JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

توضح هذه المقالة وتثبت إدارة اللقاحات داخل الجهاز المناعي وجمع الحليب من الأرانب المرضعة(Oryctolagus cuniculus)كوسيلة لتقييم المناعة المخاطية في نموذج مناسب ترجمة للتحصين الأمومي.

Abstract

نظرا لأوجه التشابه في المشيمة ونقل الأجسام المضادة مع البشر ، تعد الأرانب نموذجا ممتازا لتحصين الأمهات. المزايا الإضافية لهذا النموذج البحثي هي سهولة تربية وجمع العينات، وفترة الحمل قصيرة نسبيا، وأحجام القمامة الكبيرة. طرق التمنيع التي يتم تقييمها عادة تشمل تحت الجلد، والعضلي، وداخل الرحم، وداخل الجلد. جمع العينات غير المحددة للكشف الزمني للاستجابات المناعية لهذه التحصينات تشمل جمع الدم، من كل من السدود ومجموعات، والحليب من الرضاعة لا. في هذه المقالة، سوف نبين التقنيات التي استخدمها مختبرنا في دراسات تحصين الأمهات في الأرانب البيضاءالنيوزيلندية (Oryctolagus cuniculus)،بما في ذلك التحصين داخل الرحم وجمع الحليب.

Introduction

إن دراسات تحصين الأمهات ونقل الأجسام المضادة لا تقدر بثمن لأسباب عديدة، لأن هذا هو الطريق الأولي لنقل المناعة والحماية اللاحقة من مسببات الأمراض والأمراض لدى المواليد الجدد والرضع. 66 - يمكن للتحصين النفاسي أن يؤثر تأثيرا إيجابيا على صحة الأم والطفل على الصعيد العالمي عن طريق الحد من المراضة والوفيات المرتبطة ببعض مسببات الأمراض خلال هذه الفترة الضعيفة1. والهدف الرئيسي لهذه الاستراتيجية هو زيادة مستويات الأجسام المضادة الأمومية المحددة طوال فترة الحمل. ويمكن بعد ذلك نقل هذه الأجسام المضادة إلى الوليد والرضيع عند مستويات كافية للحماية من العدوى حتى ينضج جهاز المناعة لديهم بما يكفي للاستجابة بشكل كاف للتحديات1و2و3. وقد أظهرت الأعمال السابقة أن ارتفاع الثدي الأجسام المضادة عند الولادة ترتبط إما مع الحماية الكاملة أو تأخر بداية وانخفاض شدة العديد من الأمراض المعدية المختلفة في حديثي الولادة، بما في ذلك الكزاز والسعال الديكي وفيروس التزامن التنفسي (RSV)، والأنفلونزا، والتهابات المكورات العقدية المجموعة B1،2،3.

في البشر ، يتم نقل الأجسام المضادة للأمهات بشكل سلبي عبر المشيمة ويتم نقلها أيضا من خلال حليب الثدي عن طريق التمريض. وقد أظهرت الأعمال السابقة أن مستويات الإيغا الخاصة بفيروس نقص المناعة البشرية في حليب الثدي البشري من الأمهات المصابات بالفيروس ارتبطت بانخفاض انتقال الفيروس بعد الولادة، مما يشير إلى دور وقائي لحليب الثدي المضاد لفيروس نقص المناعة البشرية IgA4. وقد أظهرت الدراسات في الرئيسيات غير البشرية أن التحصين ضد فيروس نقص المناعة البشرية يمكن أن يؤدي إلى استجابة كبيرة للأجسام المضادة في حليب الثدي، وعلى الرغم من أن استجابات IgG المصلية المماثلة تم تحريضها بعد التحصين الجهازي مقابل التحصين المخاطي، إلا أن التحصين المخاطي أدى إلى استجابة أعلى بكثير من IgA داخل الحليب5،6.

تحديد نموذج حيواني مناسب لهذه الدراسات يجب أن يأخذ في الاعتبار نوع المشيمة وآليات نقل الأجسام المضادة السلبية ، وكذلك نقل الأجسام المضادة عن طريق حليب الثدي. هناك ثلاثة أنواع رئيسية من المشيمة في الثدييات على أساس أنواع الأنسجة والطبقات في واجهة materno-fetal ، بما في ذلك الهيموشوريال (الرئيسيات والقوارض والأرانب) ، و endotheliochorial (الحيوانات آكلة اللحوم) ، وظهارية (الخيول والخنازير والحيوانات المجترة). المشيمة المشيمية هي النوع الأكثر غزوا ، مما يسمح بالاتصال المباشر بين إمدادات دم الأم وchorion ، أو الغشاء الجنيني الأبعد. استنادا إلى عدد طبقات الأرومة التروفوسومية ، هناك العديد من الاختلافات في المشيمة المشيمية ، بما في ذلك المشيمة المشيمية الموجودة في الرئيسيات ، والمشيمة الدموية في الأرانب ، والمشيمة الدموية التي لوحظت في الفئران والجرذان7. يسمح هذا الاتصال المباشر بين إمدادات دم الأم والكوريون بالانتقال السلبي للأجسام المضادة عبر المشيمة أثناء الحمل. IgG هو فئة الأجسام المضادة الوحيدة التي تعبر بشكل كبير المشيمة البشرية8، في حين أن IgA هي الفئة السائدة من Ig الموجودة في حليب الثدي البشري9. من النماذج ذات الصلة علميا، فقط الرئيسيات (بما في ذلك البشر)، والأرانب، والخنازير غينيا نقل IgG في الرحم وIgA في الحليب10،11. لذلك ، يتضمن نموذج الأرنب عوامل مماثلة لتلك الموجودة في البشر التي تتحكم في النقل عبر المحيط من IgG ونقل الرضاعة من IgA.

بالإضافة إلى أنها نموذج استثنائي لمناعة الأم وتطور اللقاح، فإن أوجه التشابه بين الأرنب وتجاويف الأنف البشرية تجعلها نموذجا مناسبا للتحصين داخل الأنف. حجم تجويف الأنف أرنب هو أكثر مماثلة للبشر من نماذج القوارض على أساس كتلة الجسم النسبي12. بالإضافة إلى ذلك، أظهر كاستيلين وآخرون 12 أن الأنسجة اللمفاوية المرتبطة بالأنف (NALT) أكثر ضخامة في الأرنب مقارنة بالقوارض. يقع NALT في المقام الأول في الجانب البطني والبطيني للحم الأنف البطني وفي الجانب الجانبي والدرسلي للحم الأنفي الأنفي في الأرانب ، في حين أن الأنسجة اللمفاوية موجودة فقط على طول الجانب البطني للحم الأنفيالأنفي 12. في الأرانب ، وهيكل وموقع الخلايا الليمفاوية داخل الإبطين والصفائح البربريا ، وكذلك بصيلات اللمفاوية المعزولة ، تشبه البشر12.

وتشمل المزايا الإضافية لاستخدام الأرنب كنموذج لمناعة الأم والمخاطية برازها العالي وفترة الحمل القصيرة نسبيا. الأوعية الدموية الكبيرة على ارتفاع عدد الشرايين تسمح بسهولة الوصول نسبيا إلى كميات كبيرة من الدم لمجموعات المسلسل. يمكن جمع مجموعة متنوعة من العينات المخاطية لإجراء فحوصات استجابة الأجسام المضادة الخاصة بمضادات معينة، بما في ذلك حليب الثدي13 (عند الرضاعة)، إفرازات المخاطية أو يغسل (على سبيل المثال، عن طريق الفم14،15،16،رغوة القصباتالهوائية 13،17،18،19،المهبل20،21،22)،والبراز20،23،24،25. يمكن جمع عينات الحليب بسهولة أثناء الرضاعة لتقييم وجود استجابات الأجسام المضادة الخاصة بالمستضد. على الرغم من أنها ليست وفيرة كما هو الحال بالنسبة للبشر والفئران ، إلا أن مجموعة واسعة من الكواشف التجريبية متاحة للدراسات والمقاسات الخاصة بالأرانب. في هذه المقالة، سوف نقوم بوصف وإظهار التحصين داخل النعور وجمع الحليب في نيوزيلندا الأرانب البيضاء(Oryctolagus cuniculus).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

تمت الموافقة على جميع الإجراءات وتنفيذها وفقا لسياسات جامعة ديوك IACUC.

ملاحظة: المواد المطلوبة متوفرة في جدول المواد.

1. تخدير الأرانب والتخدير

  1. تخدير الأرنب الإناث (ناضجة جنسيا؛ ما يقرب من 5-30 شهرا من العمر) عن طريق إعطاء الأسيبرومازين عضليا (IM) بجرعة 1 ملغم/كغ. اعتمادا على حجم الحيوان، استخدم حقنة 1 أو 3 مل مع إبرة 25 G. العضلات Epaxial هي الموقع المفضل للحقن العضلي.
    ملاحظة: يمكن أيضا أن تدار Acepromazine تحت الجلد، ولكن يفضل الدردشة من قبل المختبر، لأنه يعمل بسرعة أكبر ويقلل من حدوث الآفات الجلدية.
  2. الانتظار 10-15 دقيقة للسماح للacepromazine حيز التنفيذ.
  3. تخدير الأرنب مع isoflurane عن طريق وضع مخروط الأنف متصلة على أنف الحيوان. ضبط المبخر إلى ما يصل إلى 4٪ isoflurane جنبا إلى جنب مع ما يصل إلى 4 لتر / دقيقة الأكسجين. الأرانب لديها نفور عالية إلى isoflurane، لذلك ضبط النفس كافية ضروري عند إخفاء الحيوان.
  4. مرة واحدة تخدير كامل، كما تم تقييمها من قبل بينا، دواسة، و / أو منعكس palpebral، وتطبيق مواد التشحيم العيون على كل عين لمنع تجفيف العينين وقرحة القرنية اللاحقة.
  5. مراقبة ردود الفعل والتنفس باستمرار أثناء التخدير، وخفض معدل isoflurane إلى 1-2٪ بمجرد الوصول إلى مستوى كاف من التخدير.

2. التحصين داخل الرحم

  1. إعداد محلول التحصين قبل التعامل مع الحيوانات.
  2. تهدئة الأرنب كما هو موضح أعلاه.
  3. بمجرد أن يكون عضو المختبر مستعدا لإدارة اللقاح والأرنب في مستوى مناسب من التخدير ، قم بإيقاف تشغيل الأيزوفلوران والأوكسجين وإزالة مخروط الأنف.
  4. ضع الأرنب في المقعد الظهري ، ودعم الرقبة والرأس بزاوية 45 درجة تقريبا تسمح بالوصول السهل وتصور كلا nares من قبل عضو المختبر الذي يدير اللقاح.
  5. قم بتحميل المصصة بما لا يزيد عن 100 ميكرولتر من محلول اللقاح ، وسرعان ما قم بإعطاء المحلول في كل منخر. يجب أن تعقد ماصة في زاوية 45 درجة تقريبا، الزاوية نحو الجانب الوسيط من الممر الأنفي.
    ملاحظة: الهدف من التمنيع هو أن يتصل المحلول بالغشاء المخاطي للنرجس ، لذلك لا ينبغي وضع الطرف داخل nares ، لأن هذا قد يؤدي إلى كشط أو تهيج الأنسجة المخاطية ويحتمل أن يؤثر على المناعة للقاح الذي يتم إعطاؤه أنفا. يجب إعطاء اللقاح بسرعة ويتم بنفس الطريقة في nare الأخرى.
  6. بعد تناوله في كلا الممرين الأنفيين، حافظ على الأرنب في المقعد الظهري لمدة 30 ثانية لتقليل تسرب محلول اللقاح.
    ملاحظة: عادة ما يقوم المختبر بإعطاء ما لا يزيد عن 100 ميكرولتر لكل منخر في كل مرة. إذا كان من المقرر إعطاء حجم أكبر، بحد أقصى 500 ميكرولتر، يمكن إعطاء اللقاح في 100 ميكرولتر من المغذيات مع فترة راحة مدتها 30 ثانية بين التحصينات، وتكرر الإدارات الإضافية للقاح، مع 30 ثانية من الراحة بين كل إدارة، حتى يتم تسليم إجمالي حجم اللقاح.
  7. بعد التمنيع، ضع الأرنب على البطين للتعافي ومراقبة الحيوان عن كثب حتى يتمكن من الحفاظ على شغل المؤخرة.

3. جمع الحليب

  1. تخدير الأرنب المرضع كما هو موضح أعلاه.
  2. تنظيف الجلد على الوريد الأذن هامشية مع مسحة الكحول / مسح.
  3. باستخدام حقنة 1 مل وإبرة 25 غرام، وإدارة ما يقرب من 1-2 وحدة IU من الأوكسيتوسين عن طريق الوريد عن طريق الوريد الأذن هامشية للحث على خذلان الحليب.
    ملاحظة: بسبب استرخاء العضلات على نحو سلس، فمن الشائع للأرنب للتبول أو التبرز بعد إدارة الأوكسيتوسين.
  4. بعد إدارة الأوكسيتوسين، وتطبيق الضغط على موقع الحقن مع قطعة من الشاش.
  5. مع الحفاظ على قناع التخدير فوق أنف الأرنب ، دعم الأرنب على ال أرباع الخلفية.
    ملاحظة: يمكن أيضا جمع الحليب مع الحيوان في شغل الوظائف الجانبية، ولكن المختبر يرى أن جمع أسهل عندما يتم دعم الأرنب حتى على الردف مع مساعد عقد الأرنب تستقيم مع قناع التخدير.
  6. افتح الأنبوب العقيم للتحضير لجمع الحليب وتحديد موقع الأنسجة الثديية والحلب المرتبطة بها. عادة ما تكون الحلمات محاطة بالفرو الرطب من التمريض الحديث ، والأنسجة الثديية واضحة بسهولة عندما تكون مليئة بالحليب.
  7. فهم الأنسجة الثديية المرتبطة حلمة بين الإبهام والسبابة وتطبيق لطيف، وضغط تدليك على الأنسجة الغدية في اتجاه الحلمة. ضع أنبوب التجميع فوق الحلمة لجمع الحليب المعبر عنه.
    ملاحظة: قد يستغرق الأمر عدة دقائق حتى يكون الأوكسيتوسين فعالا، ويبدو أن إنتاج الحليب يختلف بين الغدد الثديية. إذا لم يكن تعبير الحليب ناجحا، فانتظر عدة دقائق أو استدار إلى الغدد الثديية الإضافية. يمكن جمع الحليب من جميع الحلمات في نفس القارورة. عادة، يمكن جمع عدة ملليلترات من الحليب بسهولة من دو المرضعات.
  8. بعد جمع الحليب، قم بإيقاف تشغيل الأيزوفلوران والأوكسجين، والسماح للأرنب بالتعافي أثناء مراقبته عن كثب حتى يتمكن الحيوان من الحفاظ على شغل المؤخرة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

يتم تصوير نظرة عامة على تصميم دراسة التمنيع الأمومي النموذجي داخل الرحم في الشكل 1، ويتضمن التحصينات والتربية والإشعال والرضاعة ونقل الأجسام المضادة. وينبغي جمع الدم قبل التمنيع الأولي لقياسات خط الأساس وطوال الفترة المتبقية من الدراسة على فترات منتظمة، وإن لم يكن ذلك مب...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

على الرغم من عدم وصفها في البروتوكول المذكور أعلاه ، فإن التكاثر الناجح للأرانب ضروري لهذا النموذج الأمومي وللسماح بجمع الحليب. يتم تربية الأرانب بسهولة عن طريق الغطاء الحي في إعداد البحوث. فمن المستحسن أن لا يتم نقلها إلى قفص باك للتربية، كما لا يمكن أن تكون إقليمية وعدوانية إذا أبقى في ق...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

Acknowledgements

ويود المؤلفون أن يعترفوا بقسم الموارد الحيوانية المختبرية في جامعة ديوك وفريق تربية الحيوانات لمساعدتهم ورعايتهم الكبيرة المقدمة للحيوانات. بالإضافة إلى ذلك ، يود المؤلفون التعرف على فريق PhotoPath داخل قسم علم الأمراض لمساعدتهم في الأجزاء الصوتية والفيديوية من المخطوطة. وقد دعم هذا العمل من أموال البحوث التقديرية من مختبر ستاتس.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Intranasal Immunization
Anesthesia Machine/VaporizerVet Equip901807
Hypodermic Needle (25 g)Terumo07-806-7584
Isoflurane (250 mL Bottle)Patterson Veterinary07-893-13892-4%
Luer Lock Syringe (1 mL)Air-Tite07-892-7410
Mucosal VaccineN/AN/AExperimental Vaccine
Nose ConeMcCulloch Medical07891-1097
Pipette TipsVWR53503-290
PipettorVWR89079-962
PromAce (Acepromazine maleate)Boehringer Ingelheim07-893-57341mg/kg IM
Puralube Sterile Ophthalmic OintmentDechra07-888-2572
Milk Collection
Alcohol Prep 2-plyCovidien07-839-8871
Anesthesia Machine/VaporizerVet Equip901807
Hypodermic Needles (25 g)Terumo07-806-7584
Isoflurane (250 mL Bottle)Patterson Veterinary07-893-13892-4%
Luer Lock Syringe (1 mL)Air-Tite07-892-7410
Non-Woven Sponge (4x4)Covidien07-891-5815
Nose ConeMcCulloch Medical07891-1097
PromAce (Acepromazine Maleate)Boehringer Ingelheim07-893-57341mg/kg IM
Puralube Sterile Ophthalmic OintmentDechra07-888-2572
Sterile Conical Vial (15 mL)Falcon14-959-49B

References

  1. Munoz, F. M. Current Challenges and Achievements in Maternal Immunization Research. Frontiers in Immunology. 9, 436(2018).
  2. Kachikis, A., Englund, J. A. Maternal immunization: Optimizing protection for the mother and infant. The Journal of Infection. 72, Suppl 83-90 (2016).
  3. Omer, S. B. Maternal Immunization. The New England Journal of Medicine. 376 (13), 1256-1267 (2017).
  4. Pollara, J., et al. Association of HIV-1 Envelope-Specific Breast Milk IgA Responses with Reduced Risk of Postnatal Mother-to-Child Transmission of HIV-1. Journal of Virology. , 01560(2015).
  5. Fouda, G. G. A., et al. Mucosal Immunization of Lactating Female Rhesus Monkeys with a Transmitted/Founder HIV-1 Envelope Induces Strong Env-Specific IgA Antibody Responses in Breast Milk. Journal of Virology. 87 (12), 6986-6999 (2013).
  6. Nelson, C. S., et al. Combined HIV-1 Envelope Systemic and Mucosal Immunization of Lactating Rhesus Monkeys Induces Robust IgA-Isotype B Cell Response in Breast Milk. Journal of Virology. 90 (10), 4951-4965 (2016).
  7. Furukawa, S., Kuroda, Y., Sugiyama, A. A comparison of the histological structure of the placenta in experimental animals. Journal of Toxicologic Pathology. 27 (1), 11-18 (2014).
  8. Palmeira, P., Quinello, C., Silveira-Lessa, A. L., Zago, C. A., Carneiro-Sampaio, M. IgG placental transfer in healthy and pathological pregnancies. Clinical & Developmental Immunology. 2012, 985646(2012).
  9. Macchiaverni, P., et al. Mother to child transfer of IgG and IgA antibodies against Dermatophagoides pteronyssinus. Scandinavian Journal of Immunology. 74 (6), 619-627 (2011).
  10. Pentsuk, N., vander Laan, J. W. An interspecies comparison of placental antibody transfer: new insights into developmental toxicity testing of monoclonal antibodies. Birth Defects Research Part B Developmental and Reproductive Toxicology. 86 (4), 328-344 (2009).
  11. Butler, J. E., Rainard, P., Lippolis, J., Salmon, H., Kacskovics, I., et al. Mucosal Immunology. Mestecky, J., et al. , Academic Press. Ch. 116 2269-2306 (2015).
  12. Casteleyn, C., Broos, A. M., Simoens, P., Vanden Broeck, W. NALT (nasal cavity-associated lymphoid tissue) in the rabbit. Veterinary Immunology Immunopathology. 133 (2-4), 212-218 (2010).
  13. Peri, B. A., et al. Antibody content of rabbit milk and serum following inhalation or ingestion of respiratory syncytial virus and bovine serum albumin. Clinical and Experimental Immunology. 48 (1), 91-101 (1982).
  14. Fukuizumi, T., Inoue, H., Tsujisawa, T., Uchiyama, C. Tonsillar application of killed Streptococcus mutans induces specific antibodies in rabbit saliva and blood plasma without inducing a cross-reacting antibody to human cardiac muscle. Infection and Immunity. 65 (11), 4558-4563 (1997).
  15. Saeed, M. I., Omar, A. R., Hussein, M. Z., Elkhidir, I. M., Sekawi, Z. Development of enhanced antibody response toward dual delivery of nano-adjuvant adsorbed human Enterovirus-71 vaccine encapsulated carrier. Human Vaccines & Immunotherapeutics. 11 (10), 2414-2424 (2015).
  16. Ma, Y., et al. Vaccine delivery to the oral cavity using coated microneedles induces systemic and mucosal immunity. Pharmaceutical Research. 31 (9), 2393-2403 (2014).
  17. Jarvinen, L. Z., Hogenesch, H., Suckow, M. A., Bowersock, T. L. Induction of protective immunity in rabbits by coadministration of inactivated Pasteurella multocida toxin and potassium thiocyanate extract. Infection and Immunity. 66 (8), 3788-3795 (1998).
  18. Suckow, M. A., Bowersock, T. L., Nielsen, K., Grigdesby, C. F. Enhancement of respiratory immunity to Pasteurella multocida by cholera toxin in rabbits. Laboratory Animals. 30 (2), 120-126 (1996).
  19. Jarvinen, L. Z., HogenEsch, H., Suckow, M. A., Bowersock, T. L. Intranasal vaccination of New Zealand white rabbits against pasteurellosis, using alginate-encapsulated Pasteurella multocida toxin and potassium thiocyanate extract. Comparative Medicine. 50 (3), 263-269 (2000).
  20. Winchell, J. M., Routray, S., Betts, P. W., Van Kruiningen, H. J., Silbart, L. K. Mucosal and systemic antibody responses to a C4/V3 construct following DNA vaccination of rabbits via the Peyer's patch. The Journal of Infectious Diseases. 178 (3), 850-853 (1998).
  21. Wegmann, F., et al. A novel strategy for inducing enhanced mucosal HIV-1 antibody responses in an anti-inflammatory environment. PLoS One. 6 (1), 15861(2011).
  22. Winchell, J. M., Van Kruiningen, H. J., Silbart, L. K. Mucosal immune response to an HIV C4/V3 peptide following nasal or intestinal immunization of rabbits. AIDS Research and Human Retroviruses. 13 (10), 881-889 (1997).
  23. Knudsen, C., et al. Quantitative feed restriction rather than caloric restriction modulates the immune response of growing rabbits. The Journal of Nutrition. 145 (3), 483-489 (2015).
  24. Ciarlet, M., et al. Subunit rotavirus vaccine administered parenterally to rabbits induces active protective immunity. Journal of Virology. 72 (11), 9233-9246 (1998).
  25. Denchev, V., Mitov, I., Marinova, S., Linde, K. Local and systemic immune response in rabbits after intraintestinal immunization with a double-marker attenuated strain of Salmonella typhimurium. Journal of Hygiene, Epidemiology, Microbiology, and Immunology. 32 (4), 457-465 (1988).
  26. Watson, D. L. Immunological functions of the mammary gland and its secretion--comparative review. Australian Journal of Biological Sciences. 33 (4), 403-422 (1980).
  27. Lascelles, A. K., McDowell, G. H. Localized humoral immunity with particular reference to ruminants. Transplantation Reviews. 19, 170-208 (1974).
  28. Jones, D. I., et al. Optimized Mucosal Modified Vaccinia Virus Ankara Prime/Soluble gp120 Boost HIV Vaccination Regimen Induces Antibody Responses Similar to Those of an Intramuscular Regimen. Journal of Virology. 93 (14), (2019).
  29. Rabbit Tracks: Breeding Techniques and Management. Michigan State University. , Available from: https://www.canr.msu.edu/resources/rabit tracks breeding techniques and management (2020).
  30. Patton, N. M. The Biology of the Laboratory Rabbit. Manning, P. J., Ringler, D. H., Newcomer, C. E. , Academic Press. Ch. 2 27-45 (1994).
  31. Nowland, M. H., Brammer, D. W., Garcia, A., Rush, H. G. Laboratory Animal Medicine. Fox, J. G., et al. , Academic Press. Ch. 10 411-461 (2015).
  32. Attia, Y. A., Al-Hanoun, A., El-Din, A. E., Bovera, F., Shewika, Y. E. Effect of bee pollen levels on productive, reproductive and blood traits of NZW rabbits. Journal of Animal Physiology and Animal Nutrition. 95 (3), 294-303 (2011).
  33. Feussner, E. L., Lightkep, G. E., Hennesy, R. A., Hoberman, A. M., Christian, M. S. A decade of rabbit fertility data: study of historical control animals. Teratology. 46 (4), 349-365 (1992).
  34. Manal, A. F., Tony, M. A., Ezzo, O. H. Feed restriction of pregnant nulliparous rabbit does: consequences on reproductive performance and maternal behaviour. Animal Reproduction Science. 120 (1-4), 179-186 (2010).
  35. Marai, I. F., Ayyat, M. S., Abd el-Monem, U. M. Growth performance and reproductive traits at first parity of New Zealand white female rabbits as affected by heat stress and its alleviation under Egyptian conditions. Tropical Animal Health and Production. 33 (6), 451-462 (2001).
  36. Rodríguez, M., et al. A diet supplemented with n-3 polyunsaturated fatty acids influences the metabomscic and endocrine response of rabbit does and their offspring. Journal of Animal Science. 95 (6), 2690-2700 (2017).
  37. Salem, A. A., El-Shahawy, N. A., Shabaan, H. M., Kobeisy, M. Effect of punicalagin and human chorionic gonadotropin on body weight and reproductive traits in maiden rabbit does. Veterinary and Animal Science. 10, 100140(2020).
  38. Sirotkin, A. V., Parkanyi, V., Pivko, J. High temperature impairs rabbit viability, feed consumption, growth and fecundity: examination of endocrine mechanisms. Domestic Animal Endocrinology. 74, 106478(2020).
  39. Sun, L., et al. Effect of light intensity on ovarian gene expression, reproductive performance and body weight of rabbit does. Animal Reproduction Science. 183, 118-125 (2017).
  40. El-Gayar, M., et al. Pregnancy detectuib ub rabbits by ultrasonography as compared to manual palpation. Egyptian Journal of Animal Production. 51 (3), 196-199 (2014).
  41. Nason, K. S., Binder, N. D., Labarta, J. I., Rosenfeld, R. G., Gargosky, S. E. IGF-II and IGF-binding proteins increase dramatically during rabbit pregnancy. The Journal of Endocrinology. 148 (1), 121-130 (1996).
  42. Haneda, R., et al. Changes in blood parameters in pregnant Japanese White rabbits. The Journal Toxicological Sciences. 35 (5), 773-778 (2010).
  43. Mizoguchi, Y., et al. Changes in blood parameters in New Zealand White rabbits during pregnancy. Laboratory Animals. 44 (1), 33-39 (2010).
  44. Salem, A. A., Gomaa, Y. A. Effect of combination vitamin E and single long-acting progesterone dose on enhancing pregnancy outcomes in the first two parities of young rabbit does. Animal Reproduction Science. 150 (1-2), 35-43 (2014).
  45. Maertens, L., Lebas, F., Szendro, Z. Rabbit milk: A review of quantity, quality and non-dietary affecting factors. World Rabbit Science. 14 (4), 205-230 (2006).
  46. Pekow, C. A. The Laboratory Rabbit, Guinea Pig, Hamster, and Other Rodents. Suckow, M. A., Stevens, K. A., Wilson, R. P. , Academic Press. 243-258 (2012).
  47. Jenness, R. Lactational Performance of Various Mammalian-Species. Journal of Dairy Science. 69 (3), 869-885 (1986).
  48. Yoshiyama, Y., Brown, W. R. Specific antibodies to cholera toxin in rabbit milk are protective against Vibrio cholerae-induced intestinal secretion. Immunology. 61 (4), 543-547 (1987).
  49. Gwinn, W. M., et al. Effective induction of protective systemic immunity with nasally administered vaccines adjuvanted with IL-1. Vaccine. 28 (42), 6901-6914 (2010).
  50. Sloat, B. R., Cui, Z. Evaluation of the immune response induced by a nasal anthrax vaccine based on the protective antigen protein in anaesthetized and non-anaesthetized mice. Journal of Pharmcy and Pharmacology. 58 (4), 439-447 (2006).
  51. Janakova, L., et al. Influence of intravenous anesthesia on mucosal and systemic antibody responses to nasal vaccines. Infection and Immunity. 70 (10), 5479-5484 (2002).
  52. Fuentes, J. M., et al. General anesthesia delays the inflammatory response and increases survival for mice with endotoxic shock. Clinical and Vaccine Immunology. 13 (2), 281-288 (2006).
  53. Lee, Y. -M., Song, B. C., Yeum, K. -J. Impact of Volatile Anesthetics on Oxidative Stress and Inflammation. BioMed Research International. 2015, 242709(2015).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

173

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved