JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف هذا البروتوكول استخدام أسلاك السيليكون النانوية للتشكيل الحيوي البصري داخل الخلايا في طريقة بسيطة وسهلة الأداء. هذه التقنية هي قابلة للتكيف مع أنواع الخلايا المتنوعة ويمكن استخدامها في المختبر وكذلك في التطبيقات الحية.

Abstract

يمكن أن تقوم Myofibroblasts بتلميم أسلاك السيليكون النانوية (SiNWs) بشكل تلقائي، مما يجعلها هدفًا جذابًا للتطبيقات الإلكترونية الحيوية. هذه الهجينة الخلية سيليكون تقدم قدرات التشكيل البصرية بلا رصاص مع الحد الأدنى من الانزعاج إلى سلوك الخلايا الطبيعية. يتم الحصول على القدرات البصرية من خلال الخصائص الحرارية الضوئية والحرارية الضوئية لـ SiNWs. ويمكن حصاد هذه الهجينة باستخدام تقنيات زراعة الأنسجة القياسية ومن ثم تطبيقها على سيناريوهات بيولوجية مختلفة. نحن نبرهن هنا كيف يمكن استخدام هذه الهجينة لدراسة اقتران الكهربائية من الخلايا القلبية ومقارنة كيف myofibroblasts الزوجين إلى بعضها البعض أو إلى cardiomyocytes. ويمكن إنجاز هذه العملية دون معدات خاصة تتجاوز المجهر الفلورسنت مع خط الليزر مقرونة. كما يظهر أيضا هو استخدام روتين MATLAB بنيت خصيصا التي تسمح الكم من انتشار الكالسيوم داخل وبين الخلايا المختلفة في الثقافة. وتظهر myofibroblasts أن يكون استجابة كهربائية أبطأ من تلك التي من cardiomyocytes. وعلاوة على ذلك، يظهر الانتشار بين الخلايا في myofibroblast أبطأ قليلاً، وإن كانت السرعات القابلة للمقارنة مع سرعاتها داخل الخلايا، مما يشير إلى الانتشار السلبي من خلال الوصلات الفجوة أو الأنابيب النانوية. هذه التقنية هي قابلة للتكيف للغاية ويمكن تطبيقها بسهولة على الساحات الخلوية الأخرى، لفي المختبر وكذلك في مجال الحي أو التحقيقات السابقة.

Introduction

جميع الكائنات الحية البيولوجية تستخدم الكهرباء، في شكل أيونات، لتنظيم السلوك الخلوي. تحتوي أغشية الخلايا على أنواع مختلفة من القنوات الأيونية المحددة التي تسمح بالنقل السلبي والنشط للأيونات. هذه الأيونات تحكم وظائف الخلايا منفعل, مثل نشاط الخلايا العصبية والهيكل العظمي والعضلات القلبية. ومع ذلك ، فإن الطاقة الكهربائية الحيوية تلعب أيضًا دورًا مهمًا في الخلايا غير القابلة للإثارة ، وتحكم العديد من الوظائف الخلوية مثل انتشار الخلايا1، و neuroimmunity2،3،4، وتمايز الخلايا الجذعية5.

وفي العقود الأخيرة، استقطب مجال الطاقة الكهربائية الأحيائية مستوى متزايدا من الاهتمام، مما أسهم في تطوير تكنولوجيات عديدة للواجهات الإلكترونية الحيوية. ميكروليكترود التصحيح الماصات هي المعيار الذهبي للتسجيل داخل الخلية والتحفيز6. في هذه المنهجية، يتم سحب ماصة زجاجية في ظل ظروف محددة لتشكيل حافة حادة مع حجم المسام من ميكرون قليلة. يتم تعبئة هذه الماصة مع المخزن المؤقت والماصة يسمح الاتصال المباشر من المخزن المؤقت مع حجم داخل الخلية. وهذا يؤدي إلى واجهة الطاقة الحيوية التي تسفر عن إشارة عالية للغاية إلى نسب الضوضاء، والسيطرة الدقيقة على النشاط الكهربائي الخلوي، ودقة الزمنية عالية للغاية. على الرغم من أن هذه المنهجية هي أداة قوية للغاية ، والتي تم تخفيضها مؤخرًا إلى تكوين nano-pipette7، إلا أنها ترتبط بالعديد من القيود التقنية الهامة. تأثير تخفيف السيتوسول8، وكذلك الاهتزازات الميكانيكية ، يحد فائدته على الاستجوابات قصيرة الأجل ، ويتطلب معدات متخصصة باهظة الثمن ومستوى عال من المهارة التقنية. وعلاوة على ذلك، فإن ضخامتها تحد من عدد الخلايا التي يمكن تسجيلها أو تحفيزها في وقت واحد، ونظراً لضخامتها، لا يمكن إعادة تكوينها طوال التجربة. للتغلب على هذه القيود، تم تطوير صفائف ميكروليكترودي، ولكن حجم الأقطاب يحد من الدقة المكانية وكذلك الوصول داخل الخلايا. Nanoelectrode صفائف تسمح داخل الخلايا التسجيل والتحفيز ولكن تتطلب electroporation جلخ للوصول إلى cytosol9،10. بالإضافة إلى ذلك ، فإن جميع هذه المنهجيات مرتبطة الركيزة وبالتالي تقتصر على ثقافات الخلايا في المختبر ، أو الخلايا السطحية الخارجية ، مع عدم الوصول إلى الخلايا الموجودة داخل أنسجة ثلاثية الأبعاد .

Optogenetics11 يستخدم على نطاق واسع لمعالجة هذه القيود 3D و في الجسم الحي. ومع ذلك، تعتمد الطرق البصرية على الانزعاجات من القنوات الأيونية غشاء البلازما المنشطة للضوء التي يتم توزيعها في غشاء البلازما، والحد من 3D الاستبانة المكانية12 وقدرات داخل الخلايا.

لقد أظهرنا مؤخرا أن أسلاك السيليكون النانوية (SiNWs) يمكن استخدامها لأداء استجواب داخل الخلايا الكهربائية الحيوية مع دقة المكانية submicron مع خلايا مختلفة غير مثير، وهي myofibroblasts القلبية و oligodendrocytes13. وعلاوة على ذلك، استخدمنا هذه SiNWs لأداء السابقين vivo خلية استجواب محددة داخل أنسجة القلب 3D، للتحقيق في كيفية خلايا القلب زوجين كهربائيا في الجسم الحي14. وتتمثل إحدى المزايا الرئيسية لهذه المنهجية في بساطتها؛ لا يتطلب أي تعديل وراثي أو أجهزة ضخمة. العديد من الخلايا سوف استيعاب تلقائيا الصور المستجيبة SiNWs مع عدم وجود حاجة ل sonication أو electroporation15. وبالإضافة إلى ذلك، فإنها سوف الهروب تلقائيا التغليف endosomal وتشكيل التكامل السلس مع العضيات الخلوية والخلايا13،15. هذه المركبات الخلية-SiNWs، يطلق عليه الهجينة الخلية السيليكون، تمتلك الطبيعة الديناميكية والناعمة وتنوعا للخلية الأصلية، فضلا عن القدرات البصرية من SiNWs. بعد التهجين, الخلية-SiNW الهجين يمكن حصادها باستخدام تقنيات زراعة الأنسجة القياسية واستخدامها في تطبيقات مختلفة مثل التحفيز الكهربائي الحيوي داخل الخلايا; دراسة اقتران الطاقة الحيوية بين الخلايا في المختبر؛ و في خلية الجسم الحي استجواب محدد. كما يتطلب التحفيز الفعال التوطين المشترك لكثافات الطاقة البصرية العالية وSINWs ، يمكن للمرء تحقيق دقة مكانية عالية في كل من 2D و 3D. في هذا البروتوكول، نُصف بالتفصيل المنهجية، وكذلك كيفية تحليل النتائج. ويتم التركيز على التحقيق داخل الخلايا وداخل الخلايا في المختبر، ولكن يمكن استخدام تنفيذ هذه المنهجية في الجسم الحي مباشرة في العديد من السيناريوهات البيولوجية الأخرى.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

لضمان الامتثال للمعايير الأخلاقية، تمت الموافقة على جميع الإجراءات الحيوانية المتعلقة بعزل عضلة القلب من قلوب القوارض لأول مرة من قبل لجنة الرعاية والاستخدام الحيوانية المؤسسية بجامعة شيكاغو (IACUC). بالإضافة إلى ذلك، أجريت جميع التجارب الحيوانية وفقاً تماماً لتوجيهات من جامعة شيكاغو IACUC.

1- إعداد الهجائجين من الـ Cell-SiWs

  1. عزل الخلايا القلبية الأولية (CMs) باستخدام مجموعة أدوات تجارية تتبع إرشادات الشركة المصنعة.
  2. تحضير DMEM كاملة لعزل الخلايا الأولية تكملها 10٪ تنشيط الحرارة مصل البقر الجنين، 1٪ البنسلين-ستربتوميسين، و 1٪ L-الجلوتامين.
  3. لعزل myofibroblast (MFs) من تعليق MFs-CMs ، قم بلوحة الخلايا المعزولة على طبق ثقافة الأنسجة (الخلايا المعزولة من 2 قلوب من الخطوة 1.1. لكل طبق 100 مم) لمدة 1 ساعة. كما CMs تحتاج إلى سطح الكولاجين أو الكولاجين المعالجة على الالتزام، فقط سوف ترفق MFs إلى سطح ثقافة الأنسجة.
  4. استلهم تعليق خلية CMs المخصب. ويمكن استخدام هذه الألواح في تجارب اقترانات غير معادلة الخلوية على النحو المبين في القسم 3. شطف MFs مع DMEM للقضاء على أي CMs المتبقية من طبق MFs.
  5. إضافة ثقافة جديدة المتوسطة إلى MFs والسماح لهم بالتكاثر حتى تكون ~ 80٪ التقاء (2-4 أيام). تغيير الوسط كل يومين.
  6. عندما تكون الخلايا جاهزة (80٪ التقاء)، إعداد SiNWs لخطوة التهجين أدناه (الخطوة 1.7).
    ملاحظة: يمكن استخدام العديد من أنواع SiNWs لهذا. في هذه التجربة، استخدمت SiNWs التي نمت بواسطة ترسب بخار الكيميائية (CVD) مع تكوين تقاطع p-I-N الأساسية قذيفة كما هو موضح سابقا16. خلال نمو الأمراض القلبية الوعائية، تزرع الـ SiNWs على ركيزة رقاقة السيليكون، ويتم الاحتفاظ بها في نهاية المطاف كرقائق سيليكون مغطاة بـ SiNWs.
  7. قطع رقاقة 3 مم × 3 مم من رقاقة مع الأمراض القلبية الوعائية نمت SiNWs باستخدام كاتب الماس. استخدام ملقط حادة للتعامل مع رقاقة وتقليل مساحة السطح التي لمست مع ملقط، وهذا قد كسر SiNWs.
  8. تعقيم رقاقة عن طريق شطفه مع 70٪ الإيثانول والسماح الإيثانول لتجف لمدة 30 دقيقة تحت ضوء الأشعة فوق البنفسجية في غطاء تدفق اللامينار السلامة الحيوية.
  9. نقل رقاقة في أنبوب microcentuge العقيمة وشطف الإيثانول الزائد باستخدام وسائل الإعلام ثقافة كاملة.
  10. إضافة 1 مل من وسائل الإعلام والثقافة sonicate رقاقة في حمام sonication لمدة 1-10 دقيقة. وينبغي أن تتحول وسائل الإعلام غائما كما يتم الافراج عن SiNWs في وسائل الإعلام.
    ملاحظة: يجب تحسين وقت Sonication وقوتها لصوتاتورات مختلفة أو خلايا مختلفة ، حيث أن المدد الأقصر والقوى الدنيا ستسفر عن عصور عظمى أطول.
  11. إضافة تعليق SiNWs في 5 مل من وسائل الإعلام الثقافة والبذور على طبق ثقافة الأنسجة 100 ملم مع MFs. السماح لSINWs استيعاب لمدة 4 ح وشطف الـ SiNWs الزائد قبالة 5x مع وسائل الإعلام. السماح SiNWs استيعاب جزئيا لإكمال استيعاب من خلال السماح لهم الجلوس لمدة 1 ساعة أخرى قبل الاستخدام.
    ملاحظة: قد تحتاج أنواع الخلايا المختلفة إلى تركيز SiNWs مختلف و/أو أوقات استيعاب.
  12. إعداد حل طلاء الكولاجين عن طريق تخفيف محلول مخزون الكولاجين (3 ملغ /مل) مع حمض الخليك 20 mM معقمة بنسبة 1:50. إضافة 0.5 مل حل طلاء ل 35 ملم طبق القاع الزجاج والسماح لها للجلوس لمدة 1 ساعة في 37 درجة مئوية. إزالة الحل وشطف الطبق مع برنامج تلفزيوني عقيم.
  13. حصاد الهجينة الخلية-SiNWs عن طريق علاج الخلايا مع 3 مل من التربسين لمدة 2 دقيقة في 37 درجة مئوية. إضافة 10 مل من وسائل الإعلام الثقافة وشطف الهجينة بقوة عن طريق pipetting. الطرد المركزي الخلايا بلطف في 200 × ز لمدة 5 دقائق لتجنب إتلاف الخلايا مع SiNWs داخلي. إزالة وسائل الإعلام الزائدة، وتعليق الخلايا مع 1 مل وسائل الإعلام والبذور لهم على طبق الكولاجين الزجاج أسفل المعالجة.
    ملاحظة: يمكن أن تكون البذور الهجينة وحدها, للتحقيق في اقتران داخل الخلايا أو بين الخلايا أو مع CMs للتحقيق في اقتران غيريرو الخلوية في المختبر.
  14. إجراء التحقق النهائي من استيعاب SiNW عن طريق وضع العلامات الخلايا 'cytosol (calcein-AM، 4 μM) والغشاء (علامة غشاء، 2 μM) لمدة 30 دقيقة في 37 درجة مئوية، وتصوير الخلية باستخدام المجهر confocal. وبما أن النيورنوز عاكسون للغاية، يمكن استخدام الضوء المنعكوس بدلاً من الفلورر لتصورها.

2- إعداد الخلايا للتحقيقات داخل الخلايا وفيما بينها

  1. تحضير محلول طلاء الكولاجين كما في 1.12
  2. للتحفيز الكهربائي داخل الخلايا، والهجين ثقافة مع كثافة البذر منخفضة. استخدم مقياس قياس الهيموسيت القياسي لحساب الخلايا من القسم 1.11. وبذِر 50,000 خلية على طبق قاع زجاجي 35 ملم في وسائل الإعلام الثقافية. في التحقيقات بين الخلايا، استخدم كثافة خلايا أعلى (500,000 خلية لكل طبق). بالنسبة للربط بين الخلايا بين CMs وMFs ، شارك في نشر الهجينة مع CMs المعزولة حديثًا.
  3. السماح للخلايا بالتعلق بين عشية وضحاها قبل إجراء تجارب التحفيز البصري. بالنسبة للتحقيقات بين الخلايا، اسمح لـ 48 ساعة عند 37 درجة مئوية للخلايا للتعبير عن تقاطعات الفجوة بين الخلايا قبل إجراء التجربة.
  4. إعداد الكالسيوم الحساسة محلول المخزون صبغ (يمكن الاحتفاظ بها في -20 درجة مئوية) عن طريق إضافة 50 ميكرولتر من DMSO إلى 50 ميكروغرام فلوو-4 AM. إعداد حل تلطيخ عن طريق تخفيف 1 ميكرولتر من الصبغة في 1 مل من DMEM.
  5. التعرق المتوسطة الثقافة من الخلايا وإضافة 1 مل من حل تلطيخ. السماح للصبغة إلى الداخل في الخلايا لمدة 20-30 دقيقة في 37 درجة مئوية. استلهم الصبغة وشطف مرتين مع برنامج تلفزيوني عقيم.
  6. وأخيرا، إضافة 1 مل من ما قبل الدافئة الفينول الأحمر حر DMEM وسائل الإعلام، والسماح لفلورو-4 داخل الخلايا للخضوع للاجتثاث من استستيريشن لمدة 30 دقيقة في 37 درجة مئوية.
  7. نقل الخلايا إلى المجهر للتصوير والتحفيز.

3. التصوير البصري والتحفيز

  1. قبل تسخين ميكروكتوبور مرطب إلى 37 درجة مئوية وفقاعات الهواء CO2 خليط (95:5).
  2. استخدم المجهر مع خط ليزر مُكَرَم مع إضافة إلى مسار الضوء لتصوير الكالسيوم والتحفيز البصري.
    ملاحظة: المجهر الناظر المسحي هو الخيار الأكثر مباشرة نظرا لقدراته التحفيز نقطة. ومع ذلك، يمكن أن يتم هذا الإجراء باستخدام أي مجهر فلوريسنس القياسية عن طريق اقتران شعاع ليزر جماعية في الفضاء اللانهاية من مسار الضوء باستخدام تقسيم شعاع. أي هدف المجهر مصمم بحيث يتم تمرير ليزر من خلال ذلك سوف تركز على نقطة ليزر محدودة الحيود في الطائرة المحورية. وينبغي أن يكون طول الموجة الليزر قريبة من ضوء الإثارة، لذلك سوف تنعكس من قبل المرآة dichroic وتمريرها من قبل مرشح الإثارة.
  3. تصور SiNWs وتحديد موقع التحفيز باستخدام المجهر brightfield، والضوء المنقولة، أو الضوء العاكس. ثم، إعادة تكوين مسار الضوء إلى وضع الفلوريسنس، مع الحفاظ على نقطة التحفيز في الموقع المحدد مسبقا من SiNW.
  4. التحقق من قوة التحفيز الأمثل وطول النبض لكل حجم و نوع خلية من طراز SiNW ، لتقليل الضرر الحراري الضوئي إلى الخلايا المحفزة. بالنسبة لبروتوكول التحفيز النموذجي، قم بإجراء تسجيل أساسي من 2 إلى 10 ق من نشاط الكالسيوم داخل الخلايا. ثم، وتطبيق نبضة ليزر واحدة من 1-10 ميغاواط السلطة و 1-10 مللي ثانية مدة (المقابلة ل 30-300 كيلوواط / مم2)لتحفيز SiNW، وتسجيل موجة الكالسيوم الناتجة عن 2-10 ثانية أخرى.
    ملاحظة: من الضروري تحسين الطاقة البصرية وطول النبض لكل حجم والخلايا من الـ SiNW. وهذا ضروري لتقليل الضرر الحراري الضوئي للخلايا المحفزة.
  5. نقل الأفلام المسجلة من التحفيز البصري، إذا لزم الأمر، لمزيد من التحليل.

4. معالجة الفيديو

  1. تصور التغيرات في Fluo-4 fluorescence باستخدام "dF على F" الماكرو17 المتوفرة لـ ImageJ18، الذي يحسب التغير في تعداد الفلوريسنس لكل بكسل ، ويطبع حسب متوسط قيمة الأساس يستريح. تحويل الإخراج (تنسيق النقطة العائمة) إلى 8 بتات لمزيد من المعالجة.
  2. معالجة الفيلم dF / F مزيد من استخدام "إزالة القيم المتطرفة" مرشح متوسط انتقائية المتاحة في ImageJ. حدد معلمات لإزالة البيكسلات حيث تزيد قيمتها عن 10 فوق القيمة الوسيطة في نصف قطر 2 بكسل واستبدل قيمة البكسل هذه بالمتوسط.
  3. حساب التدفق البصري في كل إطار عبر خوارزمية لوكاس كاناد، كما هو مطبق في صندوق أدوات Matlab للرؤية الحاسوبية. وكان الناتج من هذه الدالة حقل متجه يحتوي على x- و y-مكونات تدفق البصرية في كل نقطة في كل صورة (رمز متاح في ملف تكميلي 1).
    ملاحظة: إن متوسط التدفق البصري داخل الخلية، <ν>، يتوافق مع تطور تدفق الكالسيوم داخل الخلية. والفروق في التدفق البصري، يوفر نقطة الوقت التي تم عندها تنشيط إشارات الكالسيوم، من خلال تحديد المكان الذي تم فيه تكبير الإشارة. بالإضافة إلى ذلك، يرتبط حجم Δ<ν> في الحد الأقصى لمعدل تقدم جبهة موجة الكالسيوم عبر الخلية.
  4. حساب سرعة انتقال الكالسيوم بين الخلايا وفقاً للمعادلة التالية.
    vCa2+ = صij / (tماكس, ي − t ماكس,i),
    حيث tماكس، ياء و tماكس، وأنا هي أوقات التنشيط للخلايا j وأنا، على التوالي، وrij هو المسافة بين مركزية من الخلايا.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

قدرة هذه المنهجية على السماح بالوصول المباشر إلى السيتوسول داخل الخلايا يعتمد على استيعاب تلقائي لل SiNW في الخلايا. على الرغم من أن سيورن سيخضع استيعاب عفوية في العديد من أنواع الخلايا15, بعض الخلايا, مثل خلايا القلب والخلايا العصبية, سوف تحتاج إلى أن يعامل سيورنوس للسماح استيع...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

لقد أظهرنا هنا طريقة بسيطة لأداء التحفيز الكهربائي داخل الخلايا للخلايا. في هذه المظاهرة، استخدمنا صناديق الاستثمار المتعددة الأطراف التي كانت سابقة للتهجين مع الـ SiNWs، ثم شاركنا في الثقافة مع CMs. بشكل عام، معظم الخلايا المتكاثرة لديها ميل إلى استيعاب السيوين، مما يسمح باستخدام هذه المنه...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

ويعلن أصحاب البلاغ أنهما لا يملكان مصالح مالية متنافسة.

Acknowledgements

ويدعم هذا العمل من قبل مكتب القوات الجوية للبحث العلمي (AFOSR FA9550-18-1-0503).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
35 mm Glass bottom dishesCellvisD35-10-0-N
3i Marianas Spinning Disk Confocal3i
Calcein-AMInvitrogenC1430
CellMask Orange Plasma membrane StainInvitrogenC10045
Collagen I, rat tailGibcoA1048301
Deluxe Diamond Scribing PenTed Pella54468
DMEM, high glucose, pyruvate, no glutamineGibco10313039
DMSO, AnhydrousInvitrogenD12345
Falcon Standard Tissue Culture DishesFalcon08-772E
Fetal Bovine Serum, certified, heat inactivated,Gibco10082147
Fibronectin Human Protein, PlasmaGibco33016015
Fisherbrand 112xx Series Advanced Ultrasonic CleanerFisher ScientificFB11201
Fluo-4, AM, cell permeantInvitrogenF14201
FluoroBrite DMEM MediaGibcoA1896701
L-Glutamine (200 mM)Gibco25030081
OKO full environmental control chamber (constant temperature, humidity and CO2)OKO
PBS, pH 7.4Gibco10010023
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL)Gibco15140122
Pierce Primary Cardiomyocyte Isolation KitThermo Scientific88281
Trypsin-EDTA (0.25%), phenol redGibco25200056

References

  1. Blackiston, D. J., McLaughlin, K. A., Levin, M. Bioelectric controls of cell proliferation: ion channels, membrane voltage and the cell cycle. Cell cycle. 8 (21), 3527-3536 (2009).
  2. Dantzer, R. Neuroimmune interactions: from the brain to the immune system and vice versa. Physiological Reviews. 98 (1), 477-504 (2017).
  3. Wohleb, E. S., Franklin, T., Iwata, M., Duman, R. S. Integrating neuroimmune systems in the neurobiology of depression. Nature Reviews Neuroscience. 17 (8), 497(2016).
  4. Veiga-Fernandes, H., Pachnis, V. Neuroimmune regulation during intestinal development and homeostasis. Nature Immunology. 18 (2), 116(2017).
  5. Sundelacruz, S., Levin, M., Kaplan, D. L. Role of membrane potential in the regulation of cell proliferation and differentiation. Stem Cell Reviews and Reports. 5 (3), 231-246 (2009).
  6. Sakmann, B., Neher, E. Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable membranes. Annual Reviews Physiology. 46 (1), 455-472 (1984).
  7. Jayant, K., et al. Targeted intracellular voltage recordings from dendritic spines using quantum-dot-coated nanopipettes. Nature Nanotechnology. 12 (4), 335-342 (2017).
  8. Sakmann, B., Neher, E. Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable membranes. Annual Review of Physiology. 46 (1), 455-472 (1984).
  9. Xie, C., Lin, Z., Hanson, L., Cui, Y., Cui, B. Intracellular recording of action potentials by nanopillar electroporation. Nature Nanotechnology. 7 (3), 185-190 (2012).
  10. Robinson, J. T., et al. Vertical nanowire electrode arrays as a scalable platform for intracellular interfacing to neuronal circuits. Nature Nanotechnology. 7 (3), 180-184 (2012).
  11. Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. The development and application of optogenetics. Annual Review of Neuroscience. 34, 389-412 (2011).
  12. Packer, A. M., Russell, L. E., Dalgleish, H. W., Hausser, M. Simultaneous all-optical manipulation and recording of neural circuit activity with cellular resolution in vivo. Nature Methods. 12 (2), 140-146 (2015).
  13. Rotenberg, M. Y., et al. Silicon Nanowires for Intracellular Optical Interrogation with Sub-Cellular Resolution. Nano Letters. 20 (2), 1226-1232 (2020).
  14. Rotenberg, M. Y., et al. Living myofibroblast-silicon composites for probing electrical coupling in cardiac systems. Proceedings of the National Academy of Sciences U.S.A. 116 (45), 22531-22539 (2019).
  15. Zimmerman, J. F., et al. Cellular uptake and dynamics of unlabeled freestanding silicon nanowires. Science Advances. 2 (12), 1601039(2016).
  16. Jiang, Y., et al. Nongenetic optical neuromodulation with silicon-based materials. Nature protocols. 14 (5), 1339(2019).
  17. Ackman, J. dFoFmovie-CatFullAutoSave.java. , Available from: https://gist.github.com/ackman678/11155761 (2020).
  18. Rueden, C. T., et al. ImageJ2: ImageJ for the next generation of scientific image data. BMC Bioinformatics. 18 (1), 5229(2017).
  19. Lee, J. -H., Zhang, A., You, S. S., Lieber, C. M. Spontaneous internalization of cell penetrating peptide-modified nanowires into primary neurons. Nano Letters. 16 (2), 1509-1513 (2016).
  20. Lozano, O., Torres-Quintanilla, A., García-Rivas, G. Nanomedicine for the cardiac myocyte: where are we. Journal of Controlled Release. 271, 149-165 (2018).
  21. Lozano, O., et al. Nanoencapsulated quercetin improves cardioprotection during hypoxia-reoxygenation injury through preservation of mitochondrial function. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2019, 7683091(2019).
  22. Gaudesius, G., Miragoli, M., Thomas, S. P., Rohr, S. Coupling of cardiac electrical activity over extended distances by fibroblasts of cardiac origin. Circulation Researach. 93 (5), 421-428 (2003).
  23. Klesen, A., et al. Cardiac fibroblasts : Active players in (atrial) electrophysiology. Herzschrittmacherther Elektrophysiology. 29 (1), 62-69 (2018).
  24. He, K., et al. Long-distance intercellular connectivity between cardiomyocytes and cardiofibroblasts mediated by membrane nanotubes. Cardiovascular Research. 92 (1), 39-47 (2011).
  25. Carvalho-de-Souza, J. L., et al. Photosensitivity of neurons enabled by cell-targeted gold nanoparticles. Neuron. 86 (1), 207-217 (2015).
  26. Wang, S. -H., Lee, C. -W., Chiou, A., Wei, P. -K. Size-dependent endocytosis of gold nanoparticles studied by three-dimensional mapping of plasmonic scattering images. Journal of Nanobiotechnology. 8 (1), 33(2010).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

167 myofibroblasts

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved