تحفيز الجافية واختبار فون فراي حول الحجاج في الفئران كنموذج قبل سريري للصداع

Summary

أبرز أعراض الصداع النصفي هو ألم شديد في الرأس ، ويفترض أن هذا يتم بوساطة الخلايا العصبية الحسية التي تعصب السحايا. هنا ، نقدم طريقة لتطبيق المواد محليا على الجافية بطريقة طفيفة التوغل أثناء استخدام فرط الحساسية للوجه كمخرج.

Abstract

ويعتقد أن السحايا القحفية، التي تتألف من الأم الجافية والعنكبوتية والبيا ماتر، تخدم في المقام الأول الوظائف الهيكلية للجهاز العصبي. على سبيل المثال ، فإنها تحمي الدماغ من الجمجمة وترسو / تنظم إمدادات الأوعية الدموية والعصبية للقشرة. ومع ذلك ، فإن السحايا متورطة أيضا في اضطرابات الجهاز العصبي مثل الصداع النصفي ، حيث يعزى الألم الذي يحدث أثناء الصداع النصفي إلى التهاب معقم موضعي والتنشيط اللاحق للمؤثرين المحليين المسبب للألم. من بين الطبقات في السحايا ، فإن الأم الجافية لها أهمية خاصة في الفيزيولوجيا المرضية للصداع النصفي. وهي شديدة الأوعية الدموية ، وتؤوي الخلايا العصبية المحلية المسببة للألم ، وهي موطن لمجموعة متنوعة من الخلايا المقيمة مثل الخلايا المناعية. قد تؤدي التغيرات الطفيفة في البيئة المجهرية السحائية المحلية إلى تنشيط وتحسس مستقبلات nociceptors الجافية المحيطة بالأوعية الدموية ، مما يؤدي إلى ألم الصداع النصفي. سعت الدراسات إلى معالجة كيفية تنشيط / تحسس المؤثرات الجافية باستخدام إما في الفيزيولوجيا الكهربية في الجسم الحي أو تقنيات التصوير أو النماذج السلوكية ، ولكن هذه تتطلب عادة عمليات جراحية غازية للغاية. يقدم هذا البروتوكول طريقة للتطبيق غير الغازي نسبيا للمركبات على الأم الجافية في الفئران وطريقة مناسبة لقياس الحساسية اللمسية الشبيهة بالصداع باستخدام اختبار فون فراي حول الحجاج بعد التحفيز الجافية . تحافظ هذه الطريقة على سلامة الجافية والجمجمة وتقلل من الآثار المربكة الناجمة عن التقنيات الغازية عن طريق حقن المواد من خلال قنية معدلة مقاس 0.65 مم عند تقاطع الغرز السهمية ولامبدويد غير المنصهرة. سيسمح هذا النموذج قبل السريري للباحثين بالتحقيق في مجموعة واسعة من المحفزات الجافية ودورها في التطور المرضي للصداع النصفي ، مثل تنشيط nociceptor ، وتنشيط الخلايا المناعية ، والتغيرات الوعائية ، وسلوكيات الألم ، كل ذلك مع الحفاظ على ظروف خالية من الإصابات في الجمجمة والسحايا.

Introduction

لا يزال ألم الصداع النصفي مشكلة صحية عامة رئيسية في جميع أنحاء العالم. تصنفه منظمة الصحة العالمية على أنه سادس أكثر الأمراض انتشارا في العالم ، حيث يصيب أقل بقليل من 15٪ من سكان الأرض¹ ويسبب عبئا اجتماعيا واقتصاديا كبيرا على المجتمع ^2,3. كانت خيارات العلاج وفعاليتها دون المستوى الأمثل وتوفر فقط تخفيف الأعراض ولا تعدل بشكل كبير الأحداث الفسيولوجية المرضية التي تكمن وراء حدوث الصداع النصفي ^4,5. من المحتمل أن يكون عدم نجاح العلاج بسبب الصداع النصفي كونه اضطرابا متعدد العوامل لا يفهم علم أمراضه بشكل جيد ، مما يؤدي إلى عدد محدود من الأهداف العلاجية. من الصعب أيضا التقاط الصداع النصفي بشكل كامل في النماذج الحيوانية ، خاصة بالنظر إلى أن تشخيص الصداع النصفي يتم بناء على التواصل اللفظي مع المرضى الذين يصفون تجربتهم مع السمات المميزة للصداع النصفي مثل الهالة والصداع ورهاب الضوء والألودنيا. على الرغم من ذلك ، من المهم ملاحظة أن التطورات الحديثة في علاجات الصداع النصفي تتفوق حاليا على العلاجات للعديد من الحالات العصبية التي تم التحقق منها بشكل جيد من خلال النماذج قبل السريرية. على سبيل المثال ، كانت الأجسام المضادة وحيدة النسيلة والجزيئات الصغيرة التي تستهدف الببتيد المرتبط بجين الكالسيتونين ، أو مستقبلاته ناجحة جدا في تحسين نوعية حياة مرضى الصداع النصفي ويمكن أن تحول الإدارة السريرية للصداع النصفي. في حين كان هناك تقدم في فهم هذا الاضطراب ، لا يزال هناك الكثير الذي لم يتم توضيحه بعد.

استنادا إلى النماذج الحيوانية قبل السريرية والدراسات البشرية ، من المقبول على نطاق واسع أن الصداع النصفي يبدأ عن طريق التنشيط الشاذ للألياف المسببة للألم داخل السحايا التي تشير من خلال العقد الظهرية الظهرية ثلاثية التوائم وعنق الرحم العلوي⁶،⁷،^8،9،10. على الرغم من هذه النظرية ، لا تزال العديد من الدراسات تستخدم الإدارة النظامية للأدوية لفهم الآليات المساهمة الأساسية في الصداع النصفي. في حين أن الجرعات النظامية من الأدوية قد عززت فهمنا بشكل كبير ، فإن هذه النتائج لا تقيم بشكل مباشر ما إذا كانت الإجراءات المحلية داخل الأنسجة المستهدفة ذات الاهتمام تلعب دورا في الصداع النصفي. على العكس من ذلك ، اتخذت العديد من الدراسات نهجا لتحفيز الجافية. ومع ذلك ، تتطلب هذه التجارب زرع القنية عن طريق بضع القحف الغازي وأوقات الشفاء الموسعة^11,12. وبسبب هذه القيود، طورنا نهجا طفيف التوغل لتحفيز الجافية محليا حيث يؤدي عدم وجود بضع القحف إلى القضاء على التعافي بعد الجراحة ويسمح بإجراء اختبار فوري في الحيوانات المستيقظة¹²،^13،14. يتم إجراء هذه الحقن تحت تخدير الأيزوفلوران الخفيف وتدار عند تقاطع الغرز السهمية و lambdoid في الفئران.

تم تطوير العديد من الأساليب لتقييم الاستجابات السلوكية المسببة للألم في القوارض¹⁵. تم الإبلاغ عن الألودينيا الجلدية في حوالي 80٪ من الذين يعانون من الصداع النصفي^16,17 ويمثل نقطة نهاية انتقالية محتملة للاستخدام في القوارض. في النماذج قبل السريرية ، تم استخدام تطبيق خيوط فون فراي على المنطقة الأخمصية من مخلب القوارض لتقييم سلوكيات الألم في نماذج الصداع النصفي قبل السريرية. القيد الأساسي لهذا النهج هو أنه لا يختبر المنطقة الرأسية. تم استخدام تسجيل كآبة الوجه لالتقاط سلوكيات الألم في القوارض من خلال تحليل تعبيرات الوجه بعد تحريض محفزات الألم^18,19. ومع ذلك ، فإن قيوده تشمل فقط التقاط الاستجابات للمحفزات الحادة وليس حالات الألم الفموي الوجهي المزمن. يعتبر استمالة الوجه وانخفاض التربية أيضا مخرجات للاستجابات السلوكية في النماذج قبل السريرية للصداع النصفي^20,21. تشمل قيود الأول صعوبة في التمييز بين استجابات الألم والاستمالة الروتينية الطبيعية والأحاسيس الأخرى مثل الحكة. في حالة هذا الأخير ، عادة ما تنخفض سلوكيات التربية بسرعة بعد إدخال القوارض إلى بيئات جديدة. على الرغم من أن كل نقطة من نقاط النهاية السلوكية هذه ذات قيمة في فهم الآليات المختلفة التي تسهم في حالات الألم ، إلا أن هناك حاجة ماسة إلى نماذج ما قبل السريرية لاضطرابات الألم مثل الصداع النصفي لتشمل نقاط النهاية التي تلتقط على وجه التحديد استجابات فرط الحساسية الرأسية. يعد تقييم فرط الحساسية اللمسية للجلد حول الحجاج بعد التحفيز الجافية طريقة قد توفر رؤية أفضل للآليات التي تساهم في الصداع النصفي حيث تكون الأعراض الحسية في الغالب رأسية بطبيعتها. هنا ، نصف طريقة لإدارة المواد على الفأر الجافية كنموذج ما قبل السريري للصداع النصفي. بعد تطبيق الجافية ، نقدم أيضا طريقة مفصلة لاختبار فرط الحساسية اللمسية حول الحجاج باستخدام خيوط فون فراي المعايرة المطبقة في طريقة ديكسون من أعلى إلى أسفل.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

تم إجراء جميع الإجراءات بموافقة مسبقة من اللجنة المؤسسية لرعاية الحيوانات واستخدامها في جامعة تكساس في دالاس. تم استخدام ICR (CD-1) (30-35 جم) و C57 / BL6 (25-30 جم) من الفئران التي تتراوح أعمارهم بين 6-8 أسابيع في هذه الدراسة.

1. الجافية infuser

1. قم بإنشاء منقوعات/حاقنات الماوس عن طريق تعديل قنية داخلية متاحة تجاريا ومنقوع للحقن من جانب واحد مع غطاء بلاستيكي سيليكا غير معدني منصهر قابل للتعديل ويدخل في/يمتد أسفل قنية إرشادية بوزن 28 جم بقطر داخلي (ID) يبلغ 0.18 مم وقطر خارجي (O.D) يبلغ 0.35 مم (الشكل 1A).
2. استخدم الفرجار أو جهاز قياس آخر لضبط غطاء السيليكا البلاستيكي المنصهر على جهاز الحفر بطول 0.6 مم ؛ تقاس من طرف المنقوع إلى حافة غطاء السيليكا البلاستيكي.
   1. احذر من ثني أو مملة المنقوع عند ضبط الغطاء البلاستيكي.
   2. بالنسبة لسلالات الفئران الأخرى التي لم يتم استخدامها من قبل للحقن الجافية ، حدد طول المنقوع الأمثل عن طريق ضبط الطول على 0.6 مم وإجراء الحقن التجريبي بالحبر أو الصبغة ، وضبط طول المنقوع حتى يلاحظ أن الصبغة موجودة فقط في الأم الجافية وليس على الدماغ أو الجمجمة.
3. قم بتوصيل الطرف الطويل (أو الطرف الذي لم يتم قياسه ليكون 0.6 مم) للمنقوع المعدل بالأنابيب البلاستيكية (أنابيب المضخة ، 2-stop ، I.D. 0.19 مم ، الطول 406 مم).
   1. قطع الأنابيب إلى الحد الأدنى من طول 8 في لضمان وجود خط كاف لعقد حجم 5 ميكرولتر.
   2. تأكد من أن الأنابيب تغطي الجزء المعدني والجزء العلوي من السدادة البلاستيكية الموجودة على المنقوع . هذا سوف يساعد على منع فقاعات الهواء من التراكم في الخط.
4. قم بتوصيل الطرف الآخر من الأنبوب بحقنة زجاجية صغيرة سعة 10 ميكرولتر (محكمة الإغلاق بالغاز ؛ إبرة أسمنتية ؛ 21 جم مع إسقاط 10 مم) ، مرة أخرى ، مع التأكد من وجود ختم محكم على الجزء المعدني من المحقنة (الشكل 1A).
5. بمجرد توصيل الخط ، قم بردم المحقنة ب 5 ميكرولتر من المياه المالحة العازلة بالفوسفات (PBS) ، أو السائل الخلالي الاصطناعي (SIF) ، أو المركبات الأخرى المفضلة لمنع تشكل فقاعات الهواء.
   1. إذا لوحظت فقاعات الهواء في الخط ، فقم بإغراق الخط بالسيارة حتى تتبدد الفقاعات.
      ملاحظة: قد يساعد ملء المحقنة بالسيارة قبل توصيلها بالخط ثم دفع السائل عبر الخط بمجرد توصيله.
6. بعد ردم الخط ب 5 ميكرولتر من السيارة وعمله بكفاءة ، قم بتحميل 5 ميكرولتر من الدواء / المحلول في حقنة هاميلتون (يمكن استخدام الحبر أو الصبغة كبديل للدواء / الحل إذا تعلمت أو مارست هذه التقنية).
   1. تأكد من الحفاظ على جميع حلول المركبات التي تدار على الجافية عند درجة الحموضة 7.4 وقياسها إلى أسمولية 310. هذا يقلل من التنشيط المحتمل للقنوات الأيونية المستشعرة للحمض والقنوات الحساسة للتناضح الأخرى داخل الجافية.
7. الحد الأقصى للحجم الذي تم اختباره في الفئران التي لم تتسبب في تسرب إلى الدماغ هو حوالي 10 ميكرولتر. لم يتم اختبار الآثار السلوكية بعد الحقن بهذا الحجم. لهذا السبب ، قم بإدارة 5 ميكرولتر فقط من المحلول على الجافية.
   ملاحظة: تستند هذه الملاحظات إلى سلالات/أعمار/أوزان الفئران التي يبلغ عمرها 6-8 أسابيع من الفئران CD1/ICR.

2. حقن الجافية

1. بمجرد تحضير المحقنة وتحميل الدواء ، ضع فأرا مسطحا على بطنه وقم بتخديره تحت إيسوفلوران قصير بنسبة 3٪ بمعدل تدفق أكسجين يتراوح بين 0.5-1 لتر / دقيقة عبر مخروط الأنف.
   1. بعد أن توقف الماوس عن عرض رد فعل قرصة ، اضبط التخدير وحافظ عليه عند 1.5٪ isoflurane.
2. بمجرد تخديره ، ضع مرهم العيون المعقم على العينين وحلق رأس الحيوان ، ثم قم بتطهير الجلد بالبوفيدون اليود والإيثانول. بعد ذلك ، احصل على وضع يفضي إلى حقن ناجح.
3. استخدم إحدى اليدين لتثبيت رأس الحيوان وأمسك المبخر باليد الأخرى.
4. التحقيق بعناية وتحديد موقع تقاطع الغرز السهمية و lambdoidal على جمجمة الفأر (الشكل 1B ، C).
   1. لتحديد موقع هذا التقاطع السري عبر الجلد ، استخدم السمات الطبوغرافية للجمجمة وقم بفحص الموقع العام للتقاطع بلطف مع المنقوع.
   2. تحقق من موضع التقاطع عن طريق إعادة وضع المنقوع على طول الجمجمة والشعور بالموقع الدقيق.
5. بمجرد تحديد موقع الخيط ووجود المنقوع في مكانه ، قم بتحريك المنقوع ببطء شديد وبلطف ذهابا وإيابا حتى يخترق الجلد ويسقط في التقاطع على طول الطريق حتى السدادة البلاستيكية.
   ملاحظة: تأكد من إدخال طرف المنقوع بالكامل بحجم 0.6 مم في الوصلة.
6. للتحقق من الدقة ، استخدم الحبر أو الصبغة كمحلول حقن والقتل الرحيم وقطع رأس الماوس.
   1. قم بإزالة غطاء الجمجمة لتصور الصبغة داخل الأم الجافية (الشكل 1C).
      ملاحظة: لا ينبغي ملاحظة الصبغة على الدماغ أو خارج الجمجمة. وبالمثل ، يجب فحص الفئران في أي تجربة بعد الوفاة للتحقق من دقة الحقن وكذلك لضمان سلامة الأم الجافية غير التالفة.
7. بعد الحقن ، قم بإزالة الماوس من التخدير ، وانتظر حتى يستعيد وعيه ثم يعود إلى قفصه أو ضعه في غرفة اختبار لبدء الفحوصات المطلوبة.
   ملاحظة: اسمح للفأر بالتعافي من التخدير لمدة لا تقل عن 30 دقيقة قبل إجراء أي تجارب سلوكية.

3. فون فراي حول الحجاج

1. ابدأ الدراسة مع مجموعة من حوالي 16-20 فأرا.
2. في اليوم السابق للتعود ، تعامل مع كل ماوس لمدة 5 دقائق على الأقل.
3. بعد حوالي 24 ساعة من المناولة ، اعتاد الفئران على ظروف غرفة الاختبار وجهاز اختبار فون فراي (الشكل 2A).
   ملاحظة: يتكون جهاز اختبار الأكريليك من مقصورات فردية ذات أغطية تبلغ حوالي 3 بوصات × 3.5 بوصة × 5 بوصات (العرض × الارتفاع × العمق) وتدعمها حوامل من الألومنيوم متصلة عبر سلك شبكي فولاذي مجلفن مربع بسعة 0.25 بوصة بسعة 19 جم.
   1. ضع الفئران داخل كوب ورقي أبيض 4 أونصات يوضع أفقيا وعديم الرائحة ولا يحتوي على شمع البوليثين أو البارافين.
      ملاحظة: يفضل تناول هذه الأنواع من الكؤوس لأنها تقلل من اضطراب الجهاز الهضمي لدى الفئران إذا تم تناولها (الشكل 2B).
4. أثناء وجود الحيوانات في غرفها الخاصة ، ضع كريات من النظام الغذائي العادي للتشاو في الغرفة الفردية لكل فأر لتهدئة الحيوانات وتجنب أي إجهاد غير ضروري للحيوانات. قم بذلك لمدة 3 أيام قبل أي اختبار سلوك فون فراي.
   1. تأكد من أنه في كل مرة تكون فيها الفئران في الغرفة ، يمكن الوصول إلى الطعام.
   2. قم بترقيم وتعيين كل إلى نفس المساحة في رف الاختبار. ضع الفأر في نفس الكوب كل يوم من فترة الاختبار لضمان تأقلم كل مع بيئة الاختبار الخاصة به.
      ملاحظة: سوف تقضم الفئران على الكؤوس وتدمر الكؤوس لاحقا. إذا حدث هذا ، فاستبدل الكوب وقم بتسميته برقم الماوس المقابل.
5. بعد 3 أيام من التعود ، ضع الفئران في غرفها الفردية.
   1. اسمح للحيوانات بالتأقلم مع غرفة الاختبار والغرف لمدة 1 ساعة على الأقل قبل أي اختبار فون فراي للسماح للفئران بالهدوء وبالتالي يسهل اختبارها.
6. بعد التأقلم مع الغرفة في يوم الاختبار ، قم بإزالة ماوس واحد بينما لا يزال في كأسه من غرفته المعنية.
   1. حافظ على الكأس في الوضع الأفقي بحيث يكون الماوس على كل من الكفوف الأمامية والخلفية للمساعدة في الحفاظ على وزنه موزعا بالتساوي.
      ملاحظة: قد يؤدي التوزيع غير المتكافئ للوزن إلى تغيير استجابات الحيوانات وحتى منع الحيوانات من الاستجابة.
7. ضع الكوب مع الماوس في الداخل على الطاولة أسفل رف الاختبار على لوحة الماصة.
8. لاختبار فون فراي حول الحجاج، ضع خيوط فون فراي 0.07 غرام مباشرة في وسط الوجه وبين العينين.
9. ضع ضغطا كافيا على الخيوط لجعل شعر فون فراي ينحني إلى تشكيل على شكل حرف "C".
   1. حافظ على الاتصال مع المنطقة على الأقل 3 ثوان ولكن ليس أكثر من 5 ثوان أو حتى يسحب الفأر رأسه ويمرر على الخيط بمخلبه.
      ملاحظة: إذا كانت الخيوط تنزلق أو أكثر من طرف الخيط تلامس الحيوان أثناء الاختبار ، فلا ينبغي حساب أي استجابات. قد تكون هذه الاستجابات استجابة للفرشاة التي يتم تنشيطها بواسطة مستقبلات ميكانيكية مختلفة وبالتالي قد لا تعكس نتائج دقيقة.
   2. تطبيق خيوط فون فراي وفقا لطريقة ديكسون "من أعلى إلى أسفل"^22,23.
      1. في البداية ، ضع خيوط فون فراي التي يبلغ وزنها 0.07 جم. أقل خيوط ممكنة وأعلى خيوط تم اختبارها في هذه الدراسة هي خيوط بأوزان 0.008 جم و 0.6 جم على التوالي.
      2. استخدم خيوط الوزن 0.008 جم و 0.02 جم و 0.04 جم و 0.07 جم و 0.16 جم و 0.4 جم و 0.6 جم لإجراء هذا الفحص.
      3. في هذه الطريقة ، إذا لم يظهر الحيوان استجابة للخيوط ، فقم بتطبيق خيوط وزن الجرام الأعلى التالي.
      4. إذا كان الماوس يستجيب لخيط، ففكر في أن الماوس يستجيب لهذا الخيوط. إذا كان هذا هو الحال ، فقم بتطبيق خيوط وزن الجرام المنخفض التالي.
      5. كرر هذا النمط حتى يتم اختبار الحيوان 4 مرات بعد الاستجابة الأولية أو يتم تحديد الحيوان على أنه لا يستجيب لأي خيوط تم اختبارها في الفحص.
         ملاحظة: الامتناع عن تطبيق أي ضغط إضافي نابع من الذراع أو المعصم. يمكن استخدام مقياس لممارسة تطبيق الخيوط.

4. اختبار عتبات الانسحاب الأساسية

1. قبل الإدراج في التجربة، تأكد من وصول الفئران إلى عتبة الانسحاب الأساسية بين 0.5-0.6 جم.
   1. يصل الماوس إلى خط الأساس إذا فشل في الاستجابة لأي خيوط تم اختبارها في السلسلة المذكورة في الخطوة 3.9.2.2 (0.07 جم و 0.16 جم و 0.4 جم و 0.6 جم).
2. اختبار الفئران يوميا عند وضع عتبات الانسحاب الأساسية.
   1. يسمح الاختبار للحيوانات بالتأقلم مع ظروف الاختبار وضغط خيوط فون فراي.
   2. إذا كانت الفئران لا تزال شديدة الحساسية بعد اليوم الثالث من الاختبار ، فحاول الانتظار لمدة 1 أو 2 أيام قبل الاختبار مرة أخرى.
      ملاحظة: قد يؤدي الوقت الزائد بين أيام الاختبار إلى فشل الحيوان في التكيف مع وزن الخيوط في منطقته المحيطة بالحجاج ، وبالتالي عدم الوصول إلى عتبة الانسحاب المستهدفة.
3. اختبر الفئران لمدة 7 أيام تقريبا قبل تحديد الحيوانات التي لا تفي بمعايير التضمين للتجربة.
   ملاحظة: سيصل ما يقرب من 70٪ من الفئران إلى مستوى خط الأساس المستهدف.
   1. قبل التحفيز الجافية ، قم بتحليل بيانات خط الأساس لاستبعاد أي ماوس لم يصل إلى قيمة خط الأساس من 0.5-0.6 جرام أو أعلى.
   2. بعد الاستبعاد، قم بتخصيص كل ماوس متبقي عشوائيا لمجموعة اختبار. حقق ذلك عن طريق السحب من كوب أو كتابة نص نصي على جدول بيانات لتوزيع الأرقام عشوائيا على مجموعة.

5. تحليل نتائج فون فراي

1. بمجرد الحصول على سلسلة الردود ، حدد دلتا ، قيمة k ، عتبة 50٪ ، وعتبة السحب بالجرام وفقا للطرق المنشورة سابقا²⁴.
2. احسب عتبة السحب باستخدام هذه الصيغة WT = 10 (x * F + B) ، حيث WT = عتبة السحب ، F = عتبة سحب مخلب محسوبة عبر طريقة Chaplan ، و B = الانحدار الخطي للسجل (قوة الانحناء) = ^{x *} رقم الشعيرة + B.
3. ارسم البيانات إما كحد سحب 50٪ أو متوسط عتبة السحب بالجرام.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

تستخدم طريقة الحقن هذه لإدارة المحفزات على الجافية للفئران بحيث يمكن إجراء اختبارات سلوكية لاحقة. الناتج السلوكي الأكثر شيوعا الذي تم قياسه باستخدام هذا النموذج هو فرط حساسية الوجه الجلدي الذي تم تقييمه عبر فون فراي¹²،^13،14. نوضح هنا كيف ي?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

تعتبر التغيرات غير التكيفية في نظام مسبب للألم المحلي في الجافية مساهما رئيسيا في مرحلة الصداع من نوبات الصداع النصفي على الرغم من عدم وجود إصابة في الأنسجة^25,26. هنا تقدم الدراسة طريقة يمكن من خلالها للتحفيز الأقل بضعا للجافا أن يحفز فرط الحساسية اللمسية لل?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
4 oz Hot Paper Cups	Choice Paper Company	5004W	https://www.webstaurantstore.com/choice-4-oz-white-poly-paper-hot-cup-case/5004W.html
Absorbent Underpads	Fisherbrand	14-206-65	https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-absorbent-underpads-8/p-306048
C313I/SPC Internal 28 G cannula	P1 Technologies (formerly Plastics One)	8IC313ISPCXC	I.D. 18 mm, O.D. 35 mm
Gastight Model 1701 SN Syringes	Hamilton	80008	https://www.hamiltoncompany.com/laboratory-products/syringes/80008
Ismatec Pump Tubing, 0.19 mm	Cole-Palmer	EW-96460-10	https://www.coleparmer.com/i/ismatec-pump-tubing-2-stop-tygon-s3-e-lab-0-19-mm-id-12-pk/9646010
Stand with chicken wire	Custom		The galvanized steel chicken wire dimensions are 0.25 in. x 19-gauge
Testing Rack with individual  Chambers	Custom		Each chamber should have a division between each mouse and lids to contain the mouse. The chambers should also be large enough to hold a 4 oz. paper cup.
von Frey Filaments	Touch test/Stoelting	58011	https://www.stoeltingco.com/touch-test.html