handbook of Clinical Neurology. 127, 115-128 (2015).
  16. Albert-Weissenberger, C., Siren, A. L. Experimental traumatic brain injury. Experimental & Translational Stroke Medicine. 2 (1), 16(2010).
  17. Ma, X., Aravind, A., Pfister, B. J., Chandra, N., Haorah, J. Animal Models of Traumatic Brain Injury and Assessment of Injury Severity. Molecular Neurobiology. 56 (8), 5332-5345 (2019).
  18. Osier, N. D., Korpon, J. R., Dixon, C. E. Brain Neurotrauma: Molecular, Neuropsychological, and Rehabilitation Aspects. Frontiers in Neuroengineering. Kobeissy, F. H. , (2015).
  19. Osier, N. D., Dixon, C. E. The Controlled Cortical Impact Model: Applications, Considerations for Researchers, and Future Directions. Frontiers in Neurology. 7, 134(2016).
  20. Kramer, S. P. A Contribution to the Theory of Cerebral Concussion. Annals of Surgery. 23 (2), 163-173 (1896).
  21. King, C., et al. Brain temperature profiles during epidural cooling with the ChillerPad in a monkey model of traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 27 (10), 1895-1903 (2010).
  22. Costine, B. A., et al. Neuron-specific enolase, but not S100B or myelin basic protein, increases in peripheral blood corresponding to lesion volume after cortical impact in piglets. Journal of Neurotrauma. 29 (17), 2689-2695 (2012).
  23. Anderson, R. W., Brown, C. J., Blumbergs, P. C., McLean, A. J., Jones, N. R. Impact mechanics and axonal injury in a sheep model. Journal of Neurotrauma. 20 (10), 961-974 (2003).
  24. Chen, S., Pickard, J. D., Harris, N. G. Time course of cellular pathology after controlled cortical impact injury. Experimental Neurology. 182 (1), 87-102 (2003).
  25. Lee, H. F., Lin, J. S., Chang, C. F. Acute Kahweol Treatment Attenuates Traumatic Brain Injury Neuroinflammation and Functional Deficits. Nutrients. 11 (10), 2301(2019).
  26. Dixon, C. E., Clifton, G. L., Lighthall, J. W., Yaghmai, A. A., Hayes, R. L. A controlled cortical impact model of traumatic brain injury in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 39 (3), 253-262 (1991).
  27. Hung, T. H., et al. Deletion or inhibition of soluble epoxide hydrolase protects against brain damage and reduces microglia-mediated neuroinflammation in traumatic brain injury. Oncotarget. 8 (61), 103236-103260 (2017).
  28. Wu, C. H., et al. Post-injury treatment with 7,8-dihydroxyflavone, a TrkB receptor agonist, protects against experimental traumatic brain injury via PI3K/Akt signaling. PLoS One. 9 (11), 113397(2014).
  29. Chen, S. F., Su, W. S., Wu, C. H., Lan, T. H., Yang, F. Y. Transcranial Ultrasound Stimulation Improves Long-Term Functional Outcomes and Protects Against Brain Damage in Traumatic Brain Injury. Molecular Neurobiology. 55 (8), 7079-7089 (2018).
  30. Su, W. S., Wu, C. H., Chen, S. F., Yang, F. Y. Low-intensity pulsed ultrasound improves behavioral and histological outcomes after experimental traumatic brain injury. Scientific Reports. 7 (1), 15524(2017).
  31. Chen, S. F., et al. Salidroside improves behavioral and histological outcomes and reduces apoptosis via PI3K/Akt signaling after experimental traumatic brain injury. PLoS One. 7 (9), 45763(2012).
  32. Chen, C. C., et al. Berberine protects against neuronal damage via suppression of glia-mediated inflammation in traumatic brain injury. PLoS One. 9 (12), 115694(2014).
  33. Furmanski, O., Nieves, M. D., Doughty, M. L. Controlled Cortical Impact Model of Mouse Brain Injury with Therapeutic Transplantation of Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Neural Cells. Journal of Visualized experiments. (149), e59561(2019).
  34. Romine, J., Gao, X., Chen, J. Controlled cortical impact model for traumatic brain injury. Journal of Visualized experiments. (90), e51781(2014).
  35. Saatman, K. E., Feeko, K. J., Pape, R. L., Raghupathi, R. Differential behavioral and histopathological responses to graded cortical impact injury in mice. Journal of Neurotrauma. 23 (8), 1241-1253 (2006).
  36. Robertson, C. L., et al. Cerebral glucose metabolism in an immature rat model of pediatric traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 30 (24), 2066-2072 (2013).
  37. Adelson, P. D., Fellows-Mayle, W., Kochanek, P. M., Dixon, C. E. Morris water maze function and histologic characterization of two age-at-injury experimental models of controlled cortical impact in the immature rat. Child's Nervous System. 29 (1), 43-53 (2013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

160

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved