التصوير متعدد الفوتونات داخل الجسم لمراقبة تجنيد كريات الدم البيضاء أثناء تكوين الشرايين في نموذج الأطراف الخلفية للفأر

Summary

يشكل تجنيد الكريات البيض والصفائح الدموية مكونا أساسيا ضروريا للنمو الفعال للشرايين الجانبية أثناء تكوين الشرايين. الفحص المجهري متعدد الفوتونات هو أداة فعالة لتتبع ديناميكيات الخلايا ذات الدقة المكانية والزمانية العالية في الجسم الحي وأقل سمية ضوئية لدراسة تجنيد كريات الدم البيضاء وتسربها أثناء تكوين الشرايين.

Abstract

يعتمد تكوين الشرايين بشدة على تجنيد الكريات البيض والصفائح الدموية إلى الفضاء حول الأوعية الدموية للأوعية الجانبية المتنامية. النهج القياسي لتحليل الشرايين الجانبية والكريات البيض في تكوين الشرايين هو المنهجية النسيجية خارج الجسم الحي (المناعي). ومع ذلك ، لا تسمح هذه التقنية بقياس العمليات الديناميكية مثل تدفق الدم ، وإجهاد القص ، والتفاعلات بين الخلايا والخلايا ، وسرعة الجسيمات. تقدم هذه الورقة بروتوكولا لمراقبة العمليات في الجسم الحي في الشرايين الجانبية المتنامية أثناء تكوين الشرايين باستخدام التصوير داخل الجسم. الطريقة الموصوفة هنا هي أداة موثوقة لقياس الديناميات وتقدم تحليلا عالي التباين مع الحد الأدنى من السمية الخلوية الضوئية ، التي يوفرها الفحص المجهري للإثارة متعدد الفوتونات. قبل تحليل الشرايين الجانبية المتنامية ، تم تحفيز تكوين الشرايين في العضلة المقربة للفئران عن طريق ربط الشريان الفخذي من جانب واحد.

بعد الربط ، بدأت الشرايين الجانبية الموجودة مسبقا في النمو بسبب زيادة إجهاد القص. بعد أربع وعشرين ساعة من الجراحة ، تمت إزالة الجلد والدهون تحت الجلد فوق الشرايين الجانبية ، وبناء جيب لمزيد من التحليلات. لتصور تدفق الدم والخلايا المناعية أثناء التصوير في الجسم الحي ، تم حقن الأجسام المضادة CD41-fluorescein isothiocyanate (FITC) (الصفائح الدموية) و CD45-phycoerythrin (PE) (الكريات البيض) عن طريق الوريد (IV) عن طريق قسطرة موضوعة في الوريد الخلفي للفأر. تقدم هذه المقالة التصوير متعدد الفوتونات داخل الجسم كبديل أو مكمل في الجسم الحي للتحليلات النسيجية الثابتة خارج الجسم الحي (المناعية) شائعة الاستخدام لدراسة العمليات ذات الصلة بتكوين الشرايين. باختصار ، تصف هذه الورقة طريقة جديدة وديناميكية في الجسم الحي للتحقيق في الاتجار بالخلايا المناعية ، وتدفق الدم ، وإجهاد القص في نموذج الأطراف الخلفية لتكوين الشرايين ، مما يعزز إمكانيات التقييم بشكل ملحوظ.

Introduction

على الرغم من الاهتمام البحثي المكثف خلال السنوات الأخيرة ، لا تزال أمراض القلب والأوعية الدموية ، مثل أمراض القلب الإقفارية والسكتة الدماغية ، السبب العالمي الرئيسي للوفاة¹. العلاجات الحالية لهذه الأمراض هي علاجات شديدة التوغل مثل رأب الأوعية عبر الجلد ، رأب الأوعية التاجية عبر الجلد ، أو جراحة^{المجازة 2}. لذلك ، هناك حاجة ماسة إلى تطوير خيارات علاجية بديلة غير جراحية. يمكن للجسم إنشاء مجازات طبيعية حول وعاء ضيق أو مسدود لإعادة توجيه تدفق الدم المتقطع إلى الجزء البعيد من التضيق. وتسمى هذه العملية تكوين الشرايين². أظهرت العديد من الدراسات الحديثة أن زيادة قص السوائل تؤثر على تجنيد كريات الدم البيضاء ، والتي تلعب دورا مهما أثناء تكوين الشرايين³. الخيارات الرئيسية الحالية لتحليل تجنيد الكريات البيض أثناء تكوين الشرايين هي التحليلات النسيجية خارج الجسم الحي (المناعي) أو منهجية فرز الخلايا المنشطة بالفلورة (FACS)⁴. لتمكين تقييم ديناميكيات الكريات البيض أثناء تكوين الشرايين ، تقدم هذه الورقة بروتوكول تصوير داخل الجسم مع الفحص المجهري متعدد الفوتونات.

الكريات البيض هي خلايا الدم الرئيسية التي يتم تجنيدها أثناء عملية تكوين الشرايين³. يستخدم هذا البروتوكول التصوير متعدد الفوتونات لإظهار زحف كريات الدم البيضاء الملتصقة الموسومة بأجسام مضادة لحقن CD45-PE في الشرايين الجانبية ، بعد 24 ساعة من تحريض تكوين الشرايين عن طريق ربط الشريان الفخذي (FAL) باستخدام نموذج نقص تروية الأطراف الخلفية للفأر ^5,6. بدلا من ذلك ، يمكن تسمية الخلايا المناعية خارج الجسم الحي وحقنها بعناية في الفئران ، كما هو موضح في الدراسات حول تكوين الأوعية باستخدام الفحص المجهري داخل الجسم⁷. يمكن تصور تدفق الدم داخل الأوعية والشرايين بواسطة CD41-FITC (لتسمية الصفائح الدموية) ، أو ديكستران-FITC (البلازما) ، أو عن طريق الجيل التوافقي الثاني (SHG) ، الذي يصور الكولاجين من النوع 1 الموجود في الغشاء القاعدي لجزء من شجرة الأوعية الدموية. SHG هو تأثير فريد لوضع العلامات المجانية لإثارة الفوتونات المتعددة. يسمح التصوير متعدد الفوتونات بتتبع الخلايا على المدى الطويل دون الإضرار بالأنسجة وتنشيط الخلايا عن طريق إثارة طاقة الليزر. الفحص المجهري متعدد الفوتونات هو طريقة التصوير المفضلة لتصور الخلايا والهياكل ذات العلامات الفلورية في الحيوانات الحية نظرا لقدرتها على إثارة الفلوروفورات بشكل أعمق في الأنسجة / الأعضاء بأقل قدر من السمية الضوئية⁸.

إن استخدام ليزر الأشعة تحت الحمراء المضبوط مع نبضات يتم توصيلها خلال فترات الفيمتو ثانية يثير الفلوروكروم فقط في المستوى البؤري ، دون أي إثارة أعلى وأسفل المستوى^{البؤري 8}. وبالتالي ، يسمح الفحص المجهري متعدد الفوتونات بدقة مكانية وزمانية عالية ، وتلف أقل للصور ، وزيادة تصوير اختراق الأنسجة لدراسة الأحداث البيولوجية الديناميكية داخل الأعضاء. إنها أداة مجهرية مثالية لتصوير الحيوانات الحية. ومع ذلك ، فإن الفوتون المتعدد وأي فن آخر للفحص المجهري داخل الجسم محدود بحركة الأنسجة بسبب ضربات القلب والتنفس والحركات التمعجية ونغمة العضلات والوظائف الفسيولوجية الأخرى ، مما يزعج اكتساب التصوير وتحليله. وبما أن هذه الحركات تضعف الاستبانة الزمانية والمكانية بل وتحظر أحيانا التحليل اللاحق، يجب معالجتها بشكل مناسب لتمكين تحليل البيانات وتفسيرها بدقة. تم تطوير العديد من الاستراتيجيات لخفض أو منع القطع الأثرية من حركة الأنسجة. يطبق هذا البروتوكول برنامج تصحيح الانجراف في الموقع يسمى VivoFollow⁹ لتصحيح انحراف الأنسجة أثناء التقاط الصورة. يوفر هذا النهج تثبيت الصورة المطلوب ، مما يتيح التصوير طويل المدى وتحليل تتبع الخلايا.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

تمت الموافقة على هذه الدراسة من قبل اللجنة البافارية لرعاية واستخدام الحيوان (تمت الموافقة عليها بموجب القانون الأخلاقي: ROB-55.2Vet-2532.Vet_02-17-99) ؛ أجريت هذه التجارب بما يتفق بدقة مع إرشادات التشريعات الحيوانية الألمانية.

1. الحيوانات وربط الشريان الفخذي (FAL)

ملاحظة: للحث على الالتهاب المعقم وتكوين الشرايين ، تم استخدام ذكور الفئران C57BL / 6J البالغة من العمر 8-10 أسابيع. لم يمت أي من الفئران أو عانى من عدوى الجرح أو اضطراب التئام الجروح أثناء أو بعد جراحة FAL أو الجراحة الوهمية ، على التوالي.

1. تخدير
   ملاحظة: قبل حقن التخدير MMF-mix ، يوصى بالتخدير أولا باستخدام 5٪ إيزوفلوران حتى ينام الفأر.
   1. وزن الفأر وإعداد مزيج MMF بجرعة من ميدازولام 5.0 ملغم / كغم ، ميديتوميدين 0.5 ملغم / كغم ، وفنتانيل 0.05 ملغم / كغم.
   2. املأ حقنة سعة 1 مل بمزيج MMF وحقن حجم نهائي قدره 100 ميكرولتر s.c. باستخدام إبرة 30 جم (بعد التخدير ب 5٪ إيزوفلوران).
   3. ضع الماوس على وسادة دافئة وانتظر حتى يتم تخدير الماوس تماما. اضبط المؤقت على 35 دقيقة. بعد هذا الوقت ، حقن s.c. نصف الجرعة (50 ميكرولتر) من مزيج MMF.
   4. تحقق من عمق التخدير عن طريق اختبار الدواسة وردود الفعل بين الأصابع (عن طريق قرصة إصبع القدم الثابتة) للماوس.
      ملاحظة: يشير غياب الاستجابة إلى عمق كاف من التسكين.
2. ربط الشريان الفخذي (FAL)
   ملاحظة: استخدم الأدوات الجراحية والخيوط الجراحية المعقمة. تطهير الجلد بمطهر قبل الفتح وبعد الإغلاق.
   1. ضع الفأر المخدر على صفيحة تسخين (35-37 درجة مئوية) للحفاظ على درجة حرارة الجسم الفسيولوجية. ضع كريم العين (ديكسبانثينول) على كل عين لمنع جفاف العينين تحت التخدير.
   2. انقل الفأر المخدر إلى غرفة التصوير بالليزر دوبلر (LDI) قبل وبعد FAL للتحقق من تدفق الدم والتروية (الشكل 1A-C).
   3. إزالة الشعر وتطهير الجلد وإجراء قطع للوصول إلى الشريان الفخذي. تحت المجهر الجراحي ، قم بربط الشريان الفخذي الأيمن للطرف الخلفي للفأر باستخدام خياطة حريرية مضفرة (7-0) وإجراء عملية وهمية على الشريان الفخذي الأيسر لتكون بمثابة تحكم داخلي كما هو موضح سابقا⁶ (الشكل 1D-K).
      ملاحظة: تم إجراء شق في الجلد بمقص صغير لتجنب الإصابة المباشرة للأوعية الدموية القريبة من الجلد.
   4. أغلق الجلد باستخدام خياطة حريرية مضفرة (6-0). يجب تطبيق البوبرينورفين (0.1 ملغ/كغ) كل 12 ساعة، بدءا من 10 دقائق قبل استعداء التخدير لتخفيف الألم. راقب الحيوان بحثا عن إشارات الألم ، أي انخفاض نشاط الاستمالة ، أو الإحجام عن الحركة ، أو وضعية الانحناء لمدة 24 ساعة بعد الجراحة.
   5. حقن (s.c.) مزيج من النالوكسون (1.2 ملغ / كغ) ، فلومازينيل (0.5 ملغ / كغ) ، وأتيباميزول (2.5 ملغ / كغ) لاستعداء التخدير بعد الانتهاء من FAL وإغلاق الجلد.
   6. بعد الجراحة ، احتفظ بالماوس على الوسادة الدافئة وراقب الحيوان باستمرار حتى يتمكن من الحفاظ على وضع مستقيم والبدء في المشي بشكل طبيعي حول القفص.
   7. عندما يكون الماوس مستيقظا تماما ، ضعه مرة أخرى في القفص مع الفئران الأخرى وأعد القفص إلى غرفة سكن الحيوانات.

2. تحضير الأنسجة للتصوير داخل الجسم متعدد الفوتونات

1. حقن الوريد الذيل
   ملاحظة: يجب أن يكون الحيوان تحت التخدير قبل البدء في التحضير للتصوير داخل الجسم. قبل إدخال إبرة قسطرة الوريد ، يوصى بتطبيق مطهر للجلد على الذيل. هذا سوف يساعد أيضا على تصور الأوعية.
   1. قم بإعداد قسطرة حقن الوريد الخلفي باستخدام إبرة 2 × 30 جم ، و 10 سم من أنابيب البوليثين ذات التجويف الدقيق (القطر الداخلي 0.28 مم والقطر الخارجي 0.61 مم) ، ومحقنة 1 مل ، وغراء هيستواكريل لتثبيت القسطرة على ذيل الفأر لمزيد من الحقن الوريدي أثناء التصوير (الشكل 2 أ ، ب والشكل 2 و).
   2. تحضير محلول الأجسام المضادة للحقن الوريدي: CD45-PE و CD41-FITC (20 ميكروغرام / فأر) بحجم نهائي يبلغ 100 ميكرولتر.
   3. افحص الذيل بحثا عن أوردة الذيل الموجودة جانبيا وقم بسد الوريد لتحديد وريد الذيل. تطهير الذيل ، وإدخال قسطرة الوريد ، وإصلاحه باستخدام غراء الأنسجة histoacryl (الشكل 2B).
   4. حقن الأجسام المضادة قبل التصوير (قبل 15 دقيقة على الأقل) وبعد الانتهاء من تحضير الأنسجة.
2. تحضير الأنسجة
   ملاحظة: استخدم دائما ضمادة دافئة وضع قطرة من كريم العين (ديكسبانثينول) في كل عين قبل تحضير الأنسجة. استخدم الأدوات الجراحية والغرزات المعقمة. تطهير الجلد بمطهر قبل الفتح وبعد الإغلاق.
   1. ضع الماوس المخدر على وسادة ثابتة ومحمولة. ثبت الماوس في وضع ضعيف مع تثبيت 4 نقاط على الوسادة باستخدام شريط لاصق (الشكل 2 ب).
   2. قم بتشكيل قطعتين من طين النمذجة ووضع القطع تحت الطرف الخلفي العلوي للفأر لضمان وضع مستوى العضلة المقربة (الشكل 2 ب ، المشار إليه بالأسهم الحمراء).
   3. لضمان درجة حرارة جسم ثابتة تبلغ 37 درجة مئوية من الماوس ، ضع الوسادة بالماوس على صفيحة تسخين تحت مجهر جراحي مع تكبير 0.64-4.0 أضعاف (الشكل 1L).
   4. قم بإزالة الشعر من كلا الساقين ، وقم بتطهير الجلد ، وقص الجلد في دائرة حول ندبة ربط الشريان الفخذي السابق للطرف الخلفي الأيمن (الشكل 1M).
   5. قم بإزالة الجلد وطبقة الدهون من أعلى الساق (الشكل 1N ، O) ، واسحب الجلد المتبقي جانبا باستخدام الغرز لإنشاء جيب حول العضلة المقربة (الشكل 1P ، Q).
   6. قم بإزالة الدهون تحت الجلد للحصول على رؤية واضحة للعضلة المقربة والشريان / الوريد العميق وكذلك الأوعية الجانبية (الشكل 1Q ، R).
   7. ابدأ بعناية في إزالة طبقة العضلات السطحية الموجودة أعلى الأوعية الجانبية عن طريق تشريحها بعناية باستخدام ملقط دقيق (الشكل 1R).
      ملاحظة: الشريان الجانبي والوريد الجانبي مرئيان بوضوح وجاهزان للتصوير (الشكل 1S).
   8. املأ الجيب المحضر بمحلول ملحي لتجنب جفاف الأنسجة واستمر في نفس الإجراء للطرف الخلفي الأيسر الذي يعمل بشكل وهمي. قبل التصوير ، أضف الجل بالموجات فوق الصوتية في كلا الجيبين ، مما يمنع التجفيف ويعمل كوسيط غمر للاقتران البصري بالهدف (الشكل 2C والشكل 2F).

3. المجهر متعدد الفوتونات داخل الجسم

1. اعداد
   ملاحظة: احتفظ بحقنة مع هلام بالموجات فوق الصوتية داخل غرفة الحاضنة في المجهر للحفاظ على درجة حرارة دافئة لإعادة ملء الجيوب أثناء التصوير على المدى الطويل.
   1. قم بإزالة المحلول الملحي من الجيبين المحضرين واستبدله بهلام بالموجات فوق الصوتية لتغطية الأوعية الجانبية (الشكل 2C).
   2. حقن محلول الأجسام المضادة من خلال قسطرة الوريد الذيل. بعد 15 دقيقة من حقن الأجسام المضادة ، انقل الوسادة بالماوس الثابت إلى غرفة التصوير متعددة الفوتونات الدافئة (الشكل 2F).
   3. بعد الانتهاء من الحصول على الصورة ، القتل الرحيم للفأر عن طريق خلع عنق الرحم تحت التخدير العميق.
2. الحصول على صورة مجهرية متعددة الفوتونات
   ملاحظة: قم بتشغيل المجهر قبل 30 دقيقة من التصوير للسماح بتثبيت الليزر. للحصول على أفضل استقرار بصري للمجهر ، يوصى بالحفاظ على تسخين غرفة المجهر بشكل دائم.
   1. قم بتشغيل مفتاح صندوق الليزر Ti: Sapphire ، وصناديق الواجهات الإلكترونية ، ووحدة التسخين في غرفة الحضانة ، ومصباح الفلورسنت ، والكمبيوتر (الشكل 2D ، E).
   2. قم بتشغيل برنامج الاستحواذ (برنامج المفتش). اضبط الطول الموجي على 800 نانومتر وافتح مصراع المجهر (الشكل 3A ii).
   3. في مربع حوار معالج القياس ، اختر وضع الأداة (شعاع واحد) وفي وضع القياس (فاصل زمني ثلاثي الأبعاد) (الشكل 3A i).
   4. نقل الماوس المخدر إلى غرفة الحضانة قبل التسخين في المجهر. ضع المنطقة باستخدام الجل بالموجات فوق الصوتية (الخطوة 2.2.8) مباشرة على اتصال بالعدسة الأمامية الموضوعية (الشكل 2F).
   5. افتح مصراع مجهر التألق ، واختر إعدادا مناسبا للمرشح / ثنائي اللون لتصور FITC (4) للعثور على منطقة الاهتمام باتباع تدفق الدم تحت إضاءة التألق. بعد جلب منطقة الاهتمام إلى مجال الرؤية المركزي ، أغلق مصراع المجهر الفلوري.
   6. في مربع حوار xy-Scanner ، قم بتعيين المعلمات التالية: حجم الصورة (554 × 554) ، بكسل (512 × 512) ، التردد (400) ، متوسط الخط (1) (الشكل 3A iii). اضبط طاقة الليزر (5٪) (الشكل 3A iv) ، واضبط كسب المضاعف الضوئي (PMT) للقنوات باللون الأخضر (66) والأحمر (66) والأزرق (63) (الشكل 3A v).
   7. حدد هدفا مناسبا للتصوير داخل الجسم وإعدادات تصحيح الانجراف (انظر التفاصيل في 3.2.11).
      ملاحظة: هنا ، كان الهدف المحدد هو نيكون LWD 16x (الشكل 3A السادس).
   8. حدد نطاق مكدس الصور عن طريق بدء وضع اكتساب المعاينة بالضغط على الزر الأحمر في الزاوية اليمنى العليا من نافذة حوار معالج القياس (الشكل 3A i).
   9. حدد منطقة وهيكل الاهتمام من خلال التركيز للحصول على صورة جيدة. ثم ، أثناء مراقبة الشاشة ، قم بتغيير التركيز عن طريق تحريك الهدف لأعلى حتى تختفي الصورة ، وقم بتعيينه على أنه صفر (الأول = 0). قم بتغيير التركيز في الاتجاه المعاكس عن طريق تحريك الهدف لأسفل حتى تختفي الصورة من الشاشة مرة أخرى ، وقم بتعيينه كآخر موضع (النهاية = 40 ميكرومتر) في الاتجاه المحوري (الشكل 3A vii).
   10. اضبط حجم الخطوة على 2 ميكرومتر. انقر فوق الزر الأحمر في الزاوية العلوية اليسرى من مربع حوار معالج القياس لإيقاف مسح المعاينة.
       ملاحظة: سيتم حساب عدد الصور وضبطها تلقائيا (21 صورة) ، كما هو موضح في الشكل 3A vii.
   11. إذا كان المجهر مزودا بتصحيح الانجراف^{المباشر 9}، فابدأ تشغيل برنامج تصحيح الانجراف (على سبيل المثال، VivoFollow) واتبع الخطوات الموضحة أدناه.
       1. في مربع حوار معالج القياس ، اختر محور Python (Python Ax) (الشكل 3A الثامن) كجهاز المحور الأول ؛ لا تقم بتنشيط وضع الحفظ التلقائي. حدد مربع الحفظ التلقائي (AS) فقط على محور الوقت (الوقت الزمني). اضغط على أيقونة Python في نافذة الأجهزة المتاحة (الشكل 3A التاسع) لفتح نافذة حوار Python.
       2. في إعدادات محور حوار Python ، أدخل من (0 صفر) وإلى (-40). أدخل عدد الخطوات (21) كما هو موضح في الشكل 3A x.
       3. انتقل إلى نافذة حوار xyz Stage Z وقم بتكبير نطاق المسح بمقدار 200 ميكرومتر على كلا الطرفين: في Start ، أدخل (200 μm) وفي End ، أدخل (-240 μm) ، سيتم تعيين النطاق تلقائيا (-440 μm). احتفظ بحجم الخطوة (2 ميكرومتر) كما هو موضح في الشكل 3A xi.
       4. افتح مربع حوار الواجهة الأمامية VivoFollow وانقر فوق ملف تعريف الحركة مربع (الشكل 3A xii).
       5. ابدأ الحصول على الصور بالضغط على رأس السهم الأخضر في الزاوية العلوية اليسرى من مربع حوار معالج القياس لبرنامج المفتش (الشكل 3A i).
       6. إذا تم استخدام تصحيح الانجراف المباشر ، فابحث عن مربع حوار لتكوين تصحيح الانجراف ليظهر كما هو موضح في الشكل 3A xiii. قم بتعيين قناة الاستحواذ التي سيتم استخدامها كمرجع معلم غير متحرك (لهذا البروتوكول ، اختر القناة 2 ، حيث سيتم تسجيل إشارة تتبع الأوعية الدموية). أدخل إزاحة التصحيح القصوى في μm التي تمت إضافتها إلى مواضع z الأولى والأخيرة (هنا ، 200 ميكرومتر) وانقر فوق موافق.
       7. راقب إزاحة الانجراف الحالية في x و y و z في الوقت الفعلي أثناء الحصول على الصورة في نافذة الحوار الأمامية VivoFollow الشكل 3A xiv.
       8. توقف عن الحصول على التصوير بعد ~ 35 دقيقة عند الحاجة إلى دورة أخرى من إعادة حقن التخدير. احقن نصف جرعة من مزيج MMF (50 ميكرولتر s.c) وأعد بدء الحصول على التصوير بالضغط على رأس السهم الأخضر مرة أخرى (الخطوة 3.2.11.5).
       9. كرر هذا الإجراء حتى تنتهي التجربة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

يوفر الفحص المجهري متعدد الفوتونات دقة مكانية وزمانية عالية لتتبع كريات الدم البيضاء ، حيث يمكن تتبع خطوات هجرة الخلايا وسرعتها ومراقبتها (الشكل 4 أ ، ب). ومع ذلك ، فإن الحركة الفسيولوجية للعينة تشكل تحديا ، خاصة بالنسبة لعمليات الحصول على صور الفحص المجهري داخل ا?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

تمثل الطريقة الموصوفة للتحليل متعدد الفوتونات في الجسم الحي لتجنيد الكريات البيض إضافة إلى الأدوات شائعة الاستخدام لدراسات تجنيد كريات الدم البيضاء مثل التحليلات النسيجية (المناعية) أو تحليلات FACS. باستخدام طريقة التصوير هذه ، من الممكن تصور العمليات الديناميكية بمزيد من التفصيل في...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
1.0 mL Syringe	BD Biosciences, San Jose, CA, USA	309628	syringe for injection
3M Durapore Surgical Tape 1538-0	3M, St. Paul, MN, USA	1538-0	fixation tape
Atipamezole	Zoetis, Berlin, Germany		antagonize anesthesia
Buprenorphine	Reckitt Benckiser Healthcare, Slough, UK		antagonize anesthesia
C57/B6J mouse	Charles River, Sulzfeld, Germany		used animals for surgery/imaging
CD41-FITC ab	Biolegend	133904	Platelet labeling in vivo
CD45-PE ab	Biolegend	368510	Leukocytes labelling in vivo
Disinfectant Cutasept	Carl Roth GmbH, Karlsruhe, Deutschland	AK64.2	Disinfection
Eye cream (Bepanthen)	Bayer Vital GmbH	5g
Fentanyl	CuraMED Pharma, Karlsruhe, Germany		anesthesia
Flumazenile	Inresa Arzneimittel GmbH, Freiburg, Deutschland		antagonize anesthesia
Fine bore polythene tubing	Smiths medical	Lot 278316	0.28 mm ID and 0.61 mm OD, tubing for the vein catheter
Histoacryl flexible	BRAUM	1050052	tissue glue
Imaris software	Oxford Instruments	version 9.2	Used for cell tracking, cell speed analysis, 3D projection
Laser Doppler Imaging instrument	Moor LDI 5061 and Moor Software Version 3.01, Moor Instruments, Remagen, Germany
LEICA KL300 LED	Leica, Solms, Germany		light for microscope
Leica M60	Leica, Solms, Germany		microscope for surgery
LEICA MC120 HD	Leica, Solms, Germany		camera for microscope
Medetomidine	Pfizer Pharma, Berlin, Germany		anesthesia
Midazolam	Ratiopharm GmbH, Ulm, Germany		anesthesia
Multiphoton microscope	Lavision	TRIMScope II	WL 820 nm
NaCl 0.9%	Braun, Melsungen, Deutschland	3570310	saline for pocket
Naloxone	Inresa Arzneimittel GmbH, Freiburg, Deutschland		antagonize anesthesia
Needle 30 G	BD Biosciences, San Jose, CA, USA	305128	needle for i.v. catheter
Silk braided suture (7-0)	Pearsalls Ltd., Taunton, UK	SUT-S 103	suture for femoral artery ligation
Ultrason Gel	SONOSID-ASID BONZ 250 mL	782012	gel for imaging
Vicryl 6.0 suture	Vicryl, Johnson&Johnson, New Brunswick, NJ, USA	NW-2347	suture to build pocket
VivoFollow drift correction software	Developed by Mykhailo Vladymyrov		Reference 9