JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

للحصول على حشرة محورية ، يتم تعقيم سطح بيضتها ، ويتم تربية اليرقة المفرخة لاحقا باستخدام أوراق محورية. توفر هذه الطريقة طريقة فعالة لإعداد الحشرات المحورية دون إعطاء المضادات الحيوية أو تطوير نظام غذائي اصطناعي ، والذي يمكن تطبيقه أيضا على الحشرات الأخرى التي تأكل الأوراق.

Abstract

يتم استعمار أمعاء الحشرات بواسطة بكتيريا متنوعة يمكن أن تؤثر بشكل عميق على السمات الفسيولوجية للمضيف. يعد إدخال سلالة بكتيرية معينة في حشرة محورية طريقة قوية للتحقق من الوظيفة الميكروبية للأمعاء وتوضيح الآليات الكامنة وراء تفاعلات ميكروب الأمعاء مع المضيف. إدارة المضادات الحيوية أو تعقيم أسطح البيض هما طريقتان شائعتا الاستخدام لإزالة بكتيريا الأمعاء من الحشرات. ومع ذلك ، بالإضافة إلى الآثار الضارة المحتملة للمضادات الحيوية على الحشرات ، أشارت الدراسات السابقة إلى أن تغذية المضادات الحيوية لا يمكن أن تقضي على بكتيريا الأمعاء. وبالتالي ، يتم استخدام الأنظمة الغذائية الاصطناعية الخالية من الجراثيم بشكل عام للحفاظ على الحشرات المحورية ، وهي عملية شاقة وكثيفة العمالة لا يمكن أن تشبه تماما المكونات الغذائية في الأغذية الطبيعية. الموصوف هنا هو بروتوكول فعال وبسيط لإعداد والحفاظ على اليرقات المحورية لخنفساء الأوراق (Plagiodera versicolora). على وجه التحديد ، تم تعقيم أسطح بيض الخنفساء ، وبعد ذلك تم استخدام أوراق الحور الخالية من الجراثيم لتربية اليرقات المحورية. تم تأكيد الحالة المحورية للحشرات بشكل أكبر من خلال الفحوصات المعتمدة على الثقافة والمستقلة عن الثقافة. بشكل جماعي ، من خلال الجمع بين تطهير البيض والزراعة الخالية من الجراثيم ، تم تطوير طريقة فعالة ومريحة للحصول على P. versicolora axenic ، مما يوفر أداة قابلة للتحويل بسهولة للحشرات الأخرى التي تأكل الأوراق.

Introduction

على غرار الثدييات ، فإن الجهاز الهضمي للحشرات هو تجويف لهضم الطعام وامتصاصه. معظم الحشرات تؤوي بكتيريا مترادفة متنوعة تزدهر في أحشائها وتعيش على التغذية التي توفرها المضيفات1. المجتمع المتزامن المعوي له تأثير عميق على العمليات الفسيولوجية المتعددة في الحشرات ، بما في ذلك هضم الطعام وإزالة السموم2،3،4 ، التغذية والتنمية5،6،7 ، الدفاع ضد مسببات الأمراض والطفيليات8،9،10،11 ، الاتصالات الكيميائية12،13 والسلوكيات 14 ، 15. ومن المثير للاهتمام أن بعض ميكروبات الأمعاء يمكن أن تكون مسببة للأمراض بشكل اختياري أو يتم التلاعب بها عن طريق غزو مسببات الأمراض لتفاقم العدوى ، مما يشير إلى أن بكتيريا الأمعاء يمكن أن تكون ضارة في بعض الحالات16،17،18. يمكن أن تعمل بكتيريا الأمعاء أيضا كمورد ميكروبي للتطبيقات التقنية الحيوية وإدارة الآفات. على سبيل المثال ، تم استخدام البكتيريا التي تهضم الليجنوسليلوز من الحشرات النباتية و xylophagous لهضم الخلايا النباتية لتطوير الوقود الحيوي19. إن تشتت تكافل الأمعاء الهندسي الذي يعبر عن جزيئات نشطة بيولوجيا هو تكتيك جديد وواعد لإدارة الآفات الزراعية والحرجية والبعوض الذي ينقل الأمراض المعدية19،20،21 ، والتي يمكن استخدامها أيضا لتحسين لياقة الحشرات المفيدة 22. وبالتالي فإن توضيح كيفية تصرف بكتيريا الأمعاء في الجسم الحي يعتبر أولوية للاستفادة الكاملة من وظيفتها واستغلالها بشكل أكبر في التطبيقات المختلفة.

يمكن للحيوانات أن تؤوي 1 إلى >1000 نوع من الميكروبات التكافلية في الأمعاء1. ونتيجة لذلك ، من الصعب التحقق بدقة من كيفية أداء الأصناف البكتيرية الفردية أو تجميعها داخل ، وما إذا كان المضيف أو شركاؤه الميكروبيون يقودون وظيفة محددة. لذلك ، فإن إعداد اليرقات المحورية للحصول على الحشرات الجنوتوبيوتيكية عن طريق الاستعمار الأحادي أو متعدد الأنواع ضروري للتحقيق في الوظيفة البكتيرية والتفاعل مع الحشرات23. في الوقت الحاضر ، تعد إدارة كوكتيلات المضادات الحيوية وتعقيم سطح بيض الحشرات من الطرق الشائعة لإزالة بكتيريا الأمعاء14،24،25،26. ومع ذلك ، لا يمكن للأنظمة الغذائية بالمضادات الحيوية القضاء على بكتيريا الأمعاء تماما ولها تأثير سلبي على فسيولوجيا الحشرات المضيفة27,28. وبالتالي ، فإن استخدام الحشرات المعالجة بالمضادات الحيوية قد يحجب القدرات الحقيقية لبعض بكتيريا الأمعاء. لحسن الحظ ، يمكن أن ينفي التعقيم السطحي للبيض هذه المشكلة23,29 ، والتي ليس لها أي آثار أو لا تذكر على الحشرات التجريبية. علاوة على ذلك ، لا يمكن أن تشبه الأنظمة الغذائية الاصطناعية تماما طعام الحشرات الطبيعي ، وتطوير نظام غذائي اصطناعي هو عملية مكلفة ومستهلكة للعمالة30,31.

خنفساء أوراق الصفصاف ، Plagiodera versicolora (Laicharting) (Coleoptera: Chrysomelidae) ، هي آفة آفة آكلة أوراق الشجر على نطاق واسع تتغذى بشكل رئيسي على أشجار الساليكاسيوس ، مثل الصفصاف (Salix) والحور (Populus L.) 32,33. هنا ، تم استخدام خنفساء أوراق الصفصاف كحشرة تمثيلية آكلة للأوراق لتطوير بروتوكول لإعداد وتربية حشرة خالية من الجراثيم. لقد استغلنا زراعة الأنسجة النباتية للحصول على أوراق الحور الخالية من الجراثيم إلى اليرقات المحورية P. versicolora الخلفية من البيض المعقم. تم التحقق من الحالة المحورية ليرقات P. versicolora من خلال الفحوصات المعتمدة على الثقافة والمستقلة عن الثقافة. يمكن لهذا البروتوكول الحفاظ على الحشرات المحورية التي تحاكي الحالة البرية بشكل أفضل من تربية الحشرات بنظام غذائي اصطناعي. الأهم من ذلك ، أن هذه الطريقة مريحة بتكلفة منخفضة للغاية ، مما يزيد من جدوى الحصول على الحشرات المحورية لدراسات التفاعل بين الميكروبات والأمعاء الحشرية المستقبلية ، خاصة بالنسبة للحشرات غير النموذجية التي لا تحتوي على أنظمة غذائية اصطناعية متطورة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

1. تربية الحشرات

  1. الحفاظ على السكان P. المبرقشة في غرفة النمو في حالة 27 درجة مئوية و 70 ± 5٪ رطوبة نسبية مع فترة ضوئية من 16 ساعة ضوء / 8 ساعات مظلمة. ضعها في صناديق بلاستيكية مثقوبة بورق مبلل مبلط وقم بإطعامها فروع الحور الطازجة. رش الماء النظيف على الورق الممتص للحفاظ على الرطوبة وتغيير الفروع كل يومين.
  2. عزل البالغين لوضع البيض بعد الجرو. إطعامهم أوراق العطاء للحصول على المزيد من البيض.
  3. جمع البيض وضعت حديثا (في غضون 24 ساعة). ضع البيض على ورق ممتص للرطوبة لمدة 60 ساعة لإعداد يرقات أكسينيك.
    ملاحظة: سوف يفقس البيض الذي تم وضعه حديثا بعد حوالي 72 ساعة. أفضل وقت لتعقيم أسطح البيض هو اليوم السابق للفقس. خلاف ذلك ، سوف ينخفض عدد البيض الذي تم تفريخه بنجاح.

2. زراعة الحور الخالية من الجراثيم

  1. تحضير محاليل موراشيج وسكوك (MS) المتوسطة و 1 ملغم / مل α حمض الخليك النفثالين (NAA) (انظر جدول المواد).
  2. في غطاء السلامة الأحيائية، أضف 50 ميكرولتر من محلول مخزون NAA 1 ملغم/مل إلى 500 مل من وسط التصلب المتعدد، ورجه ليخلط جيدا، واسكب حوالي 50 مل لكل حاوية لزراعة الأنسجة وانتظر التصلب.
  3. إعداد المشارط ، مصباح الكحول ، والملقط. تعقيم المشارط والملقط في لهب مصباح الكحول في غطاء السلامة الأحيائية.
  4. قطع شرائح الساق 3-4 سم مع براعم قمية أو براعم جانبية من شتلات الحور في ~ 1 شهر من النمو (الشتلات المزروعة بالأنسجة الخالية من الجراثيم) ، وإدخالها في وسط الاستزراع ، واحد أو اثنين من الأجزاء الجذعية لكل حاوية.
  5. احتضن هذه الأجزاء الجذعية في غرفة نمو عند 25 درجة مئوية و 50 ± كثافة ضوء 10 شمعة مضغوطة مع فترة ضوئية تبلغ 16 ساعة ضوء / 8 ساعات مظلمة لمدة 30 يوما تقريبا. استخدم الأوراق الخالية من الجراثيم لإطعام يرقات axenic.

3. تعقيم سطح البيض وتربية اليرقات المحورية

  1. أطباق الأوتوكلاف بيتري ، وفرش الطلاء ، وورق الترشيح ، والماء المقطر ، وطبق بتري يحتوي على LB (Luria-Bertani) وسط أجار.
  2. ضع الأوراق مع البيض الملتصق في طبق بتري ، وقم بإزالة البيض بعناية من الأوراق باستخدام الملقط ، وانقله إلى طبق بتري آخر.
    ملاحظة: يجب تنفيذ هذه الخطوة بعناية فائقة لأن البيض ملتصق بالأوراق.
  3. اغسل هذه البيض بنسبة 75٪ من الإيثانول لمدة 8 دقائق ، وكرر الغسيل أربع مرات بالماء المعقم.
  4. انقل البيض إلى وسط LB agar للحفاظ على الرطوبة للفقس.
    ملاحظة: يمكن أن يساعد استخدام وسيط LB agar في التحقق مما إذا كانت البويضة المطهرة خالية من الجراثيم.
  5. ضع طبق بتري في غرفة النمو وانتظر حتى يفقس البيض في غضون 24 ساعة.
  6. في غطاء السلامة الأحيائية، قم بتبليط ثلاث قطع من ورق الترشيح الرطب في طبق بتري، ووضع أوراق الحور الخالية من الجراثيم على الورق، وجمع اليرقات ووضعها على الأوراق، وختم طبق بتري بالبارافيلم، واحتضانها في غرفة نمو عند 27 درجة مئوية و 70 ± رطوبة نسبية 5٪ مع فترة ضوئية تبلغ 16 ساعة ضوء/8 ساعات داكنة.
    ملاحظة: الأوراق المستزرعة بالأنسجة حساسة ويمكن أن تفقد الماء بسرعة. وبالتالي ، فإن استخدام ورق الترشيح الرطب ضروري عند نقل الأوراق إلى طبق Petri.
  7. تغيير الأوراق كل يومين.
  8. بالنسبة للمجموعات التي يتم تربيتها تقليديا ، انقل البيض من الأوراق إلى طبق بتري يحتوي على ورق ترشيح رطب وأطعم هذه اليرقات بأوراق الحور الخالية من الجراثيم.

4. التحقق من اليرقات المحورية مع الفحوصات المعتمدة على الثقافة

  1. اختر عشوائيا ثلاث يرقات 1st و 2و 3rd instar من المجموعات الخالية من الجراثيم والتي يتم تربيتها تقليديا.
  2. تشريحيرقات instar 3rd مع مقص معقم وملقط تحت المجهر المجسم وجمع أحشائها في أنابيب الطرد المركزي الدقيقة. جمع سليمة 1ش و 2الثانية يرقات instar في الأنابيب.
    ملاحظة: جمع كامل 1ش و 2الثانية يرقات instar لأنها صغيرة جدا لتشريح ، والحفاظ على أحشائها سليمة.
  3. أضف 100 ميكرولتر من المياه المالحة العازلة بالفوسفات وثلاث كرات فولاذية إلى أنابيب 1.5 مل وطحن الأنسجة إلى متجانسات باستخدام مجانس يضرب الخرز.
  4. أضف 100 ميكرولتر من المتجانس إلى وسط أجار LB وطبقه باستخدام قضيب نشر زجاجي معقم.
  5. ضع الألواح عند 37 درجة مئوية لمدة 24 ساعة وراقب المستعمرات البكتيرية.

5. التحقق من الأفراد المحوريين الذين لديهم فحوصات مستقلة عن الثقافة

  1. استخراج الحمض النووي الكلي للأنسجة (التي تم الحصول عليها في القسم 4) باستخدام مجموعة استخراج الحمض النووي.
  2. قياس تركيز الحمض النووي باستخدام مقياس الطيف الضوئي عند 260 نانومتر.
  3. تضخيم الجين البكتيري 16S rRNA باستخدام الاشعال RRNA 16S rRNA العالمي مع PCR. قم بإعداد نظام التفاعل باستخدام 18 ميكرولتر من المزيج الرئيسي ل PCR 1.1x (انظر جدول المواد) ، و 0.5 ميكرولتر من التمهيدي 27F (5'-ACGGATACCTTGTTACGAC-3') ، و 0.5 ميكرولتر من التمهيدي 1495R (5'-ACGGATACCTTGTTACGAC-3') و 100 نانوغرام قالب الحمض النووي. اضبط شروط PCR على 95 درجة مئوية لمدة 3 دقائق ؛ 28 دورة من 95 درجة مئوية لمدة 30 ثانية ، و 55 درجة مئوية لمدة 1 دقيقة ، و 72 درجة مئوية لمدة 1 دقيقة ؛ تليها 72 درجة مئوية لمدة 10 دقائق. تخزين منتجات PCR في 4 درجة مئوية حتى مزيد من التحليل.
  4. امزج منتجات PCR مع صبغة الحمض النووي وقم بتحليلها باستخدام الرحلان الكهربائي على هلام الأغاروز بنسبة 1٪ في مخزن مؤقت 1x TAE. استخدم 10 ميكرولتر من علامة الحمض النووي كمرجع.
  5. راقب الجل باستخدام جهاز تحويل الأشعة فوق البنفسجية وابحث عن الجزء المستهدف حوالي 1500 نقطة أساس.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

تظهر مراحل حياة P. versicolora في الشكل 1. الذكر البالغ أصغر من الأنثى البالغة (الشكل 1 أ). في الحقل ، تجمع الخنفساء بيضها على ورقة. هنا ، تم فصل أربع بيضات عن ورقة (الشكل 1B). ويبين الشكل 2 أجزاء ساق الحور والشتلات المستخدمة في تربي?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

يعد تحضير اليرقات الخالية من الجراثيم والحصول على يرقات جنوتوبيوتيك عن طريق إعادة إدخال سلالات بكتيرية محددة من الطرق القوية لتوضيح الآليات الكامنة وراء التفاعلات بين الميكروبات المضيفة. تحصل اليرقات التي تم فقسها حديثا على ميكروبات الأمعاء بطريقتين رئيسيتين: الانتقال الرأسي من الأم إ?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

وليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

Acknowledgements

تم تمويل هذا العمل من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (31971663) وبرنامج رعاية العلماء النخبة الشباب من قبل CAST (2020QNRC001).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.22 µm syringe filtersMilliporeSLGP033RB
1 mg/mL NAA stock solutiona. Prepare 0.1 M NaOH solution (dissolve 0.8 g NaOH in 200 mL of distilled water).
b. Add 0.2 g NAA in a 250 mL beaker, add little 0.1 M NaOH solution until NAA dissolved, and adjust the final volume to 200 mL with distilled water.
c. Filter the solution to remove bacteria with a 0.22 µm syringe filter and a 50 mL sterile syringe, subpackage the solution in 1.5 mL centrifuge tubes and restore at -20 °C.
1.5 mL microcentrifuge tubesSangon BiotechF600620
10x PBS stock solutionBiosharp Life SciencesBL302A
2 M KOH solutionDissolve 22.44 g KOH (molecular weight: 56.1) in 200 mL of distilled water and autoclave it for 20 min at 121 °C.
250 mL and 2,000 mL beakersShubosb16455
50 mL sterile syringesJintaJT0125789
500 mL measuring cylinderShubosb1601
50x TAE stock solutiona. Dissolve 242 g Tris and 18.612 g EDTA in 700 mL of distilled water.
b. Adjust pH to 7.8 with about 57.1 mL of acetic acid.
c. Adjust the final volume to 1,000 mL.
d. The stock solution was diluted to 1x TAE buffer when used.
75% ethanolXingheda trade
α-naphthalene acetic acid (NAA)Solarbio Life Sciences86-87-3
Absorbing paper22.3 cm x 15.3 cm x 9 cm
Acetic acidSinopharm Chemical Reagent Co. Ltd
AgarCoolaber9002-18-0
AgaroseBiowest111860
AutoclavePanasonicMLS-3781L-PC
Bead-beating homogenizerJing XinXM-GTL64
DNA extraction kitMP Biomedicals116560200
EDTASaiguo Biotech1340
Filter paperJiaojie70 mm diameter
Gel electrophoresis unitBio-rad164-5052
Gel Signal Green nucleic acid dyeTsingKeTSJ003
Germ-free poplar seedlingsShan Xin poplar from Ludong University in Shandong Province
Golden Star Super PCR Master Mix (1.1×)TsingKeTSE101
Growth chamberRuihuaHP400GS-C
LB agar mediuma. Dissolve 5 g tryptone, 5 g NaCl, 2.5 g yeast extract in 300 mL of distilled water.
b. Adjust the final volume to 500 mL, transfer the solution to a 1,000 mL conical flask, and add 7.5 g agar.
c. Autoclave the medium for 20 min at 121 °C.
Mini centrifugeDRAGONLABD1008
MS basic mediumCoolaberPM1121-50LM0245
MS solid medium for germ-free poplar seedling culturea. Dissolve 4.43 g MS basic medium powder and 30 g sucrose in 800 mL of distilled water.
b. Adjust the pH to about 5.8 with 2 M KOH by a pH meter.
c. Adjust the final volume to 1,000 mL, separate into two parts, transfer into two 1,000 mL conical flasks, and add 2.6 g agar per 500 mL.
d. Autoclave for 20 min at 121 °C.
NanoDrop 1000 spectrophotometerThermo Fisher Scientific
Paintbrush1 cm width, used to collect the eggs
ParafilmBemisPM-996
PCR Thermal CyclersEppendorf6331000076
Petri dishesSupin90 mm diameter
pH meterMETTLER TOLEDOFE20
Pipettes 0.2-2 µLGilsonECS000699
Pipettes 100-1,000 µLEppendorf3120000267
Pipettes 20-200 µLEppendorf3120000259
Pipettes 2-20 µLEppendorf3120000232
Plant tissue culture containerChembaseZP21240 mL
Plastic box2.35 L
Potassium hydroxide (KOH)Sinopharm Chemical Reagent Co. Ltd
Primers for amplifying the bacterial 16S rRNA geneSangon Biotech27-F: 5’-ACGGATACCTTGTTACGAC-3’, 1492R: 5’-ACGGATACCTTGTTACGAC-3’
Sodium chloride (NaCl)Sinopharm Chemical Reagent Co. Ltd
Sodium hydroxide (NaOH)Sinopharm Chemical Reagent Co. Ltd
Steel balls0.25 mmused to grind tissues
StereomicroscopeOLYMPUSSZ61
SucroseSinopharm Chemical Reagent Co. Ltd
Trans2K plus II DNA markerTransgene BiotechBM121-01
Tris baseBiosharp Life Sciences1115
TryptoneThermo Fisher Scientific LP0037
UV transilluminatorMonad BiotechQuickGel 6100
VortexerScilogexMX-S
Willow branchesSha Lake Park, Wuhan, China
Willow leaf beetleHuazhong Agricultural University, Wuhan, China
Yeast extractThermo Fisher ScientificLP0021

References

  1. Moran, N. A., Ochman, H., Hammer, T. J. Evolutionary and ecological consequences of gut microbial communities. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics. 50 (1), 451-475 (2019).
  2. Warnecke, F., et al. Metagenomic and functional analysis of hindgut microbiota of a wood-feeding higher termite. Nature. 450 (7169), 560-565 (2007).
  3. Tokuda, G., et al. Fiber-associated spirochetes are major agents of hemicellulose degradation in the hindgut of wood-feeding higher termites. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (51), 11996-12004 (2018).
  4. Wang, G. H., et al. Changes in microbiome confer multigenerational host resistance after sub-toxic pesticide exposure. Cell Host & Microbe. 27 (2), 213-224 (2020).
  5. Shin, S. C., et al. Drosophila microbiome modulates host developmental and metabolic homeostasis via insulin signaling. Science. 334 (6056), 670-674 (2011).
  6. Storelli, G., et al. Lactobacillus plantarum promotes Drosophila systemic growth by modulating hormonal signals through TOR-dependent nutrient sensing. Cell Metabolism. 14 (3), 403-414 (2011).
  7. Salem, H., et al. Vitamin supplementation by gut symbionts ensures metabolic homeostasis in an insect host. Proceedings. Biological Sciences. 281 (1796), 20141838(2014).
  8. Koch, H., Schmid-Hempel, P. Socially transmitted gut microbiota protect bumble bees against an intestinal parasite. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (48), 19288-19292 (2011).
  9. Cirimotich, C. M., et al. Natural microbe-mediated refractoriness to Plasmodium infection in Anopheles gambiae. Science. 332 (6031), 855-858 (2011).
  10. Kaltenpoth, M., Gottler, W., Herzner, G., Strohm, E. Symbiotic bacteria protect wasp larvae from fungal infestation. Current Biology. 15 (5), 475-479 (2005).
  11. Yuan, C., Xing, L., Wang, M., Hu, Z., Zou, Z. Microbiota modulates gut immunity and promotes baculovirus infection in Helicoverpa armigera. Insect Science. , (2021).
  12. Dillon, R. J., Vennard, C. T., Charnley, A. K. Pheromones - Exploitation of gut bacteria in the locust. Nature. 403 (6772), 851(2000).
  13. Xu, L. T., Lou, Q. Z., Cheng, C. H., Lu, M., Sun, J. H. Gut-associated bacteria of Dendroctonus valens and their involvement in verbenone production. Microbial Ecology. 70 (4), 1012-1023 (2015).
  14. Schretter, C. E., et al. A gut microbial factor modulates locomotor behaviour in Drosophila. Nature. 563 (7731), 402-406 (2018).
  15. Jia, Y., et al. Gut microbiome modulates Drosophila aggression through octopamine signaling. Nature Communications. 12 (1), 2698(2021).
  16. Ma, M., et al. Metabolic and immunological effects of gut microbiota in leaf beetles at the local and systemic levels. Integrative Zoology. 16 (3), 313-323 (2021).
  17. Xu, L., et al. Synergistic action of the gut microbiota in environmental RNA interference in a leaf beetle. Microbiome. 9 (1), 98(2021).
  18. Xu, L., et al. Gut microbiota in an invasive bark beetle infected by a pathogenic fungus accelerates beetle mortality. Journal of Pest Science. 92, 343-351 (2019).
  19. Berasategui, A., Shukla, S., Salem, H., Kaltenpoth, M. Potential applications of insect symbionts in biotechnology. Applied Microbiology and Biotechnology. 100 (4), 1567-1577 (2016).
  20. Tikhe, C. V., Martin, T. M., Howells, A., Delatte, J., Husseneder, C. Assessment of genetically engineered Trabulsiella odontotermitis as a 'Trojan Horse' for paratransgenesis in termites. BMC Microbiology. 16 (1), 202(2016).
  21. Wang, S., et al. Fighting malaria with engineered symbiotic bacteria from vector mosquitoes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (31), 12734-12739 (2012).
  22. Leonard, S. P., et al. Engineered symbionts activate honey bee immunity and limit pathogens. Science. 367 (6477), 573-576 (2020).
  23. Kietz, C., Pollari, V., Meinander, A. Generating germ-free Drosophila to study gut-microbe interactions: protocol to rear Drosophila under axenic conditions. Current Protocols in Toxicology. 77 (1), 52(2018).
  24. Brummel, T., Ching, A., Seroude, L., Simon, A. F., Benzer, S. Drosophila lifespan enhancement by exogenous bacteria. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (35), 12974-12979 (2004).
  25. Correa, M. A., Matusovsky, B., Brackney, D. E., Steven, B. Generation of axenic Aedes aegypti demonstrate live bacteria are not required for mosquito development. Nature Communications. 9 (1), 4464(2018).
  26. Romoli, O., Schonbeck, J. C., Hapfelmeier, S., Gendrin, M. Production of germ-free mosquitoes via transient colonisation allows stage-specific investigation of host-microbiota interactions. Nature Communications. 12 (1), 942(2021).
  27. Berasategui, A., et al. Gut microbiota of the pine weevil degrades conifer diterpenes and increases insect fitness. Molecular Ecology. 26 (15), 4099-4110 (2017).
  28. Lin, X. L., Kang, Z. W., Pan, Q. J., Liu, T. X. Evaluation of five antibiotics on larval gut bacterial diversity of Plutella xylostella (Lepidoptera: Plutellidae). Insect Science. 22 (5), 619-628 (2015).
  29. Muhammad, A., Habineza, P., Hou, Y., Shi, Z. Preparation of red palm weevil Rhynchophorus Ferrugineus (Olivier) (Coleoptera: Dryophthoridae) germ-free larvae for host-gut microbes interaction studies. Bio-protocol. 9 (24), 3456(2019).
  30. Gelman, D. B., Bell, R. A., Liska, L. J., Hu, J. S. Artificial diets for rearing the Colorado potato beetle, Leptinotarsa decemlineata. Journal of Insect Science. 1, 7(2001).
  31. Bengtson, D. A. A comprehensive program for the evaluation of artificial diets. Journal of the World Aquaculture Society. 24 (2), 285-293 (2007).
  32. Utsumi, S., Ando, Y., Ohgushi, T. Evolution of feeding preference in a leaf beetle: the importance of phenotypic plasticity of a host plant. Ecology Letters. 12 (9), 920-929 (2009).
  33. Ishihara, M., Ohgushi, T. Reproductive inactivity and prolonged developmental time induced by seasonal decline in host plant quality in the willow leaf beetle Plagiodera versicolora (Coleoptera: Chrysomelidae). Environmental Entomology. 35 (2), 524-530 (2006).
  34. Bright, M., Bulgheresi, S. A complex journey: transmission of microbial symbionts. Nature Reviews: Microbiology. 8 (3), 218-230 (2010).
  35. Hassan, B., Siddiqui, J. A., Xu, Y. Vertically transmitted gut bacteria and nutrition influence the immunity and fitness of Bactrocera dorsalis larvae. Frontiers in Microbiology. 11, 596352(2020).
  36. Hosokawa, T., et al. Obligate bacterial mutualists evolving from environmental bacteria in natural insect populations. Nature Microbiology. 1, 15011(2016).
  37. Habineza, P., et al. The promoting effect of gut microbiota on growth and development of red palm weevil, Rhynchophorus ferrugineus (Olivier) (Coleoptera: Dryophthoridae) by modulating its nutritional metabolism. Frontiers in Microbiology. 10, 1212(2019).
  38. Meilan, R., Ma, C. Poplar (Populus spp.). Methods in Molecular Biology. 344, Clifton, N.J. 143-151 (2006).
  39. Wani, Z. A., Ashraf, N., Mohiuddin, T., Riyaz-Ul-Hassan, S. Plant-endophyte symbiosis, an ecological perspective. Applied Microbiology and Biotechnology. 99 (7), 2955-2965 (2015).
  40. Grout, B. W. Meristem-tip culture. Methods in Molecular Biology. 6, Clifton, N.J. 81-91 (1990).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

176

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved