JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

توفر هذه المخطوطة طريقة مبتكرة لتطوير واجهة عصبية محيطية بيولوجية تسمى واجهة الأعصاب الطرفية المتجددة للكفة العضلية (MC-RPNI). يمكن لهذا البناء الجراحي تضخيم الإشارات الصادرة الحركية المرتبطة بالعصب المحيطي لتسهيل الكشف الدقيق عن النية الحركية والتحكم المحتمل في أجهزة الهيكل الخارجي.

Abstract

اكتسبت الهياكل الخارجية الروبوتية إشادة حديثة في مجال الطب التأهيلي كطريقة واعدة لاستعادة الوظائف لأولئك الأفراد الذين يعانون من ضعف الأطراف. ومع ذلك ، لا يزال استخدامها محصورا إلى حد كبير في المؤسسات البحثية ، حيث تعمل في كثير من الأحيان كوسيلة لدعم الأطراف الثابتة حيث لا تزال طرق الكشف الحركي غير موثوقة. نشأت واجهات الأعصاب الطرفية كحل محتمل لهذا القصور. ومع ذلك ، نظرا لسعاتها الصغيرة بطبيعتها ، قد يكون من الصعب التمييز بين هذه الإشارات وضوضاء الخلفية ، مما يقلل من دقة اكتشاف المحرك بشكل عام. نظرا لأن الواجهات الحالية تعتمد على المواد اللاأحيائية ، يمكن أن يحدث انهيار المواد المتأصل جنبا إلى جنب مع تفاعل أنسجة الجسم الغريبة بمرور الوقت ، مما يؤثر بشكل أكبر على دقتها. تم تصميم واجهة الأعصاب المحيطية المتجددة لصفعة العضلات (MC-RPNI) للتغلب على هذه المضاعفات الملحوظة. يتكون من جزء من الطعم العضلي الحر المثبت محيطيا لعصب محيطي سليم ، ويتجدد البناء ويصبح معصب بواسطة العصب الموجود بمرور الوقت. في الفئران ، أظهر هذا البناء القدرة على تضخيم إمكانات الفعل الحركي الصادر للعصب المحيطي حتى 100 ضعف القيمة الطبيعية من خلال توليد إمكانات عمل العضلات المركبة (CMAPs). يسهل تضخيم الإشارة هذا الكشف بدقة عالية عن نية المحرك ، مما قد يتيح الاستخدام الموثوق لأجهزة الهيكل الخارجي.

Introduction

في الولايات المتحدة وحدها ، يتأثر ما يقرب من 130 مليون شخص بالاضطرابات العصبية العضلية والعضلية الهيكلية ، مما يؤدي إلى أكثر من 800 مليار دولار في التأثير الاقتصادي السنوي 1,2. عادة ما تكون هذه المجموعة من الاضطرابات ثانوية لعلم الأمراض داخل الجهاز العصبي ، أو عند التقاطع العصبي العضلي ، أو داخل العضلات نفسها3. على الرغم من تنوع الأصول المرضية ، فإن الغالبية تشترك في درجة معينة من ضعف الأطراف 1,3. لسوء الحظ ، غالبا ما يكون هذا الضعف دائما نظرا للقيود المفروضة على تجديد الأنسجة العصبية والعضلية ، خاصة في وضع الصدمة الشديدة4،5،6.

ركزت خوارزميات علاج ضعف الأطراف بشكل كلاسيكي على تدابير إعادة التأهيل والدعم ، وغالبا ما تعتمد على تسخير قدرات الأطراف السليمة المتبقية (العصي والكراسي المتحركة وما إلى ذلك) 7. ومع ذلك ، فإن هذه الاستراتيجية قاصرة بالنسبة لأولئك الذين لا يقتصر ضعفهم على طرف واحد. مع الابتكارات الحديثة في التقنيات الروبوتية ، تم تطوير أجهزة الهيكل الخارجي المتقدمة التي تعيد وظائف الأطراف لأولئك الذين يعانون من ضعف الأطراف8،9،10،11،12،13. غالبا ما تكون هذه الهياكل الخارجية الروبوتية تعمل بالطاقة ، وأجهزة يمكن ارتداؤها يمكنها المساعدة في بدء وإنهاء الحركة أو الحفاظ على موضع الطرف ، مما يوفر قدرا متفاوتا من القوة التي يمكن تخصيصها بشكل فردي للمستخدم8،9،10،11،12،13 . يتم تصنيف هذه الأجهزة على أنها إما سلبية أو نشطة اعتمادا على كيفية توفيرها للمساعدة الحركية للمستخدم: تحتوي الأجهزة النشطة على مشغلات كهربائية تزيد من الطاقة للمستخدم ، بينما تخزن الأجهزة السلبية الطاقة من حركات المستخدم من أجل إطلاقها مرة أخرى للمستخدم عند الضرورة14. نظرا لأن الأجهزة النشطة لديها القدرة على زيادة قدرات طاقة المستخدم ، يتم استخدام هذه الأجهزة بشكل متكرر أكثر بكثير في وضع ضعف الأطراف [14].

من أجل تحديد النية الحركية في هذه الفئة من السكان ، تعتمد الهياكل الخارجية الحديثة عادة على خوارزميات التعرف على الأنماط الناتجة إما من تخطيط كهربية العضل (EMG) لعضلات الأطراف البعيدة8،15،16،17 أو تخطيط كهربية الدماغ السطحي (sEEG) للدماغ18،19،20 . على الرغم من وعد طرق الكشف هذه ، فإن كلا الخيارين لهما قيود كبيرة تحول دون الاستخدام الواسع النطاق لهذه الأجهزة. نظرا لأن sEEG يكتشف إشارات على مستوى الميكروفولت عبر الجمجمة18،19،20 ، تركز الانتقادات في كثير من الأحيان على عدم القدرة على التمييز بين هذه الإشارات وضوضاء الخلفية 21. عندما تكون ضوضاء الخلفية مشابهة لإشارة التسجيل المطلوبة ، فإن هذا ينتج عنه نسب إشارة إلى ضوضاء منخفضة (SNRs) ، مما يؤدي إلى اكتشاف محرك غير دقيق وتصنيفه22,23. يعتمد الكشف الدقيق عن الإشارة بالإضافة إلى ذلك على ملامسة فروة الرأس المستقرة منخفضة المقاومة21 ، والتي يمكن أن تتأثر بشكل كبير بوجود شعر خشن / كثيف ، ونشاط المستخدم ، وحتى التعرق22,24. في المقابل ، تكون إشارات EMG أكبر بعدة مقادير في السعة ، مما يسهل دقة أكبر في اكتشاف إشارة المحرك 15،18،25. ومع ذلك ، فإن هذا يأتي بتكلفة ، حيث يمكن للعضلات القريبة أن تلوث الإشارة ، مما يقلل من درجات الحرية التي يمكن التحكم فيها بواسطة الجهاز 16،17،25 وعدم القدرة على اكتشاف حركة العضلات العميقة 25،26،27،28. الأهم من ذلك ، لا يمكن استخدام EMG كطريقة تحكم عندما يكون هناك تنازل عضلي كبير وغياب كامل للأنسجة29.

من أجل تعزيز تطوير الهياكل الخارجية الروبوتية ، يلزم الكشف المتسق والدقيق عن النية الحركية للمستخدم المقصود. نشأت الواجهات التي تستخدم الجهاز العصبي المحيطي كتقنية واجهة واعدة ، نظرا لوصولها البسيط نسبيا والانتقائية الوظيفية. يمكن أن تكون طرق التواصل العصبي المحيطي الحالية غازية أو غير غازية وتقع عادة ضمن واحدة من ثلاث فئات: الأقطاب الكهربائية خارج العصب 30،31،32،33 ، والأقطاب الكهربائية داخل اللفافة34،35،36 والأقطاب الكهربائية المخترقة37،38،39،40 . نظرا لأن إشارات الأعصاب الطرفية تكون بشكل عام على مستوى microvolts ، فقد يكون من الصعب التمييز بين هذه الإشارات وضوضاء الخلفية ذات السعةالمماثلة 41,42 ، مما يقلل من قدرات دقة الكشف عن المحرك الإجمالية للواجهة. غالبا ما تتفاقم نسب الإشارة إلى الضوضاء المنخفضة (SNR) بمرور الوقت بشكل ثانوي لتفاقم مقاومة القطب 43 الناتجة إما عن تدهور الجهاز39,43 ، أو تفاعل جسم غريب محلي ينتج أنسجة ندبة حول الجهاز و / أو تنكس محوري محلي37,44. على الرغم من أنه يمكن حل أوجه القصور هذه بشكل عام عن طريق إعادة تشغيل وزرع واجهة عصبية طرفية جديدة ، إلا أن هذا ليس حلا قابلا للتطبيق على المدى الطويل حيث ستستمر التفاعلات المرتبطة بجسم غريب.

لتجنب تفاعلات الأنسجة المحلية هذه الناتجة عن تفاعل الأعصاب الطرفية مع الواجهات اللاأحيائية ، من الضروري وجود واجهة تتضمن مكونا بيولوجيا. لمعالجة هذا القصور ، تم تطوير واجهة الأعصاب المحيطية التجديدية (RPNI) لدمج الأعصاب الطرفية المنقولة في الأطراف المتبقية لأولئك الذين تم بترهم بأجهزة تعويضية45،46،47،48. يتضمن تصنيع RPNI الزرع الجراحي لعصب محيطي منقول في جزء من الطعم العضلي الحر الذاتي ، مع إعادة التوعي والتجديد وإعادة التعصيب التي تحدث بمرور الوقت. من خلال توليد إمكانات عمل العضلات المركبة على مستوى ميلي فولت (CMAPs) ، فإن RPNI قادر على تضخيم إشارة مستوى ميكروفولت العصب المضمن بعدة مقادير ، مما يسهل الكشف الدقيق عن النية الحركية45،48،49. كان هناك تطور كبير في RPNI على مدى العقد الماضي ، مع نجاح ملحوظ في تضخيم ونقل إشارات الأعصاب الحركية الصادرة في كل من التجارب الحيوانية50,51 والبشرية47 ، مما يسهل التحكم في الأجهزة الاصطناعية عالية الدقة بدرجات متعددة من الحرية.

الأفراد الذين يعانون من ضعف في الأطراف ولكن الأعصاب الطرفية سليمة سيستفيدون بالمثل من الكشف عالي الدقة عن النية الحركية من خلال واجهات الأعصاب الطرفية من أجل التحكم في أجهزة الهيكل الخارجي. نظرا لأنه تم تطوير RPNI للتكامل مع الأعصاب الطرفية المنقولة ، كما هو الحال في الأشخاص الذين يعانون من بتر الأطراف ، كانت التعديلات الجراحية ضرورية. بناء على الخبرة مع RPNI ، تم تطوير واجهة الأعصاب المحيطية المتجددة لصفعة العضلات (MC-RPNI). يتكون من جزء مماثل من الكسب غير المشروع العضلي الحر كما هو الحال في RPNI ، وبدلا من ذلك يتم تأمينه محيطيا إلى عصب محيطي سليم (الشكل 1). بمرور الوقت ، يتجدد ويصبح معصب من خلال التنبت المحوري الجانبي ، وتضخيم وترجمة هذه الإشارات العصبية الحركية الصادرة إلى إشارات EMG التي هي عدة أوامر من حجم أكبر52. نظرا لأن MC-RPNI بيولوجي في الأصل ، فإنه يتجنب رد فعل الجسم الغريب الحتمي الذي يحدث مع واجهات الأعصاب الطرفية المستخدمة حاليا52. علاوة على ذلك ، يمنح MC-RPNI القدرة على التحكم في درجات متعددة من الحرية في وقت واحد حيث يمكن وضعها على أعصاب تشريح بعيدة للعضلات الفردية دون حديث متقاطع كبير ، كما تم توضيحه سابقا في RPNIs49. أخيرا ، يمكن أن يعمل MC-RPNI بشكل مستقل عن وظيفة العضلات البعيدة حيث يتم وضعه على العصب القريب. نظرا لمزاياه على واجهات الأعصاب الطرفية الحالية ، فإن MC-RPNI يحمل وعدا كبيرا بتوفير طريقة آمنة ودقيقة وموثوقة للتحكم في الهيكل الخارجي.

Protocol

تم تنفيذ جميع الإجراءات والتجارب على الحيوانات بموافقة لجنة الرعاية المؤسسية واستخدام الحيوانات بجامعة ميشيغان (IACUC). يتم استخدام ذكور وإناث فئران فيشر F344 ولويس (~ 200-300 جم) في عمر 3-6 أشهر بشكل متكرر في التجارب ، ولكن يمكن نظريا استخدام أي سلالة. في حالة استخدام الفئران المانحة بدلا من الطعوم العضلية الذاتية ، يجب أن تكون الفئران المانحة متساوية المنشأ للسلالة التجريبية. يسمح للفئران بالوصول المجاني إلى الطعام والماء قبل وبعد الجراحة. بعد تقييمات نقطة النهاية النهائية ، يتم إجراء القتل الرحيم تحت التخدير العميق مع حقن كلوريد البوتاسيوم داخل القلب متبوعا بطريقة ثانوية لاسترواح الصدر الثنائي.

1. التحضير التجريبي للفأر

  1. تخدير الجرذ التجريبي باستخدام محلول 5٪ إيزوفلوران في الأكسجين عند 0.8-1.0 لتر / دقيقة في غرفة الحث. بمجرد تحقيق التخدير الكافي وتأكيده مع عدم وجود منعكس القرنية ، ضع الجرذ على مخروط أنف إعادة التنفس مع خفض الأيزوفلوران إلى 1.75٪ -2.25٪ للحفاظ على التخدير.
  2. حقن محلول من 0.02-0.03 مل كاربروفين (50 ملغ / مل) في 0.2 مل من محلول ملحي معقم مع إبرة 27 غرام في المستوى تحت الجلد بين لوحي الكتف لتسكين ما حول الجراحة وبعدها.
  3. ضع مرهم معقم للعين على كلتا العينين لمنع تقرحات القرنية أثناء التخدير.
  4. باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية ، احلق الجزء الجانبي من الأطراف السفلية الثنائية ، الممتدة من مفصل الورك ، فوق الفخذ ، وإلى السطح الظهري للمخلب.
  5. تعقيم موقع الجراحة عن طريق المسح أولا مع وسادة تحضير الكحول ، تليها تطبيق محلول بوفيدون اليود ، وتنتهي بتطهير نهائي مع وسادة تحضير الكحول الجديدة لإزالة محلول بوفيدون اليود المتبقي. كرر عملية التنظيف بالتناوب ثلاث مرات للحفاظ على العقم.
    ملاحظة: هذا يمكن أن يكون مهيجا للأمراض الجلدية. تأكد من إزالة غالبية المحلول.

2. إعداد الكسب غير المشروع العضلي

  1. ضع الجرذ على وسادة تدفئة أسفل مجهر جراحي مع مسبار درجة حرارة الجسم داخل الفم من اختيارك لمراقبة درجة حرارة الجسم. الحفاظ على إيزوفلوران عند 1.75٪ -2.25٪ والأكسجين عند 0.8-1.0 لتر / دقيقة.
  2. قم بعمل شق طولي على طول الجانب الأمامي من الطرف الخلفي للمتبرع المطلوب يمتد من أعلى الكاحل مباشرة إلى أسفل الركبة مباشرة باستخدام مشرط #15.
  3. تشريح الأنسجة تحت الجلد الكامنة باستخدام مقص قزحية حاد لفضح العضلات الكامنة والأوتار البعيدة القريبة من مفصل الكاحل. الظنبوب الأمامي (TA) هو أكبر وأكبر العضلات الأمامية. يمكن العثور على العضلة الباسطة Digitorum longus (EDL) عميقة وخلفية لهذه العضلة. عزل عضلة كهرباء لبنان ووترها البعيد عن العضلات المحيطة.
  4. تأكد من عزل الوتر الصحيح عن طريق إدخال كل من أسنان الملقط أو مقص القزحية أسفل الوتر البعيد القريب من مفصل الكاحل. مارس ضغطا تصاعديا على الوتر عن طريق فتح إما الملقط أو مقص القزحية. يجب أن تنتج هذه الحركة امتدادا متزامنا لجميع أصابع القدم في وقت واحد. في حالة حدوث انثناء ظهري معزول في الكاحل أو انقلاب الكاحل أو انثناء ظهري لإصبع القدم الواحد ، فقد تم عزل الوتر الخطأ.
  5. إجراء بضع الوتر القاصي لعضلة كهرباء لبنان على مستوى الكاحل بمقص قزحية حاد وتشريح العضلات الخالية من الأنسجة المحيطة التي تعمل بالقرب من أصلها الوتري.
  6. بمجرد تصور الوتر القريب ، قم بإجراء بضع الوتر القريب باستخدام مقص قزحية حاد لتحرير الطعم.
  7. تقليم كل من طرفي وتر من الكسب غير المشروع العضلات وقطع إلى الطول المطلوب مع مقص القزحية الحادة.
    ملاحظة: تم استخدام الطعوم قياس 8-13 مم بنجاح. ومع ذلك ، فإن الطول الأكثر شيوعا هو 10 مم.
  8. على جانب واحد من الطعم العضلي ، قم بعمل شق طولي على طول المشذب بالكامل لتسهيل وضع العصب داخل الطعم العضلي وتوفير اتصال العصب مع بطانة الرحم.
  9. ضع الطعم العضلي المحضر في شاش مبلل بالمحلول الملحي لمنع جفاف الأنسجة.
  10. أغلق الجلد الذي يغطي موقع المتبرع بخياطة كرومية 4-0 بطريقة جارية.

3. عزل العصب الشظوي المشترك والتحضير

  1. ضع علامة على الشق الجراحي ، الذي سيمتد من خط ~ 5 مم من الشق الوركي ، ويمتد إلى أدنى من مفصل الركبة. تأكد من أن هذه العلامة أدنى من عظم الفخذ الذي يمكن تحسسه أدناه وزاوية بعيدة عنه.
  2. شق من خلال الجلد والأنسجة تحت الجلد على طول خط شق ملحوظ مع شفرة # 15. شق بعناية من خلال العضلة ذات الرأسين الكامنة في اللفافة الفخذية ، مع الحرص على عدم التمدد عبر عمق العضلات بالكامل لأن العصب الوركي يقع أسفله مباشرة.
  3. باستخدام مقص صغير ذو رأس حاد أو مرقئ ، تشريح بعناية من خلال عضلة العضلة ذات الرأسين الفخذية.
    ملاحظة: ينتقل العصب الوركي في هذا الفضاء تحت العضلة ذات الرأسين ، موجها في نفس اتجاه الشق المحدد على الجلد تقريبا. هناك ثلاثة فروع عصب الوركي بارزة: سورال (معظم الأعصاب الخلفية وأصغرها) ، الظنبوب (عادة ما يكون أكثر أمامية ، لكن هذا العصب يغوص دائما بعمق في مفصل الركبة) ، والشظوي الشائع (يقع عادة بين الظنبوب والسورال ، وينتقل دائما فوق مفصل الركبة).
  4. حدد العصب الشظوي المشترك (CP) واعزله بعناية عن الأعصاب المحيطة باستخدام زوج من الملقط الصغير والمقص الدقيق. قم بإزالة أي نسيج ضام محيط من منتصف 2 سم من العصب. احرص على عدم سحق عصب الشلل الدماغي بالملقط في هذه العملية ، لأن إصابة السحق يمكن أن تغير نتائج نقطة النهاية.
  5. على الجزء المركزي من العصب CP المحرر ، قم بإجراء نافذة فوق العصب عن طريق إزالة 25٪ من العصب على طول العصب الذي يطابق الطول المطلوب من الطعم العضلي.
  6. لأداء هذا عقد epineurium القريب مع ملقط دقيق ، وقطع في epineurium الكامنة مباشرة مع مقص تشريح دقيق ، وإزالة ~ 25 ٪ من epineurium السفر بعيدا على طول العصب. احرص على إزالة هذا الجزء في قطعة واحدة ، حيث يمكن أن تتسبب المحاولات المتعددة في إزالة العصب غير المنتظم ، مما يزيد من خطر إصابة الأعصاب.
    ملاحظة: سيكون للأنسجة العصبية الكامنة وراء epineurium نسيج يشبه goo. ملاحظة هذه النوعية من العصب يضمن إزالة مستوى الأنسجة الصحيح.

4. تصنيع بناء MC-RPNI

  1. قم بإزالة الطعم العضلي من الشاش المبلل بالمحلول الملحي وضعه تحت الجزء المركزي من عصب CP حيث تم إنشاء نافذة فوق العصب. قم بتدوير العصب 180 درجة بحيث يتصل قسم النافذة فوق العصبي بالعضلات السليمة ولا يكمن وراء خط الخياطة النهائي.
  2. باستخدام 8-0 خياطة النايلون ، خياطة العصب من العصب CP على حد سواء بالقرب وبعيدا من الكسب غير المشروع العضلي داخل الأخدود الذي تم إنشاؤه في الخطوة 2.8 باستخدام الغرز المتقطعة البسيطة لتأمين epineurium إلى بطانة الرحم.
    ملاحظة: ضع هذه الغرز ، مع التأكد من أن العضلات في طول الراحة الطبيعي. يمكن أن يؤثر تمدد العضلات أو ضغطها أكثر من اللازم على قدرات التجديد والإشارات لاحقا.
  3. لف حواف الطعم العضلي المحيط بالعصب المثبت الآن والخياطة في مكانها باستخدام 8-0 المتقطعة البسيطة غرز النايلون (~ 4-6 حسب الطول).
  4. بمجرد تحقيق الإرقاء ، أغلق اللفافة ذات الرأسين الفخذية فوق البنية باستخدام خياطة كرومية 5-0 بطريقة الجري.
  5. أغلق الجلد المغطي بطريقة الجري بخياطة كرومية 4-0.
  6. نظف المنطقة الجراحية باستخدام وسادة تحضير الكحول واستخدم مرهم مضاد حيوي.
  7. إنهاء التخدير الاستنشاقي ووضع الفئران في قفص نظيف معزول عن زملائه في القفص والسماح للتعافي مع الطعام والماء ad lib.
  8. بمجرد أن يتعافى الجرذ بشكل مناسب ، ضعه مرة أخرى مع زملائه في قفص نظيف.
    ملاحظة: تتطلب هذه التركيبات نضجا لمدة ثلاثة أشهر كحد أدنى لإنتاج تضخيم كاف للإشارة العصبية.

النتائج

يعتبر التصنيع الجراحي MC-RPNI فشلا في الفترة المحيطة بالجراحة إذا لم تنجو الفئران من الخروج من التخدير الجراحي أو تصاب بعدوى في غضون أسبوع من العملية. أشارت الأبحاث السابقة إلى أن فترة النضج لمدة 3 أشهر ستؤدي إلى تضخيم موثوق للإشارة من هذه التركيبات42،45،48،

Discussion

MC-RPNI هو بناء جديد يسمح بتضخيم إمكانات العمل الصادرة للعصب الحركي المحيطي السليم من أجل التحكم بدقة في جهاز الهيكل الخارجي. على وجه التحديد ، يمنح MC-RPNI فائدة خاصة لأولئك الأفراد الذين يعانون من ضعف الأطراف الناجم عن مرض عضلي كبير و / أو غياب العضلات حيث لا يمكن تسجيل إشارات EMG. الحد من وظيفة ا?...

Disclosures

ليس لدى المؤلفين أي إفصاحات.

Acknowledgements

يشكر المؤلفون جانا مون على إدارتها الخبيرة للمختبر ومساعدتها الفنية وتشارلز هوانج على خبرته في التصوير. تم تمويل التجارب في هذه الورقة جزئيا من خلال منح مؤسسة الجراحة التجميلية إلى SS (3135146.4) وكذلك المعهد الوطني لصحة الطفل والتنمية البشرية تحت رقم الجائزة 1F32HD100286-01 إلى SS ، والمعهد الوطني لالتهاب المفاصل وأمراض العضلات والعظام والجلد التابع للمعاهد الوطنية للصحة بموجب رقم الجائزة P30 AR069620.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
#15 ScalpelAspen Surgical, IncRef 371115Rib-Back Carbon Steel Surgical Blades (#15)
2-N-thin film load cell (S100)Strain Measurement Devices, IncSMD100-0002Measures force generated by the attached muscle
4-0 Chromic SutureEthiconSKU# 1654GP-3 Reverse Cutting Needle
5-0 Chromic SutureEthiconSKU# 687GP-3 Reverse Cutting Needle
8-0 Monofilament SutureAROSurgicalT06A08N14-13Black polyamide monofilament suture on a threaded tapered needle
Experimental RatsEnvigoF344-NH-sdRats are Fischer F344 Strain
Fine Forceps - mirror finishFine Science Tools11413-11Fine tipped forceps with mirror finish ideal for handling delicate structures like nerves
Fluriso (Isofluorane)VetOne13985-528-40Inhalational Anesthetic
Force Measurement JigRed Rockn/aCustom designed force measurement jig that allows for immobilization of hindlimb to allow for accurate muscle force recording
MATLAB softwareMathworks, IncPR-MATLAB-MU-MW-707-NNUCalculates active force for each recorded force trace from passive and total force measurements
Nicolet Viasys EMG EP SystemNicoletMFI-NCL-VIKING-SELECT-2CH-EMGPortable EMG and nerve signal recording system capable of simultaneous 2 channel recordings from nerve and/or muscle
OxygenCryogenic GasesUN1072Standard medical grade oxygen canisters
Potassium ChlorideAPP Pharmaceuticals63323-965-20Injectable form, 2 mEq/mL
Povidone Iodine USPMediChoice65517-0009-110% Topical Solution, can use one bottle for multiple surgical preps
Puralube Vet Opthalmic OintmentDechra17033-211-38Corneal protective ointment for use during procedure
Rimadyl (Caprofen)Zoetis, Inc.NADA# 141-199Injectable form, 50 mg/mL
Stereo MicroscopeLeicaModel M60User can adjust magnification to their preference
Surgical InstrumentsFine Science ToolsVariousUser can choose instruments according to personal preference or from what is currently available in their lab
Triple Antibiotic OintmentMediChoice39892-0830-2Ointment comes in sterile, disposable packets
Vannas Spring Scissors - 2mm cutting edgeFine Science Tools15000-04Curved micro-dissection scissors used to perform the epineurial window
VaporStick 3SurgivetV7015Anesthesia tower with space for isofluorane and oxygen canister
Webcol Alcohol PrepCovidenRef 6818Alcohol prep wipes; use a new wipe for each prep

References

  1. Andersson, G. S. The burden of musculoskeletal diseases in the United States : prevalence, societal, and economic cost. American Academy of Orthopaedic Surgeons. , (1942).
  2. Yelin, E. H., Weinstein, S., King, T. The burden of musculoskeletal diseases in the United States. Seminars in Arthritis and Rheumatism. 46 (3), 259-260 (2016).
  3. McDonald, C. M. Clinical Approach to the Diagnostic Evaluation of Hereditary and Acquired Neuromuscular Diseases. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 23 (3), 495-563 (2021).
  4. Sass, F. A., et al. Immunology Guides Skeletal Muscle Regeneration. International Journal of Molecular Sciences. 19 (3), 835 (2018).
  5. Bruggeman, K. F., et al. Harnessing stem cells and biomaterials to promote neural repair. British Journal of Pharmacology. 176 (3), 355-368 (2019).
  6. Vijayavenkataraman, S. Nerve guide conduits for peripheral nerve injury repair: A review on design, materials and fabrication methods. Acta Biomaterialia. 106, 54-69 (2020).
  7. O'Dell, M. W., Lin, C. C., Harrison, V. Stroke rehabilitation: strategies to enhance motor recovery. Annual Review of Medicine. 60, 55-68 (2009).
  8. Ambrosini, E., et al. The combined action of a passive exoskeleton and an EMG-controlled neuroprosthesis for upper limb stroke rehabilitation: First results of the RETRAINER project. International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 56-61 (2017).
  9. Veerbeek, J. M., et al. Effects of robot-assisted therapy for the upper limb after stroke. Neurorehabilitation & Neural Repair. 31 (2), 107-121 (2017).
  10. Heo, P., et al. Current hand exoskeleton technologies for rehabilitation and assistive engineering. Journal of Precision Engineering and Manufacturing. 13 (5), 807-824 (2012).
  11. Kwakkel, G., Kollen, B. J., Krebs, H. I. Effects of robot-assisted therapy on upper limb recovery after stroke: A systematic review. Neurorehabilitation & Neural Repair. 22 (2), 111-121 (2007).
  12. Brewer, B. R., McDowell, S. K., Worthen-Chaudhari, L. C. Poststroke Upper Extremity Rehabilitation: A Review of Robotic Systems and Clinical Results. Topics in Stroke Rehabilitation. 14 (6), 22-44 (2007).
  13. Kalita, B., Narayan, J., Dwivedy, S. K. Development of active lower limb robotic-based orthosis and exoskeleton devices: A systematic review. International Journal of Social Robotics. 13, 775-793 (2021).
  14. Bosch, T., et al. The effects of a passive exoskeleton on muscle activity, discomfort and endurance time in forward bending work. Applied Ergonomics. 54, 212-217 (2016).
  15. Secciani, N., et al. A novel application of a surface ElectroMyoGraphy-based control strategy for a hand exoskeleton system: A single-case study. International Journal of Advanced Robotic Systems. 16 (1), 1729881419828197 (2019).
  16. Bützer, T., et al. PEXO - A pediatric whole hand exoskeleton for grasping assistance in task-oriented training. IEEE 16th International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 108-114 (2019).
  17. Meeker, C., et al. EMG pattern classification to control a hand orthosis for functional grasp assistance after stroke. IEEE International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 1203-1210 (2017).
  18. Witkowski, M., et al. Enhancing brain-machine interface (BMI) control of a hand exoskeleton using electrooculography (EOG). Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 11 (1), 165 (2014).
  19. Cantillo-Negrete, J., et al. Motor imagery-based brain-computer interface coupled to a robotic hand orthosis aimed for neurorehabilitation of stroke patients. Journal of Healthcare Engineering. 2018, 1624637 (2018).
  20. Bhagat, N. A., et al. Design and optimization of an EEG-based brain machine interface (BMI) to an upper-limb exoskeleton for stroke survivors. Frontiers in Neuroscience. 10, 122 (2016).
  21. Habibzadeh Tonekabony Shad, E., Molinas, M., Ytterdal, T. Impedance and noise of passive and active dry EEG electrodes: A review. IEEE Sensors Journal. 20 (24), 14565-14577 (2020).
  22. Tariq, M., Trivailo, P. M., Simic, M. EEG-based BCI control schemes for lower-limb assistive-robots. Frontiers in Human Neuroscience. 12, 312-312 (2018).
  23. Gwin, J. T., Ferris, D. High-density EEG and independent component analysis mixture models distinguish knee contractions from ankle contractions. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2011, 4195-4198 (2011).
  24. Tariq, M., Trivailo, P. M., Simic, M. Classification of left and right foot kinaesthetic motor imagery using common spatial pattern. Biomedical Physics & Engineering Express. 6 (1), 015008 (2019).
  25. Ryser, F., et al. Fully embedded myoelectric control for a wearable robotic hand orthosis. iInternational Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 615-621 (2017).
  26. Reeves, J., Starbuck, C., Nester, C. EMG gait data from indwelling electrodes is attenuated over time and changes independent of any experimental effect. Journal of Electromyography and Kinesiology. 54, 102461 (2020).
  27. Huang, J., et al. Control of upper-limb power-assist exoskeleton using a human-robot interface based on motion intention recognition. IEEE Transactions on Automation Science and Engineering. 12 (4), 1257-1270 (2015).
  28. Rodrigues, C., et al. Comparison of intramuscular and surface electromyography recordings towards the control of wearable robots for incomplete spinal cord injury rehabilitation. 2020 8th IEEE RAS/EMBS International Conference for Biomedical Robotics and Biomechatronics (BioRob). , 564-569 (2020).
  29. Rasool, G., et al. Spatial analysis of multichannel surface EMG in hemiplegic stroke. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering : A Publication of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 25 (10), 1802-1811 (2017).
  30. Stieglitz, T., et al. Non-invasive measurement of torque development in the rat foot: measurement setup and results from stimulation of the sciatic nerve with polyimide-based cuff electrodes. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 11 (4), 427-437 (2003).
  31. Polasek, K. H., et al. Human nerve stimulation thresholds and selectivity using a multi-contact nerve cuff electrode. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 15 (1), 76-82 (2007).
  32. Kenney, L., et al. An implantable two channel drop foot stimulator: initial clinical results. Artificial Organs. 26 (3), 267-270 (2002).
  33. Ortiz-Catalan, M., et al. Patterned stimulation of peripheral nerves produces natural sensations with regards to location but not quality. IEEE Transactions on Medical Robotics and Bionics. 1 (3), 199-203 (2019).
  34. Boretius, T., et al. A transverse intrafascicular multichannel electrode (TIME) to interface with the peripheral nerve. Biosensors and Bioelectronics. 26 (1), 62-69 (2010).
  35. Petrini, F. M., et al. Six-month assessment of a hand prosthesis with intraneural tactile feedback. Annals of Neurology. 8 (1), 137-154 (2019).
  36. Jung, R., et al. Bionic intrafascicular interfaces for recording and stimulating peripheral nerve fibers. Bioelectronics in Medicine. 1 (1), 55-69 (2017).
  37. Christensen, M. B., et al. The foreign body response to the Utah Slant Electrode Array in the cat sciatic nerve. Acta Biomaterialia. 10 (11), 4650-4660 (2014).
  38. Zollo, L., et al. Restoring tactile sensations via neural interfaces for real-time force-and-slippage closed-loop control of bionic hands. Science Robotics. 4 (27), (2019).
  39. George, J. A., et al. Long-term performance of Utah slanted electrode arrays and intramuscular electromyographic leads implanted chronically in human arm nerves and muscles. Journal of Neural Engineering. 17 (5), 056042 (2020).
  40. Wendelken, S., et al. Restoration of motor control and proprioceptive and cutaneous sensation in humans with prior upper-limb amputation via multiple Utah Slanted Electrode Arrays (USEAs) implanted in residual peripheral arm nerves. Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 14 (1), 121 (2017).
  41. Yang, Z., et al. Noise characterization, modeling, and reduction for in vivo neural recording. Proceedings of the 23rd Annual Conference on Neural Information Processing Systems (NIPS 09). , 2160-2168 (2009).
  42. Ursu, D. C., et al. In vivo characterization of regenerative peripheral nerve interface function. Journal of Neural Engineering. 13 (2), 026012 (2016).
  43. Lotti, F., et al. Invasive intraneural interfaces: Foreign body reaction issues. Frontiers in Neuroscience. 11, 497-497 (2017).
  44. Stiller, A. M., et al. A meta-analysis of intracortical device stiffness and its correlation with histological outcomes. Micromachines. 9 (9), 443 (2018).
  45. Kung, T. A., et al. Regenerative peripheral nerve interface viability and signal transduction with an implanted electrode. Plastic and Reconstructive Surgery. 133 (6), 1380-1394 (2014).
  46. Kubiak, C. A., Kemp, S. W. P., Cederna, P. S. Regenerative peripheral nerve interface for management of postamputation neuroma. JAMA Surgery. 153 (7), 681-682 (2018).
  47. Vu, P. P., et al. A regenerative peripheral nerve interface allows real-time control of an artificial hand in upper limb amputees. Science Translational Medicine. 12 (533), (2020).
  48. Svientek, S. R., et al. Fabrication of the composite regenerative peripheral nerve interface (C-RPNI) in the adult rat. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (156), e60841 (2020).
  49. Ursu, D., et al. Adjacent regenerative peripheral nerve interfaces produce phase-antagonist signals during voluntary walking in rats. Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 14 (1), 33 (2017).
  50. Vu, P. P., et al. Closed-loop continuous hand control via chronic recording of regenerative peripheral nerve interfaces. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 26 (2), 515-526 (2018).
  51. Urbanchek, M. G., et al. Development of a Regenerative Peripheral Nerve Interface for Control of a Neuroprosthetic Limb. BioMed Research International. 2016, 5726730 (2016).
  52. Kubiak, C. A., et al. Physiologic signaling and viability of the Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI) for intact peripheral nerves. Journal of Neural Engineering. 18 (4), (2021).
  53. Rocha, J. A., et al. Diagnostic investigation and multidisciplinary management in motor neuron disease. Journal of Neurology. 252 (12), 1435-1447 (2005).
  54. Haastert, K., et al. Nerve repair by end-to-side nerve coaptation: histologic and morphometric evaluation of axonal origin in a rat sciatic nerve model. Neurosurgery. 66 (3), 567-576 (2010).
  55. Hayashi, A., et al. Collateral sprouting occurs following end-to-side neurorrhaphy. Plastic and Reconstructive Surgery. 114 (1), 129-137 (2004).
  56. Hu, Y., et al. Regenerative peripheral nerve interface free muscle graft mass and function. Muscle & Nerve. 63 (3), 421-429 (2021).
  57. Carr, M. M., et al. Strain differences in autotomy in rats undergoing sciatic nerve transection or repair. Annals of Plastic Surgery. 28 (6), 538-544 (1992).
  58. Sporel-Özakat, R. E., et al. A simple method for reducing autotomy in rats after peripheral nerve lesions. Journal of Neuroscience Methods. 36 (2), 263-265 (1991).
  59. Lemon, R. N., Mantel, G. W. H., Rea, P. A. Recording and identification of single motor units in the free-to-move primate hand. Experimental Brain Research. 81 (1), (1990).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

179 MC RPNI

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved