JoVE Logo

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

الجراحة المعدلة هي طريقة مبسطة لنموذج إصابة الأعصاب التي تم تجنيبها الفئران أو الفئران والتي تتطلب ربطا واحدا فقط وقطعا واحدا لإصابة كل من الأعصاب الشظوية والجدارية الشائعة.

Abstract

إصابة الأعصاب النجاة (SNI) هو نموذج حيواني يحاكي الأعراض الأساسية لإصابة الأعصاب الطرفية لدراسة الآلية الجزيئية والخلوية لألم الأعصاب في الفئران والجرذان. يوجد حاليا نوعان من نماذج SNI ، أحدهما لقطع وربط الأعصاب الشظوية والظنبوبية المشتركة مع العصب الجداري السليم ، والذي يعرف باسم SNIs في هذه الدراسة ، والآخر لقطع وربط الأعصاب الشظوية المشتركة والأعصاب الجدارية مع العصب الظنبوبي السليم ، والذي يعرف بأنه SNIt في هذه الدراسة. نظرا لأن العصب الجداري حسي بحت بينما يحتوي العصب الظنبوبي على كل من الألياف الحركية والحسية ، فإن نموذج SNIt لديه عجز حركي أقل بكثير من نموذج SNIs. في نموذج الماوس SNIt التقليدي ، يتم قطع الأعصاب الشظوية والجدران الشائعة وربطها بشكل منفصل. هنا يتم وصف طريقة جراحة SNIt المعدلة لإتلاف كل من الأعصاب الشظوية والجدارية الشائعة بربط واحد فقط وقطع واحد مع وقت إجراء أقصر ، وهو أسهل في الأداء ويقلل من المخاطر المحتملة لتمديد الأعصاب الوركية أو الظنبوبية ، وينتج فرط الحساسية الميكانيكية المماثلة لنموذج SNIt التقليدي.

Introduction

ألم الأعصاب الناجم عن إصابة الأعصاب بعد الجراحة أو الصدمة له عبء اقتصادي كبير يضعف نوعية الحياة. تم تطوير مجموعة من نماذج إصابة الأعصاب ، بما في ذلك ربط العصب الشوكي (SNL) 1 ، وإصابة الانقباض المزمن (CCI) 2 للعصب الوركي ، وربط العصب الوركي الجزئي (pSNL) 3 ، ومعاملة العصب الوركي (SNT) 4 وإصابة العصب الخالي (SNI) 5،6،7،8 ، بنجاح لمحاكاة الأعراض الأساسية لإصابة الأعصاب الطرفية في الجرذان والفئران لدراسة الآلية الجزيئية والخلوية ل آلام الأعصاب6،7،8،9،10. ومع ذلك ، فإن كل نموذج جراحي له فوائده وقيوده ، لذلك يجب إيلاء اهتمام خاص لاستكشاف وتطوير نماذج الجراحة10.

ينتج نموذج SNI للقوارض فرط الحساسية على المدى الطويل للتحفيز الميكانيكي. ومع ذلك ، فإنه مربك إلى حد ما لأن هناك نموذجين مختلفين من SNI. تم تطوير نموذج SNI الأولي في مختبر وولف ، حيث أصيبت الأعصاب الشظوية والظنبوبية المشتركة ، تاركة العصب الجداري سليما 5,6. تم تطوير نموذج SNI الثاني في مختبر Basbaum ، حيث أصيبت الأعصاب الشظوية المشتركة والأعصاب الجدارية ، تاركة العصب الظنبوبي سليما 7,8. يعرف نموذج وولف الأولي بأنه SNIs هنا لأن العصب الجداري يترك سليما، ويعرف نموذج باسباوم بأنه SNIt هنا لأن العصب الظنبوبي يترك سليما. نظرا لأن العصب الجداري حسي بحت بينما يحتوي العصب الظنبوبي على كل من الألياف الحركية والحسية ، فإن نموذج SNIt لديه عجز حركي أقل بكثير من نموذج SNIs. ومع ذلك ، على عكس نموذج SNIs ، لا تطور الفئران في نموذج SNIt فرط الحساسية الحرارية ، ولكن فرط الحساسية الميكانيكية يتطور في كلا النموذجين. على الرغم من أن نموذج SNIt هو إجراء سهل نسبيا ، إلا أنه يتطلب ربط الأعصاب الشظوية الجدارية والشائعة بشكل منفصل مع وجود خطر محتمل لتمديد الأعصاب الوركية أو الظنبوبية6،7،8،9.

الأعصاب الشظوية والظنبوبية والجدارية الشائعة هي ثلاثة فروع للعصب الوركي ويمكن تحديدها بوضوح عند الحافة العلوية لعضلة الساق (الشكل 1): يمر العصب الظنبوبي تحت عضلة الساق ، والشظوية المشتركة (الجانب الرأسي) والعصب الجداري (الجانب الذيلي) فوق عضلة الساق11. بناء على ميزاته التشريحية ، تم تطوير إجراء جراحة SNIt للفأر المعدل لربط الأعصاب الشظوية والجدارية المشتركة مع ربط عصبي واحد فقط وقطع عصب واحد ، مما يؤدي إلى تقصير وقت الإجراء.

Protocol

تمت الموافقة على التجارب على من قبل لجنة رعاية واستخدام المؤسسية بجامعة كاليفورنيا في سان فرانسيسكو وأجريت وفقا لدليل المعاهد الوطنية للصحة لرعاية واستخدام المختبر. تم استخدام الفئران البالغة C57BL / 6 التي تزن 20-30 جم في هذه الدراسة. تم إجراء تقييم فون فراي بين الساعة 1:00 مساء و 3:00 مساء.

1. التخدير وإعداد الماوس

  1. ضع فأرا في حجرة بلاستيكية مملوءة ب 2٪ إيزوفلوران في O2 بمعدل تدفق 1.0 لتر / دقيقة حتى يتم تخديره بالكامل.
  2. تغطية العينين مع مرهم العيون باستخدام قضيب القطن والصوف.
  3. ضع خطم الفأر في مخروط أنف مرن مع تدفق إيزوفلوران بنسبة 2٪ طوال العملية الجراحية.
  4. ضع الماوس في الموضع الجانبي الأيمن. حافظ على الساق اليسرى مع ثني الركبة وثبتها بشريط لاصق.
  5. قم بإزالة الشعر حول منطقة الفخذ والركبة باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية وكريم لإزالة الشعر. تطهير الجلد مع 2 ٪ الكلورهيكسيدين و 70 ٪ الكحول.
  6. تأكد من عمق التخدير الكافي قبل الجراحة عن طريق اختبار عدم الاستجابة لمحفز القرص على الطرف الخلفي أو الذيل باستخدام الملقط كمعيار. توفير الدعم الحراري للماوس.
    ملاحظة: لم يتم استخدام مخدر موضعي أو مضادات الالتهاب غير الستيروئيدية قبل وبعد إجراء نموذج SNIt لأن التخدير الموضعي ومضادات الالتهاب غير الستيروئيدية تقلل بشكل كبير من سلوك ألم الأعصاب بعد SNIt12.

2. جراحة SNIt المعدلة

  1. قطع شق 1 سم بدءا من أول 1/3 من الخط الأفقي الذي يعبر الركبة بزاوية 30 درجة تقريبا من الخط الرأسي بمشرط (الشكل 2 أ).
  2. يمكن تصور خطين أبيضين تحت العضلة ذات الرأسين الفخذية (BFM) بعد فصل شق الجلد ، مع الخط السميك الإنسي (الرأسي) مثل عظم الفخذ والخط الرفيع الجانبي (الذيلي) مثل العصب الوركي (الشكل 2 ب).
  3. تشريح حادة BFM على طول الخط الأبيض الذيلي مع ملقط دقيق منحني ومقص دقيق لفضح العصب الوركي. تجنب تلف الأوعية الدموية أثناء التسلخ الحاد. في حالة حدوث تلف عرضي للأوعية الدموية ، استخدم مسحات معقمة من الصوف القطني لامتصاص الدم وممارسة الضغط المناسب لوقف النزيف.
  4. التفريق بين الفروع الثلاثة من العصب الوركي عند الحافة العلوية لعضلة الساق. العصب الظنبوبي هو الذي يمر بأكبر قطر تحت عضلة الساق ، في حين أن الأعصاب الجدارية (الجانبية ، أصغر قطر) والعصب الشظوي المشترك (الإنسي) تعمل فوق عضلة الساق (الشكل 2C والشكل 3A).
  5. اعتمادا على كيفية تشريح BFM وفتحه ، تصور العصب الشظوي المشترك على أنه جانبي (الشكل 2C) أو وسطي (الشكل 3A) إلى العصب الظنبوبي.
  6. افصل الأعصاب الشظوية والجدران الشائعة عن الأنسجة المجاورة باستخدام ملقط دقيق منحني.
  7. اربط الأعصاب الشظوية والجدارية المشتركة مع خياطة 6-0 ، حيث يمتد كلا العصبين فوق عضلة الساق ، لكن العصب الظنبوبي يمر تحت عضلة الساق (الشكل 2D والشكل 3B ، C). مراقبة الطرف للانقباض بعد الرباط الضيق. بالنسبة للطريقة التقليدية ، قم بربط الأعصاب الشظوية والجدران الشائعة بشكل منفصل.
  8. قطع العصب في جزء بعيد في غضون 2-4 ملم من الربط مع زوج من مقص صغير. تأكد من بقاء العصب الظنبوبي على حاله أثناء الإجراء بأكمله. بالنسبة للطريقة التقليدية ، قم بقطع الأعصاب الشظوية والجدارية الشائعة في الجزء البعيد في غضون 2-4 مم من الربط وإزالة قسم 2 مم ، بشكل منفصل.
  9. أغلق الطبقة العضلية بخياطة حريرية 6-0 وشق الجلد بمشابك الجرح.
  10. بعد الجراحة ، أعد الفئران إلى غرفة حتى الشفاء التام من التخدير. تحقق يوميا من الشقوق السليمة ، وتناول الطعام الطبيعي ، واستهلاك المياه ، وحالة الجسم العامة ، والحركات المنتظمة ، والاستمالة. إزالة مقاطع الجرح بعد 7-14 يوما من الجراحة.

3. تقييم فون فراي للعتبة الميكانيكية

  1. تأقلم الفئران لمدة 6 أيام مع بيئة غرفة الاختبار ومواد الاختبار لإجراء تقييم فون فراي. ضع الفئران في أسطوانات بلاستيكية شفافة على شبكة سلكية مرتفعة لمدة 1 ساعة من التعود. ضع أوراقا بيضاء بين كل أسطوانة لمنع أي إشارة بصرية من كل اختبار.
  2. خلال هذه الفترة ، أداء التعود كل 2 أيام ، وقياس خط الأساس من خيوط فون فراي الأحادية تحت منتصف أخمصي مخلب الخلف بعد التعود الأخير.
  3. إجراء تقييم فون فراي مع اختبار أعمى. حفز منتصف أخمصي المخلب الخلفي بخيوط فون فراي باستخدام النموذج13 من أعلى إلى أسفل. ضع خيوط فون فراي على السطح الأخمصي بشكل عمودي مع القوة المطبقة لإحداث تجعيد طفيف.
  4. تحقق من الاستجابات الإيجابية مثل الانسحاب المفاجئ للمخلب أو الخفقان المفاجئ أو لعق المخلب المفاجئ. مارس المثير التالي في فترة زمنية مقدارها 5 ثوان لتجنب تأثير المثير السابق.
  5. تأكيد العتبة الميكانيكية لكل مخلب عن طريق أخذ 3 جلسات في المتوسط.
  6. بناء على عتبة سحب المخلب الخلفي بنسبة 50٪ التي تحددها طريقة أعلى لأسفل ، استخدم طريقة الاستجابة المئوية مع خيوط 0.16 جم لتقييم الفرق بشكل أكبر.
  7. سجل النسبة المئوية للاستجابات الإيجابية بعد 10 محفزات من خيوط 0.16 g المطبقة على منتصف أخمصي المخلب الخلفي بغض النظر عن الاستجابات.
  8. قم بإجراء تقييمات فون فراي في اليوم الأول قبل الجراحة ، وبعد الجراحة في الأيام 1 و 3 و 5 و 7 و 14.

4. التحليل الإحصائي

  1. الإبلاغ عن البيانات المستمرة الموزعة عادة كمتوسط ± الخطأ المعياري للمتوسط (SEM). تحليل البيانات المستمرة مع 2-tailed t-test أو ثنائي الاتجاه المتكرر ANOVA. معالجة جميع البيانات باستخدام برنامج التحليل الإحصائي ذات دلالة إحصائية عند مستوى p < 0.05.

النتائج

مقارنة وقت الإجراء بين الطرق المعدلة والتقليدية.
تم تسجيل وقت الإجراء من بداية قطع الجلد إلى نهاية إغلاق الجلد في 5 فئران مع النهج المعدل و 5 الفئران مع النهج التقليدي ، على التوالي. تم استخدام عدد قليل من للحصول على نتائج ذات دلالة إحصائية. بالمقارنة مع التحكم ?...

Discussion

بالمقارنة مع طريقة SNIt التقليدية للفأر التي تربط العصب الشظوي المشترك والعصب الجداري بشكل منفصل6،7،8،9 ، فإن نموذج SNIt المعدل له ثلاث مزايا: (1) لديه خطر أقل للإصابة أو تمدد الأعصاب الوركية أو الظنبوبية. (2...

Disclosures

يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.

Acknowledgements

Z.G. مدعوم من قبل NINDS R01NS100801.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
6-0 sutureHenry Schein9007482Nerve ligation and close the muscular layer
Iris ScissorsIntegra Miltex12460598Cut muscle and fascia
Mayo dissecting scissorsFisherbrand895120Cut skin incision
Micro forcepFisherbrand16100110Blunt dissection biceps femoris muscle
Micro ScissorsExcelta17467496Cut nerve
Microdissection ForcepsFisherbrand16100123Separate the common peroneal and the sural nerves from the neighboring tissues
Needle HolderFisherbrand8966Hold 6-0 needle
Prism softwareGraph Padversion 8.0Statistical analysis software
Wound clipsRoboz SurgicalNC1878744Close skin incision

References

  1. Chung, J. M., Kim, H. K., Chung, K. Segmental spinal nerve ligation model of neuropathic pain. Methods in Molecular Medicine. 99, 35-45 (2004).
  2. Vissers, K., Adriaensen, H., De Coster, R., De Deyne, C., Meert, T. F. A chronic-constriction injury of the sciatic nerve reduces bilaterally the responsiveness to formalin in rats: a behavioral and hormonal evaluation. Anesthesia and Analgesia. 97 (2), 520-525 (2003).
  3. Malmberg, A. B., Basbaum, A. I. Partial sciatic nerve injury in the mouse as a model of neuropathic pain: behavioral and neuroanatomical correlates. Pain. 76 (1-2), 215-222 (1998).
  4. Moore, K. A., et al. Partial peripheral nerve injury promotes a selective loss of GABAergic inhibition in the superficial dorsal horn of the spinal cord. The Journal of Neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 22 (15), 6724-6731 (2002).
  5. Decosterd, I., Woolf, C. J. Spared nerve injury: an animal model of persistent peripheral neuropathic pain. Pain. 87 (2), 149-158 (2000).
  6. Cichon, J., Sun, L., Yang, G. Spared Nerve Injury Model of Neuropathic Pain in Mice. Bio-Protocol. 8 (6), 2777 (2018).
  7. Shields, S. D., Eckert, W. A., Basbaum, A. I. Spared nerve injury model of neuropathic pain in the mouse: a behavioral and anatomic analysis. The Journal of Pain. 4 (8), 465-470 (2003).
  8. Guan, Z., et al. Injured sensory neuron-derived CSF1 induces microglial proliferation and DAP12-dependent pain. Nature Neuroscience. 19 (1), 94-101 (2016).
  9. Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (54), e3092 (2011).
  10. Challa, S. R. Surgical animal models of neuropathic pain: Pros and Cons. The International Journal of Neuroscience. 125 (3), 170-174 (2015).
  11. Kosaka, Y., et al. Development and persistence of neuropathic pain through microglial activation and KCC2 decreasing after mouse tibial nerve injury. Brain Research. 1733, 146718 (2020).
  12. Parisien, M., Lima, L. V., Dagostino, C., El-Hachem, N., Drury, G. L., Grant, A. V., Huising, J., Verma, V., Meloto, C. B., Silva, J. R., Dutra, G. C. S., Markova, T., Dang, H., Tessier, P. A., Slade, G. D., Nackley, A. G., Ghasemlou, N., Mogil, J. S., Allegri, M., Diatchenko, L. Acute inflammatory response via neutrophil activation protects against the development of chronic pain. Sci Transl Med. 14 (644), eabj9954 (2022).
  13. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. Journal of Neuroscience Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  14. Bourquin, A. F., et al. Assessment and analysis of mechanical allodynia-like behavior induced by spared nerve injury (SNI) in the mouse. Pain. 122 (1-2), 1-14 (2006).
  15. Sulaiman, W., Gordon, T. Neurobiology of peripheral nerve injury, regeneration, and functional recovery: from bench top research to bedside application. The Ochsner Journal. 13 (1), 100-108 (2013).
  16. Kochi, T., et al. Characterization of the arterial anatomy of the murine hindlimb: functional role in the design and understanding of ischemia models. PLoS One. 8 (12), 84047 (2013).
  17. Omori, Y., et al. A mouse model of sural nerve injury-induced neuropathy: gabapentin inhibits pain-related behaviors and the hyperactivity of wide-dynamic range neurons in the dorsal horn. Journal of Pharmacological Sciences. 109 (4), 532-539 (2009).
  18. Colloca, L., et al. Neuropathic pain. Nature Reviews. Disease Primers. 3, 17002 (2017).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

SNI

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Research

Education

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved