JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا نصف تحليل حلقة ضغط القلب الحجم تحت جرعات متزايدة من الايسوبروترينول غرست عن طريق الوريد لتحديد وظيفة القلب الجوهرية واحتياطيات β الأدرينالية في الفئران. نحن نستخدم نهج تعديل الصدر المفتوح لقياسات حلقة حجم الضغط ، والتي تشمل التهوية مع ضغط نهاية منتهية الصلاحية الإيجابية.

Abstract

تحديد وظيفة القلب هو تحليل نقطة النهاية قوية في النماذج الحيوانية لأمراض القلب والأوعية الدموية من أجل توصيف آثار علاجات محددة على القلب. نظرا لجدوى التلاعب الجيني أصبح الفأر النموذج الحيواني الثدييات الأكثر شيوعا لدراسة وظيفة القلب والبحث عن أهداف علاجية محتملة جديدة. هنا نحن نصف بروتوكول لتحديد وظيفة القلب في الجسم الحي باستخدام قياسات حلقة حجم الضغط والتحليل خلال الظروف القاعدية وتحت التحفيز β الأدرينالية عن طريق التسريب عن طريق الوريد من تركيزات متزايدة من الايسوبروترينول. نحن نقدم بروتوكول المكرر بما في ذلك دعم التهوية مع الأخذ في الاعتبار الضغط الإيجابي نهاية الزفير لتحسين الآثار السلبية خلال قياسات الصدر المفتوح، والتسكين قوية (Buprenorphine) لتجنب الإجهاد عضلة القلب لا يمكن السيطرة عليها التي أثارها الألم أثناء الإجراء. كل ذلك معا وصف مفصل للإجراء والمناقشة حول المزالق المحتملة تمكن عالية موحدة وقابلة للاستنساخ تحليل حلقة حجم الضغط، والحد من استبعاد الحيوانات من الفوج التجريبي عن طريق منع التحيز المنهجي ممكن.

Introduction

أمراض القلب والأوعية الدموية تؤثر عادة على وظيفة القلب. تشير هذه المسألة إلى أهمية تقييم وظيفة القلب المفصلة في الجسم الحي في نماذج الأمراض الحيوانية. ويحيط التجارب على الحيوانات إطار من المبادئ التوجيهية ثلاثة روبية (3Rs) (خفض / صقل / استبدال). في حالة فهم الأمراض المعقدة التي تنطوي على استجابات نظامية (أي أمراض القلب والأوعية الدموية) على المستوى التنموي الحالي ، فإن الخيار الرئيسي هو تحسين الطرق المتاحة. كما سيؤدي التكرير إلى خفض أعداد الحيوانات المطلوبة بسبب التباين الأقل، مما يحسن من قوة التحليل والاستنتاجات. بالإضافة إلى ذلك ، فإن الجمع بين قياسات انقباض القلب مع النماذج الحيوانية لأمراض القلب بما في ذلك تلك الناجمة عن التحفيز العصبي أو الضغط الزائد مثل النطاقات الأبهرية ، والتي تحاكي على سبيل المثال الكاتيكولامين المتغير / مستويات β الأدرينالية1و2و3و4، توفر طريقة قوية للدراسات ما قبل السريرية. مع الأخذ في الاعتبار أن الطريقة القائمة على القسطرة لا تزال النهج الأكثر استخداما لتقييم متعمق للانقباض القلبي5، استهدفنا تقديم هنا قياسا مكررا لوظيفة القلب في الجسم الحي في الفئران عن طريق قياسات حلقة حجم الضغط (PVL) خلال التحفيز β الأدرينالين استنادا إلى التجربة السابقة بما في ذلك تقييم معلمات محددة لهذا النهج6، 7.

لتحديد نهج المعلمات الدموية القلبية التي تشمل التصوير أو تقنيات القسطرة القائمة متوفرة. ويقترن كلا الخيارين بمزايا وعيوب تحتاج بعناية إلى النظر فيها بالنسبة للمسألة العلمية ذات الصلة. وتشمل أساليب التصوير تخطيط صدى القلب والتصوير بالرنين المغناطيسي (MRI)؛ وقد استخدمت على حد سواء بنجاح في الفئران. وتشمل القياسات صدى القلب التكاليف الأولية العالية من مسبار عالي السرعة اللازم لارتفاع معدل ضربات القلب للفئران; وهو نهج غير الغازية واضحة نسبيا، ولكنه متغير بين المشغلين الذين من الناحية المثالية ينبغي أن يكون من ذوي الخبرة التعرف وتصور هياكل القلب. وبالإضافة إلى ذلك، لا يمكن إجراء أي قياسات للضغط مباشرة، ويتم الحصول على الحسابات من مزيج من مقادير الحجم وقياسات التدفق. من ناحية أخرى ، لديها ميزة أنه يمكن إجراء العديد من القياسات على نفس وظيفة الحيوان والقلب يمكن رصدها على سبيل المثال أثناء تطور المرض. فيما يتعلق بقياس الحجم ، فإن التصوير بالرنين المغناطيسي هو الإجراء القياسي الذهبي ، ولكن على غرار تخطيط صدى القلب ، لا يمكن قياسات الضغط المباشر ويمكن الحصول على معلمات تعتمد على التحميل المسبق فقط8. وعوامل الحد هي أيضا مدى توافرها، وجهود التحليل وتكاليف التشغيل. هنا الأساليب القائمة على القسطرة لقياس وظيفة القلب هي بديل جيد أن تسمح بالإضافة إلى ذلك للرصد المباشر للضغط داخل القلب وتحديد المعلمات الانقباض مستقل الحمل مثل العمل السكتة الدماغية القابلة للتوظيف التحميل (PRSW)9. ومع ذلك، فإن الأحجام البطينية التي تقاس بقسطرة توصيل الضغط (من خلال تحديد الموصلية) أصغر من تلك الموجودة في التصوير بالرنين المغناطيسي ولكن يتم الحفاظ على اختلافات المجموعة في نفس النطاق10. من أجل تحديد قيم حجم موثوق بها مطلوب المعايرة المقابلة، وهي خطوة حاسمة خلال قياسات PVL. فهو يجمع بين قياسات الجسم الحي السابق لموصلية الدم في cuvettes حجم معايرة (تحويل التوصيل إلى حجم) مع تحليل في الجسم الحي للتوصيل الموازي للميوكارديوم أثناء حقن بولوس من المالحة فرطتونية11،12. أبعد من ذلك ، فإن وضع القسطرة داخل البطين والاتجاه الصحيح للأقطاب الكهربائية على طول المحور الطولي للبطين أمران حاسمان لقدرة الكشف عن المجال الكهربائي المحيط الذي تنتجه. لا يزال مع انخفاض حجم قلب الفأر من الممكن تجنب القطع الأثرية الناتجة عن التغيرات في اتجاه داخل البطين من القسطرة، حتى في البطينينالمتوسعة 5،10،ولكن القطع الأثرية يمكن أن تتطور تحت التحفيز β الأدرينالين6،13. بالإضافة إلى طرق التوصيل ، بدا أن تطوير أسلوب القبول القائم على تجنب خطوات المعايرة ، ولكن هنا يتم المبالغة في تقدير قيم الحجم14و15.

منذ الماوس هو واحد من أهم النماذج قبل السريرية في أبحاث القلب والأوعية الدموية β-احتياطي الأدرينالية من القلب هو من مصلحة مركزية في فسيولوجيا القلب وعلم الأمراض، ونحن نقدم هنا بروتوكول المكرر لتحديد في وظيفة القلب في الجسم الحي في الفئران عن طريق قياسات PVL خلال التحفيز β الأدرينالين.

Protocol

تمت الموافقة على جميع التجارب على الحيوانات وتنفيذها وفقا للوائح المجلس الإقليمي كارلسروه وجامعة هايدلبرغ (AZ 35-9185.82/A-2/15، AZ 35-9185.82/A-18/15، AZ 35-9185.81/G131/15، AZ 35-9185.81/G121/17) تتوافق مع المبادئ التوجيهية الواردة في التوجيه 2010/63/EU للبرلمان الأوروبي بشأن حماية الحيوانات المستخدمة لأغراض علمية. البيانات المعروضة في هذا البروتوكول مشتقة من الفئران الذكور من النوع البري C57Bl6/N (17 ± 1.4 أسبوعا من العمر). تم الحفاظ على الفئران في ظل ظروف محددة خالية من مسببات الأمراض في منشأة الحيوان (IBF) التابعة لكلية هايدلبرغ الطبية. تم إيواء الفئران في دورة ضوء داكنة لمدة 12 ساعة ، مع رطوبة نسبية بين 56-60 ٪ ، وتغيير الهواء 15 مرة في الساعة ودرجة حرارة الغرفة من 22 درجة مئوية +/- 2 درجة مئوية. وقد احتفظ بهم في أقفاص تقليدية من النوع الثاني أو النوع الثاني، وجرى تزويدهم منذ فترة طويلة بأسرة الحيوانات وأوراق الأنسجة كإثراء. كانت الأغذية القياسية المعبشة تلقائيا والمياه المعبشة تلقائيا متاحة لاستهلاك libitum الإعلانية.

1. إعداد الأجهزة والحلول الدوائية

  1. القسطرة الوريدية المركزية: اقطع الأنبوب الصغير (قطره الخارجي 0.6 مم) إلى أنابيب قسطرة بطول 20 سم تقريبا. استخدام ملقط لسحب نهاية واحدة من الأنبوب على غيض من قنية قياس 23. قطع الطرف الآخر من الأنابيب قطريا لخلق طرف حاد التي يمكن أن تخترق الوريد الفخذي.
  2. أنبوب القصبة الهوائية: بالنسبة إلى أنبوب التنبيب، قطع أنبوب venipuncture-cannula ذو قياس 20 سم بطول 3 سم لإزالة مرفق الحقنة.
    1. إذا كان أنبوب التنبيب لا يتناسب مع اتصال جهاز التنفس الصناعي تماما، التفاف parafilm على نهاية الأنبوب حيث يتم توصيل جهاز التهوية. يجب أن يكون الاتصال مستقرا ومختلا بالسمك(الشكل 1A). تقصير دبوس دليل معدني من venipuncture-cannula قياس 20 إلى 2.7 سم واستخدامه كمساعدة التنبيب. كما أن المناهج المكررة للتنبيب بما في ذلك الألياف الضوئية لتسهيل تصور القصبة الهوائية موصوفة بشكل جيد ، على سبيل المثال من قبل داس والمتعاونين16.
  3. خليط مخدر يستخدم للتنبيب: مزيج 200 ميكرولتر من الهيبارين (1000 وحدة دولية / مل) مع 50 ميكرولتر من 0.9٪ NaCl و 750 ميكرولتر من 2 ملغم / مل إيتوميدات من منتج قائم على الزيت في الماء. استخدام 7 ميكرولتر / غرام وزن الجسم (BW) لكل فأر (0.1 ملغم / كجم BW Buprenorphine 10 ملغ / كجم BW etomidate).
  4. استرخاء العضلات: حل 100 ملغ من بروميد بانكورونيوم في 100 مل من 0.9٪ NaCl. استخدم 1.0 ميكرولتر/غرام من وزن الجسم (1 ملغم/كغ بي واط) لكل فأر.
  5. حلول إيسوبروترينول: حل 100 ملغ من إيسوبروترينول في 100 مل من 0.9٪ NaCl (1 ميكروغرام / ميكرولتر). إعداد المخففات التالية (الجدول 1) ونقل كل في حقنة 1 مل.
    1. للحصول على التخفيف 1، تمييع المخزون 1:1.8. للحصول على تخفيف 2، تمييع المخزون 1:6. للحصول على التخفيف 3، تمييع التخفيف 1 إلى 1:10. وأخيرا، الحصول على تخفيف 4 من قبل 1:10 تخفيف التخفيف 2.
  6. 15٪ من حمض NaCl Hypertonic (ث/v): حل 1.5 غرام من NaCl 0.9٪ في 10 مل من H2O. المقطر المزدوج تصفية الحل مع مرشح حقنة المسام 0.45 ميكرومتر.
  7. إعداد 12.5٪ حل الألبومين (ث / v): حل 1.25 غرام من الألبومين مصل البقر في 10 مل من 0.9٪ NaCl. احتضان الحل عند 37 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة. يبرد إلى درجة حرارة الغرفة وتصفية الحل مع مرشح حقنة المسام 0.45 ميكرومتر.
  8. إعداد الإعداد: التبديل الأول على لوحة التدفئة وتعيينه إلى 39-40 درجة مئوية. ضع حقنة مملوءة بالمحلول الملحي على وسادة التدفئة ونقل قسطرة حلقة حجم الضغط (PVL) إلى الحقنة. قبل احتضان القسطرة لمدة 30 دقيقة على الأقل قبل استخدامها لتحقيق الاستقرار. الإعداد نستخدمها تتكون من القسطرة 1.4-F الضغط التوصيل، وحدة التحكم والبرمجيات المقابلة، وهو موضح بيانيا على الشكل 1B والمراجع مزود مدرجة في جدول المواد.

2. التخدير

  1. حقن البوبرينورفين (0.1 ملغم/كغ BW intraperitoneally) 30 دقيقة قبل التنبيب.
  2. ضع الماوس في غرفة زجاجية أكريليك مشبعة مسبقا مع isoflurane 2.5٪ وتدفأ مسبقا مع وسادة التدفئة وضعت على قاعدة الغرفة.
  3. بمجرد أن ينام الفأر (عدم وجود رد فعل) ، قم بحقن الخليط المخدر (7 مل / كجم BW) الذي يحتوي على 10 ملغم / كجم إيتوميدات وهيبارين (1200 وحدة دولية / كجم BW) intraperitoneally.

3. التهوية

  1. نقل الحيوان إلى منصة التنبيب (الشكل 1C) 3-4 دقائق بعد الحقن مخدر. الماوس يتدلى من الأسنان مع عرض الظهر التي تواجه المشغل.
  2. رفع اللسان بلطف مع ملقط. لتحديد glottis، رفع الفك السفلي للفأر قليلا مع ملقط الثاني.
  3. أدخل أنبوب القصبة الهوائية بعناية(الشكل 1A)في القصبة الهوائية وأزل قضيب الدليل.
  4. نقل الحيوان على لوحة التدفئة، ووضعه على ظهره وربط أنبوب التنبيب إلى الجهاز التنفسي الحيواني الصغير.
  5. ضبط معدل التنفس إلى 53.5 × (وزن الجسم بالجرام)-0.26 [دقيقة-1]،كما وصفها الآخرون12،وحجم المد والجزر إلى ذروة الضغوط الملهمة من 11 ± 1 cmH2O. إنشاء PEEP من 2 سمH2O.
  6. إصلاح بعناية أطراف الماوس على لوحة التدفئة مع شرائط لاصقة وتطبيق مرهم العين على كلتا العينين لمنع الجفاف.
  7. أدخل مسبار درجة حرارة المستقيم وحافظ على درجة حرارة الجسم الأساسية عند 37 ± 0.2 درجة مئوية.
  8. تثبيت تخطيط القلب 1 الرصاص ورصد معدل ضربات القلب على الخط كمؤشر لعمق التخدير والاستقرار.
  9. عند عدم وجود ردود الفعل بين النوى، وحقن 1 ملغم/ كغ BW من العضلات مرخي بانكورونيوم بروميد intraperitoneally. وهذا يمنع القطع الأثرية التنفسية أثناء قياسات PVL.

4. الجراحة

  1. التوصيات العامة
    1. أثناء الجراحة، تهوية مع ~ 1.5-2٪ isoflurane تبخرت مع O2. تركيز isoflurane يمكن أن تعتمد أيضا على متغيرات مثل سلالة الماوس والجنس والعمر والوزن من الحيوانات، ولكن يجب أن يتم تحديدها بشكل فردي وتجريبي والقيم هنا هي مرجع لسلالة الماوس C57BL6/N. الأهم من ذلك، يتم توصيل جهاز التنفس الصناعي إلى نظام استخراج لمنع المشغل من استنشاق isoflurane.
    2. استخدام التكبير بين 1.5-4x من المجهر ستيريو لإجراء العمليات الجراحية.
      ملاحظة: الرجوع إلى التوجيه المؤسسي / المحلي حول إعداد الحيوان للجراحة غير البقاء على قيد الحياة.
  2. علبة الفخذ
    1. شطف الأطراف الخلفية مع الإيثانول 70٪، وincise المنطقة الأربية اليسرى وفضح الوريد الفخذي الأيسر.
    2. انفجار الشريان الوريدي الوريدي والكواية.
    3. Ligate الوريد الفخذي مع خياطة وضعت القاصي إلى وصول القسطرة.
    4. تمرير خياطة تحت الوريد الفخذي وإعداد عقدة الجمجمة من موقع ثقب. ثقب الوريد الفخذي مع أنبوب صغير المعدة (انظر الخطوة 1.1) تعلق على حقنة 1 مل.
    5. ربط أسفل عقدة لإصلاح أنبوب داخل السفينة.
    6. مواجهة فقدان السوائل عن طريق ضخ 0.9٪ NaCl تكملها مع 12.5٪ الألبومين بمعدل ضخ 15 ميكرولتر / دقيقة مع مضخة حقنة أوتوماتيكية. بالإضافة إلى ذلك، حافظ على رطوبة الأنسجة المكشوفة باستخدام NaCl بنسبة 0.9٪ قبل الإحماء.
  3. استئصال الصدر
    1. شطف الصدر مع الإيثانول 70٪.
    2. انبس الجلد فقط تحت عملية xyphoid وفصل بصراحة العضلات الصدرية من جدار الصدر مع ملقط أو الكي.
    3. رفع عملية xyphoid مع ملقط، ومن ثم قطع من خلال جدار الصدر تتحرك أفقيا على كلا الجانبين مع الكي حتى الحجاب الحاجز مرئية تماما من تحت.
    4. انسي الحجاب الحاجز من تحت وفضح قمة القلب. ثم إزالة التمور بعناية مع ملقط.
    5. إجراء عملية استئصال تكلفة محدودة على الجانب الأيسر كما هو موضح سابقا6.
    6. مرر خياطة تحت الوريد التجويف السفلي لإجراء تقليل التحميل المسبق خلال المراحل اللاحقة.
    7. ثقب بلطف قمة القلب مع قنية قياس 25 (أقصى 4 ملم). إزالة القنية وإدخال القسطرة الكهروضوئية حتى جميع الأقطاب الكهربائية داخل البطين.
    8. ضبط موقف القسطرة عن طريق حركات لطيف ويتحول حتى يتم الحصول على حلقات مستطيلة الشكل(الشكل 2A).
    9. الحفاظ دائما على جميع الأنسجة المكشوفة الرطبة باستخدام ما قبل الدافئة 0.9٪ NaCl.

5. القياسات

  1. التوصيات العامة
    1. أثناء القياسات، تهوية مع ~ 1.5-2٪ isoflurane تبخرت مع 100٪ O2.
    2. إجراء قياسين خط الأساس وكذلك 2 انسدادات فينا كافا على كل خطوة من بروتوكول الاستجابة الجرعة.
      ملاحظة: من المهم أن بعد الانسداد كافا vena الأول والثاني، كل من قيم الضغط وحدة التخزين العودة إلى قيم الحالة الثابتة كما قبل الانسداد الأول. هذه الملاحظة ضرورية من أجل التعرف على التحول في وضع القسطرة بسبب التخفيضات التسلسلية في حجم البطين. إذا كان التحول في موقف القسطرة سيكون هو الحال، وخاصة سيتم تغيير قيم الحجم.
  2. إجراء تحليل على الخط من المعلمات (معدل ضربات القلب، وحجم السكتة الدماغية، dP / DTماكس)والانتظار حتى يتم الحصول على وظيفة القلب ثابتة الدولة. لنطاق المعلمة المتوقع مع الإعداد المستخدم هنا في الفئران C57Bl6/N يرجى الرجوع إلى النتائج المنشورة6.
  3. إيقاف الجهاز التنفسي في وضع انتهاء الصلاحية وتسجيل معلمات خط الأساس. بعد 3 إلى 5 ثوان تقليل التحميل المسبق القلب عن طريق رفع خياطة تحت الوريد التجويف السفلي مع ملقط من أجل الحصول على المعلمات المستقلة التحميل المسبق(الشكل 2B). تشغيل جهاز التنفس الصناعي. انتظر 30 ثانية على الأقل للانسداد الثاني حتى تستقر المعلمات الديناميكية الدموية.
  4. بعد الحصول على القياسات في ظل ظروف القاعدية المضي قدما في استجابة الجرعة من isoproterenol عن طريق التحول إلى المحاقن المعدة. هنا يبقى معدل التسريب دون تغيير من أجل تجنب تعديلات التحميل المسبق للقلب. الحرص على عدم غرس فقاعات الهواء عند تغيير الحقنة.
    1. انتظر دقيقتين على الأقل حتى يتم الحصول على وظيفة القلب الثابتة الجديدة من إيقاف الجهاز التنفسي مرة أخرى في وضع الانتهاء ومعلمات خط الأساس القياسية. بعد 3 إلى 5 ثوان تقليل التحميل المسبق القلب عن طريق رفع خياطة تحت الوريد التجويف السفلي من أجل الحصول على المعلمات المستقلة التحميل المسبق.
    2. انتظر 30 ثانية على الأقل للانسداد الثاني. بعد ذلك التحول إلى حقنة أعدت مع تركيز isoproterenol المقبل وتكرار تسجيلات خط الأساس والمعلمات المستقلة التحميل المسبق.
      ملاحظة: القطع الأثرية مثل ارتفاع الضغط الانقباضي نهاية (ESPS, الشكل 2C) يمكن أن تحدث خلال الزيادة في جرعة من إيسوبروتيرينول, مما ينتج عن الفخ القسطرة. يمكن تصحيح القطع الأثرية التي تحدث قبل بدء المعلمات القاعدية بسهولة عن طريق إعادة تحديد موضع القسطرة.

6. المعايرة

ملاحظة: قد تختلف إجراءات المعايرة حسب نظام PVL المستخدم.

  1. معايرة التوصيل المتوازي
    1. توصيل حقنة تحتوي على محلول NaCl 15٪ إلى قنية الفخذ بعد القياس الأخير من استجابة جرعة إيسوبروترينول. غرس بعناية 5 ميكرولتر من محلول hypertonic المتبقية في الأنبوب حتى PVL تحول قليلا إلى اليمين أثناء التصور على الخط. ثم انتظر حتى الحلقات العودة إلى حالة ثابتة.
    2. وقف الجهاز التنفسي عند انتهاء الصلاحية وحقن بولوس واحد من 10 ميكرولتر من 15٪ NaCl في غضون 2 إلى 3 ثوان. تحقق مما إذا كان PVL توسيع إلى حد كبير ويتم تحويلها إلى اليمين أثناء التصور على الخط.
  2. معايرة التوصيل إلى الحجم
    1. الانتظار 5 دقائق، لا أقل، بحيث يتم تخفيف بولوس المالحة فرط الحرارة تماما. بعد ذلك قم بإزالة القسطرة واسحب ما لا يقل عن 600 ميكرولتر من البطين الأيسر للقلب النابض باستخدام حقنة 1 مل وقنية قياس 21. عند هذه النقطة الوقت هو القتل الرحيم الحيوان تحت التخدير العميق والتسكين عن طريق نزيف هائل، عن طريق وقف التهوية وإزالة القلب.
    2. نقل الدم إلى ما قبل الحارة (في حمام مائي في 37 درجة مئوية) cuvette المعايرة مع اسطوانات من حجم معروف. ضع القسطرة الكهروضوئية مركزيا في كل أسطوانة وسجل التوصيل. من خلال حساب منحنى قياسي لكل ، يمكن تحويل وحدات التوصيل إلى قيم حجم مطلقة.

7. تحليل

  1. بعد قياسات PVL الناجحة في ظل الظروف القاعدية وتحفيز isoproterenol ، تصور ، رقمنة ، حساب واستخراج المعلمات التي تميز وظيفة القلب (مثل PRSW ، dP / dt ، الضغط النهائي الانبساطي والحجم ، الضغط والحجم نهاية الانقباضي ، الاسترخاء ثابت تاو ، من بين أمور أخرى) باستخدام برنامج تحليل PVL المناسبة. يمكن إجراء المزيد من التحليل الإحصائي والتمثيلات الرسومية باستخدام برامج التحليل القياسية.
  2. تحليل المعلمات المستقلة التحميل المسبق
    ملاحظة: لهذه الخطوة من الضروري توحيد الإجراء.
    1. حدد أول 5-6 PVLs تظهر انخفاض التحميل المسبق في جميع القياسات لتحليل المعلمات المستقلة التحميل المسبق(الشكل 2D). وسيقلل العدد الثابت من الأصناف الكهروضوئية المختارة للتحليل أثناء تخفيض التحميل المسبق من التباين بين قياسات المعلمات التي تم الحصول عليها.
    2. حساب متوسط قيمة القياسين في كل خطوة من البروتوكول.

النتائج

قياس حجم الضغط حلقة (PVL) هو أداة قوية لتحليل الديناميكا الدوائية القلبية للأدوية والتحقيق في النمط الظاهري القلبي لنماذج الماوس المعدلة وراثيا في ظل الظروف العادية والمرضية. يسمح البروتوكول بتقييم احتياطي β الأدرينالية القلبية في نموذج الماوس البالغ. هنا نصف طريقة مفتوحة الصدر تحت تخدير ...

Discussion

هنا، ونحن نقدم بروتوكولا لتحليل وظيفة القلب في الجسم الحي في الفئران تحت التحفيز β الأدرينالين المتزايد. يمكن استخدام الإجراء لمعالجة كل من المعلمات الأساسية لوظيفة القلب واحتياطي الأدرينالين (على سبيل المثال ، inotropy و chronotropy) في الفئران المعدلة وراثيا أو عند التدخلات. الميزة الأبرز لقياس...

Disclosures

ولا يلزم الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

Acknowledgements

ونحن ممتنون لمانويلا ريتزال، وهانز بيتر غينهايمر، وكريستين ريشتر، وفريق من جامعة هايدلبرغ للحصول على مساعدة تقنية من الخبراء.

وقد دعم هذا العمل المركز الألماني لأبحاث القلب والأوعية الدموية، وBMBF (وزارة التعليم والبحوث الألمانية)، ومؤسسة بادن فورتمبرغ الاتحادية للابتكار الحكومي، ومؤسسة دويتشه فورشونجسجيمينشافت (DFG، مؤسسة الأبحاث الألمانية) مشروع الهوية 239283807 - TRR 152، FOR 2289 ومركز البحوث التعاونية (SFB) 1118.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1.4F SPR-839 catheterMillar Instruments, USA840-8111
1 ml syringesBeckton Dickinson, USAREF303172
Bio AmplifierADInstruments, USAFE231
Bridge-AmplifierADInstruments, USAFE221
Bovine Serum AlbuminRoth, Germany8076.2
Buprenorphine hydrochlorideBayer, Germany4007221026402
Calibration cuvetteMillar, USA910-1049
Differential pressure transducer MPXHugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, GermanyType 39912
Dumont Forceps #5/45Fine Science tools Inc.11251-35
Dumont Forceps #7BFine Science tools Inc.11270-20
Graefe ForcepsFine Science tools Inc.11051-10
GraphPad PrismGraphPad SoftwareVer. 8.3.0
EcoLab-PE-MicotubeSmiths, USA004/310/168-1
Etomidate LipuroBraun, Germany2064006
ExcelMicrosoft
HeparinRatiopharm, GermanyR26881
Hot plate and control unitLabotec, GermanyHot Plate 062
IsofluranBaxter, GermanyHDG9623
Isofluran VaporizerAbbotVapor 19.3
IsoprenalinhydrochlorideSigma-Aldrich, USAI5627
Fine Bore Polythene tubing 0.61 mm OD, 0.28 mm IDSmiths Medical International Ltd, UKRef. 800/100/100
MiniVent ventilator for miceHugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, GermanyType 845
MPVS Ultra PVL SystemMillar Instruments, USA
NaClAppliChem, GermanyA3597
NaCl 0.9% isotonicBraun, Germany2350748
Pancuronium-bromideSigma-Aldrich, USABCBQ8230V
Perfusor 11 PlusHarvard ApparatusNr. 70-2209
Powerlab 4/35 control unitADInstruments, USAPL3504
Rechargeable cautery-SetFaromed, Germany09-605
ScissorsFine Science tools Inc.140094-11
Software LabChart 7 ProADInstruments, USALabChart 7.3 Pro
Standard mouse foodLASvendi GmbH, GermanyRod18
Stereo microscopeZeiss, GermanyStemi 508
Surgical suture 8/0Suprama, GermanyCh.B.03120X
Venipuncture-cannula Venflon Pro Safty 20-gaugeBeckton Dickinson, USA393224
Vessel Cannulation ForcepsFine Science tools Inc.00574-11
Water bathThermo Fisher Scientific, USA
Syringe filter (Filtropur S 0.45)Sarstedt, GermanyRef. 83.1826

References

  1. Bacmeister, L., et al. Inflammation and fibrosis in murine models of heart failure. Basic Research in Cardiology. 114 (3), 19 (2019).
  2. Hartupee, J., Mann, D. L. Neurohormonal activation in heart failure with reduced ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (1), 30-38 (2017).
  3. Hasenfuss, G. Animal models of human cardiovascular disease, heart failure and hypertrophy. Cardiovascular Research. 39 (1), 60-76 (1998).
  4. Lefkowitz, R. J., Rockman, H. A., Koch, W. J. Catecholamines, cardiac beta-adrenergic receptors, and heart failure. Circulation. 101 (14), 1634-1637 (2000).
  5. Cingolani, O. H. K. Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301, 2198-2206 (2011).
  6. Bacmeister, L., et al. Assessment of PEEP-Ventilation and the Time Point of Parallel-Conductance Determination for Pressure-Volume Analysis Under beta-Adrenergic Stimulation in Mice. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 36 (2019).
  7. Segin, S., et al. Cardiomyocyte-Specific Deletion of Orai1 Reveals Its Protective Role in Angiotensin-II-Induced Pathological Cardiac Remodeling. Cells. 9 (5), (2020).
  8. Clark, J. E., Marber, M. S. Advancements in pressure-volume catheter technology - stress remodelling after infarction. Experimental Physiology. 98 (3), 614-621 (2013).
  9. Glower, D. D., et al. Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work. Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).
  10. Winter, E. M., et al. Left ventricular function in the post-infarct failing mouse heart by magnetic resonance imaging and conductance catheter: a comparative analysis. Acta Physiologica. 194 (2), 111-122 (2008).
  11. Krenz, M. Conductance, admittance, and hypertonic saline: should we take ventricular volume measurements with a grain of salt. Journal of Applied Physiology. 107 (6), 1683-1684 (2009).
  12. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (2008).
  13. Wei, A. E., Maslov, M. Y., Pezone, M. J., Edelman, E. R., Lovich, M. A. Use of pressure-volume conductance catheters in real-time cardiovascular experimentation. Heart, Lung and Circulation. 23 (11), 1059-1069 (2014).
  14. van Hout, G. P., et al. Admittance-based Pressure-Volume Loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiological Reports. 2 (4), 00287 (2014).
  15. Wei, C. L., Shih, M. H. Calibration Capacity of the Conductance-to-Volume Conversion Equations for the Mouse Conductance Catheter Measurement System. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56 (6), 1627-1634 (2009).
  16. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
  17. Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavior Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
  18. Weiss, J. L., Frederiksen, J. W., Weisfeldt, M. L. Hemodynamic determinants of the time-course of fall in canine left ventricular pressure. Journal of Clinical Investigation. 58 (3), 751-760 (1976).
  19. Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavioral Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
  20. Jacoby, C., et al. Direct comparison of magnetic resonance imaging and conductance microcatheter in the evaluation of left ventricular function in mice. Basic Research in Cardiology. 101 (1), 87-95 (2006).
  21. Georgakopoulos, D., Kass, D. A. Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 279 (1), 443-450 (2000).
  22. Calligaris, S. D., Ricca, M., Conget, P. Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in mice. Journal of Visualized Experiments. (72), e50050 (2013).
  23. Abraham, D., Mao, L. Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e52942 (2015).
  24. Pearce, J. A., Porterfield, J. E., Larson, E. R., Valvano, J. W., Feldman, M. D. Accuracy considerations in catheter based estimation of left ventricular volume. Conference proceedings - IEEE engineering in medicine and biology society. 2010, 3556-3558 (2010).
  25. Nielsen, J. M., et al. Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 293 (1), 534-540 (2007).
  26. Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810 (2016).
  27. Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiological Genomics. 42 (2), 103-113 (2010).
  28. Oosterlinck, W., Vanderper, A., Flameng, W., Herijgers, P. Glucose tolerance and left ventricular pressure-volume relationships in frequently used mouse strains. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 281312 (2011).
  29. Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (5), 1829-1837 (2002).
  30. Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

171

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved