JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف البروتوكول طريقة خطوة بخطوة لإعداد نموذج جلدي مصاب خارج الجسم الحي مصاب بالمكورات العنقودية الذهبية. يحاكي هذا النموذج عالي الإنتاجية العدوى في الجسم الحي بشكل أفضل مقارنة بتقنيات علم الأحياء الدقيقة التقليدية ويقدم للباحثين منصة ذات صلة من الناحية الفسيولوجية لاختبار فعالية مضادات الميكروبات الناشئة.

Abstract

يعد تطوير مضادات الميكروبات عملية مكلفة مع معدلات نجاح منخفضة بشكل متزايد ، مما يجعل المزيد من الاستثمار في أبحاث اكتشاف مضادات الميكروبات أقل جاذبية. يمكن جعل اكتشاف الأدوية المضادة للميكروبات وتسويقها لاحقا أكثر ربحا إذا كان من الممكن تنفيذ نهج الفشل السريع والرخيص في مراحل تحسين الرصاص حيث يتمتع الباحثون بسيطرة أكبر على تصميم الأدوية وصياغتها. في هذه المقالة ، تم وصف إعداد نموذج جلد مصاب بالغنام خارج الجسم الحي مصاب بالمكورات العنقودية الذهبية ، وهو بسيط وفعال من حيث التكلفة وعالي الإنتاجية وقابل للتكرار. تحاكي الفسيولوجيا البكتيرية في النموذج أنه أثناء العدوى يعتمد الانتشار البكتيري على قدرة العامل الممرض على إتلاف الأنسجة. يتم التحقق من إنشاء عدوى الجرح من خلال زيادة في عدد البكتيريا القابلة للحياة مقارنة باللقاح. يمكن استخدام هذا النموذج كمنصة لاختبار فعالية مضادات الميكروبات الناشئة في مرحلة تحسين الرصاص. يمكن القول إن توافر هذا النموذج سيوفر للباحثين الذين يطورون مضادات الميكروبات نموذجا سريعا ورخيصا ، مما سيساعد على زيادة معدلات النجاح في التجارب اللاحقة على الحيوانات. وسيسهل النموذج أيضا الحد من استخدام الحيوانات وتحسينه لأغراض البحوث، وفي نهاية المطاف يمكن من ترجمة أسرع وأكثر فعالية من حيث التكلفة لمضادات الميكروبات الجديدة لالتهابات الجلد والأنسجة الرخوة إلى العيادة.

Introduction

تعد الالتهابات الجلدية قضية عالمية مهمة ، مع تكاليف اقتصادية كبيرة لمقدمي الرعاية الصحية في جميع أنحاء العالم. يلعب تطور مقاومة الأدوية المتعددة وتكوين الأغشية الحيوية بواسطة مسببات الأمراض دورا رئيسيا في انتشار الجروح غير الملتئمة1،2،3،4. نتيجة لذلك ، تعد التهابات الجلد والأنسجة الرخوة أحد الأسباب الأكثر شيوعا لتمديد فترة الاستشفاء وإعادة القبول اللاحقة5. التأخير في التئام الجروح مكلف لكل من المرضى ومقدمي الرعاية الصحية ، حيث تشير بعض التقديرات إلى أن حوالي 6.5 مليون مريض يتأثرون سنويا في الولايات المتحدة. في المملكة المتحدة ، تؤدي الالتهابات الجلدية والمضاعفات المرتبطة بها إلى ما يقرب من 75000 حالة وفاة سنويا2،4،6.

المكورات العنقودية الذهبية (S. aureus) هي ممرض هائل للجرح يتم عزله بشكل متكرر عن جروح المرضى 2,7. زاد معدل ظهور مقاومة الأدوية المتعددة بشكل كبير في 2000s. خلال هذا الوقت ، كان حوالي 60٪ من التهابات الجلد البكتيرية الحادة والتهابات بنية الجلد إيجابية للثقافة لمقاومة الميثيسيلين 1. يشير العدد المتزايد من السلالات المقاومة للأدوية المتعددة بين المكورات العنقودية ، وفي الواقع مسببات الأمراض الأخرى ، خلال العقود الماضية 2 إلى الحاجة الملحة للتطوير السريع للمضادات الحيوية مع طرق جديدة للعمل يمكنها التغلب على المقاومة.

ومع ذلك ، منذ أوائل عام 2000 ، سيطرت على برامج اكتشاف المضادات الحيوية أوقات نمو أطول ومعدلات نجاح منخفضة ، حيث دخلت 17٪ فقط من المضادات الحيوية الجديدة التجارب السريرية في الولايات المتحدة على موافقة السوق8. يشير هذا إلى وجود تباين بين نتائج الاختبارات المختبرية للمضادات الحيوية الناشئة ونتائجها السريرية . يمكن القول أن هذا التباين يرجع إلى حد كبير إلى الاختلافات في فسيولوجيا البكتيريا أثناء العدوى في الجسم الحي وخلال الطرق الميكروبيولوجية التقليدية عند اختبار فعالية المضادات الحيوية في المراحل قبل السريرية في المختبر . لذلك ، هناك حاجة إلى طرق معملية جديدة أكثر تمثيلا لعلم وظائف الأعضاء البكتيرية أثناء العدوى لتحسين معدلات النجاح في برامج اكتشاف المضادات الحيوية.

تشمل الطرق الحالية لدراسة الالتهابات الجلدية دراسات على الحيوانات الحية (مثل الفئران) ، ونماذج الجلد خارج الجسم الحي (مثل الخنازير) ، ونماذج الجلد المهندسة بالأنسجة ثلاثية الأبعاد (مثل الإنسان) 9،10،11،12. يتم تنظيم الدراسات في الحيوانات الحية بشكل صارم ولها إنتاجية منخفضة نسبيا. في النماذج الحيوانية ، تسبب الجروح والعدوى ضائقة كبيرة للحيوانات وتثير مخاوف أخلاقية. تتطلب نماذج الجلد البشري ، خارج الجسم الحي أو الأنسجة المهندسة ، موافقة أخلاقية ، والامتثال للتشريعات المحلية والعالمية (قانون الأنسجة البشرية ، إعلان هلسنكي) ، وهناك صعوبة في الحصول على الأنسجة ، مع بعض الطلبات التي تستغرق سنوات للوفاءبها 13,14. كلا النوعين من النماذج كثيفة العمالة ويتطلبان خبرة كبيرة لضمان النجاح التجريبي. تتطلب بعض نماذج عدوى الجلد خارج الجسم الحي الحالية أقراصا وإضافات ملقحة مسبقا لسرير الجرح لتمكين العدوى. على الرغم من أن هذه النماذج مفيدة بشكل لا يصدق ، إلا أن هناك قيودا في عملية العدوى حيث تحد المواد المضافة من استخدام سرير الجرح كمصدر للمغذيات10،15،16،17. لا يستخدم النموذج الموصوف في هذه الدراسة أي إضافات إلى سرير الجرح ، مما يضمن أن أمراض العدوى وعدد الخلايا القابلة للحياة هي نتيجة للاستخدام المباشر لسرير الجرح كمصدر وحيد للمغذيات.

نظرا للحاجة إلى طرق مختبرية جديدة ، تم تطوير نموذج جديد عالي الإنتاجية خارج الجسم الحي للعدوى الجلدية لاستخدامه في تقييم فعالية المضادات الحيوية الناشئة. تواجه دراسات عدوى الجلد العديد من التحديات - التكاليف المرتفعة ، والمخاوف الأخلاقية ، والنماذج التي لا تظهر صورة كاملة20,21. تسمح نماذج Ex vivo ونماذج 3D explant بتصور أفضل لعملية المرض ويمكن أن يكون للعلاجات تأثير من نموذج أكثر صلة سريريا. هنا ، يتم وصف إعداد نموذج جديد لجلد الأغنام ، وهو بسيط وقابل للتكرار وذو صلة سريريا وله إنتاجية عالية. تم اختيار جلد الأغنام لأن الأغنام هي واحدة من الثدييات الكبيرة التي يشيع استخدامها لنمذجة الاستجابات للعدوى في الجسم الحي. علاوة على ذلك ، فهي متاحة بسهولة من المسالخ ، مما يضمن إمدادا ثابتا بالجلد للبحث ، ولا يتم حرق جثثها ، مما يضمن جودة الأنسجة الجيدة. استخدمت هذه الدراسة S. aureus كممرض نموذجي. ومع ذلك ، فإن النموذج يعمل بشكل جيد مع الكائنات الحية الدقيقة الأخرى.

Protocol

تم استخدام رؤوس الحملان من مسلخ R.B Elliott و Son كمصدر لعينات الجلد في هذا المشروع. تم ذبح جميع الحملان للاستهلاك كغذاء. بدلا من التخلص من الرؤوس ، تم إعادة توجيهها للبحث. لم تكن الموافقة الأخلاقية مطلوبة حيث تم الحصول على الأنسجة من النفايات التي تم التخلص منها من المسالخ.

1. التعقيم

  1. تطهير الملقط قبل جمع الرؤوس عن طريق أخذ ملقط نظيف وإجراء التعقيم بالحرارة الجافة في فرن على حرارة 200 درجة مئوية لمدة 1 ساعة. الأوتوكلاف جميع الأواني الزجاجية على حرارة 121 درجة مئوية لمدة 15 دقيقة قبل الاستخدام.
  2. تنفيذ جميع الأعمال الموصوفة داخل خزانة فئة علم الأحياء الدقيقة 2. تحضير جميع الكواشف وفقا لتعليمات الشركة المصنعة.

2. جمع العينات

  1. في المسلخ ، تم ذبح حملان Swaledale عن طريق الصعق باستخدام الكهرباء أو مسدس الترباس الأسير وطردها. جمع رؤوس الضأن لا يزيد عن 4 ساعات بعد الذبح.

3. تحضير الرؤوس

  1. قم بتطهير قسم الجبهة من الحمل عن طريق سكب ما يقرب من 100 مل من محلول ثاني أكسيد الكلور 200 جزء في المليون على منطقة العينة. احلق قسم الجبهة من الرأس باستخدام كليبرز كهربائي واغسل المنطقة ب 200 مل من محلول ثاني أكسيد الكلور 200 جزء في المليون.
  2. امسح المنطقة بالإيثانول واللفائف الزرقاء وقم بتغطية منطقة العينة بكريم إزالة الشعر لمدة 35 دقيقة. اكشط كريم إزالة الشعر برفق باستخدام أداة كشط وقم بتقييم منطقة العينة. إذا بقيت كمية كبيرة من الشعر ، كرر عملية إزالة الشعر.
  3. استخدم 200 مل أخرى من محلول ثاني أكسيد الكلور لشطف المنطقة ، ثم اشطفها بالإيثانول وامسحها بلفافة زرقاء.
  4. باستخدام لكمة خزعة معقمة 8 مم ، قم بقطع عينات الجلد 8 مم من المنطقة المعدة. قم بإزالة العينات باستخدام ملقط معقم ومشرط مكون من 15 شفرة ، مما يضمن إزالة جميع الدهون الجلدية.
  5. ضع العينات في وعاء معقم سعة 0.5 لتر مملوء بمحلول ملحي معقم مخزن بالفوسفات (PBS) ، ثم انقلها إلى أنابيب معقمة سعة 50 مل مع 50 مل من محلول ثاني أكسيد الكلور 200 جزء في المليون ، واقلبها مرتين ، واتركها للتعقيم لمدة 30 دقيقة.
  6. أخرج العينات من محلول ثاني أكسيد الكلور واغسلها بوضعها في أنبوب سعة 50 مل مملوء ب 40 مل من PBS المعقم. بمجرد غسلها ، ضع كل عينة جلد فردية في بئر منفصل من لوحة 24 بئر.
  7. أضف 350 ميكرولتر من الوسط الدافئ مسبقا مع الحفاظ على العينة في واجهة الهواء والسائل. تكوين الوسائط على النحو التالي: وسائط MK (متوسطة 199 مع أملاح هانكس ، L-glutamate ، و 1.75 مجم / مل بيكربونات الصوديوم) و Ham's F12 بنسبة 1: 1 ، مع FBS مضاف (10٪ v / v) ، EGF (10 نانوغرام / مل) ، الأنسولين (5 ميكروغرام / مل) ، البنسلين الستربتومايسين (100 وحدة / مل) ، والأمفوتريسين B (2.5 ميكروغرام / مل).
  8. أغلق الألواح المكونة من 24 بئرا بختم لوحة منفذة للغاز واحتضانها عند 37 درجة مئوية في حاضنة أنسجة CO2 مرطبة بنسبة 5٪ لمدة تصل إلى 24 ساعة.

4. صيانة عينات الجلد

  1. بعد الحضانة ، قم بإزالة وسط الثقافة وشطف العينات في 500 ميكرولتر من PBS المعقمة. أضف وسائط خالية من المضادات الحيوية إلى كل عينة واحتضانها عند 37 درجة مئوية في حاضنة أنسجة CO2 مرطبة بنسبة 5٪ لمدة 24 ساعة لإزالة المضادات الحيوية المتبقية في العينة.
  2. إذا ظهرت عكارة أو عدوى فطرية في الوسائط الخالية من المضادات الحيوية بعد 24 ساعة ، فتخلص من العينة.

5. تحضير اللقاح

  1. تحضير أنبوب 50 مل مع 10 مل من مرق الصويا tryptic معقمة. خذ صفيحة أجار طازجة من S. aureus واستخدم مسحة لنقل عدة مستعمرات إلى المرق. احتضان لمدة 18 ساعة عند 37 درجة مئوية عند 150 دورة في الدقيقة.
  2. جهاز طرد مركزي بسرعة 4000 × جم لمدة 3 دقائق. قم بإزالة المادة الطافية وأعد تعليق حبيبات الخلية في 10 مل من PBS المعقم. كرر مرتين لضمان الغسيل الكافي للخلايا.
  3. اضبط اللقاح على 0.6 OD600 في PBS المعقم. قم بتأكيد حمل اللقاح عن طريق إجراء عدد يدوي قابل للتطبيق.

6. إصابة عينات الجلد

  1. قم بإعداد صفيحة جديدة من 24 بئرا مع 400 ميكرولتر من الوسائط الخالية من المضادات الحيوية التي تم تسخينها مسبقا وأضف إدخالات 24 بئرا باستخدام ملقط معقم.
  2. قم بإزالة الوسائط من عينات الجلد ، واغسلها ب 500 ميكرولتر من PBS المعقم ، وقم بإزالة الغسيل. استخدم ملقط معقم لتثبيت العينة برفق في قاع البئر.
  3. استخدم خزعة مثقوبة 4 مم لعمل رفرف جرح مركزي ، يخترق إلى عمق تقريبي من 1-2 مم. بعد ذلك ، استخدم مشرطا مكونا من 15 شفرة وملقط أنسجة معقم مسنن لإزالة الطبقة العليا من رفرف الجرح. قد يؤثر التباين في أبعاد الجرح على نتيجة العدوى ووحدات تشكيل مستعمرة نقطة النهاية (CFU).
  4. بمجرد إصابة جميع العينات ، قم بنقلها إلى إدخالات 24 بئرا باستخدام ملقط معقم. ماصة 15 ميكرولتر من اللقاح البكتيري في سرير الجرح. ثم احتضنها لمدة 24 ساعة عند 37 درجة مئوية في حاضنة أنسجة CO2 مرطبة بنسبة 5٪.
  5. إذا كانت فترات الحضانة الأطول ضرورية ، فقم بإزالة الوسائط واستبدالها بوسائط جديدة كل 24 ساعة واحتضانها في نفس الظروف.

7. تحديد الحمل البكتيري

  1. قم بإزالة الوسائط من قاع الآبار. باستخدام ملقط معقم ، انقل كل عينة إلى أنبوب منفصل سعة 50 مل مملوء ب 1 مل من PBS المعقم.
  2. استخدم خالطا ذو رأس رفيع لتجانس سطح العينة. احرص على التأكد من أن سرير الجرح على اتصال مباشر بطرف الخالط.
  3. تجانس كل عينة لمدة 35 ثانية على متوسط / مرتفع. يقوم الخالط بفصل البكتيريا عن سطح سرير الجرح للسماح بتعداد الحمل البكتيري.
  4. بمجرد معالجة جميع العينات ، دوامة كل عينة ، بدورها ، قبل سحب العينات. هذا لضمان خلط التجانس البكتيري.
  5. ماصة 20 ميكرولتر من التجانس الدوامي في البئر المقابل للوحة 96 بئرا تحتوي على 180 ميكرولتر من PBS المعقمة.
  6. قم بتخفيف كل عينة متجانسة بشكل تسلسلي إلى 1 × 10−7 وماصة 10 ميكرولتر من التجانس المخفف على صفيحة أجار الصويا التربتيك في ثلاث نسخ.
  7. احتضان صفيحة الآجار لمدة 18 ساعة عند 37 درجة مئوية. ثم احسب عدد المستعمرات لتحديد CFU لكل عينة.

النتائج

كان تحديد طريق لتعقيم الجلد قبل إعداد نموذج عدوى الجرح أمرا صعبا. يكمن التحدي في تعقيم الجلد دون الإضرار بطبقات الجلد المختلفة ، والتي قد يكون لها عواقب غير مقصودة في نتيجة العدوى. لتحديد نظام تعقيم مناسب ، تمت تجربة علاجات مختلفة لفترات زمنية متفاوتة ، كما هو موضح في الجدول 1. تم ت...

Discussion

يعد تطوير مضادات الميكروبات مشروعا مهما ولكنه مكلف وتقدر تكلفته بحوالي مليار دولار ويستغرق حوالي 15 عاما لإكماله. يتم إجراء أكثر من 90٪ من اكتشاف الأدوية المضادة للميكروبات والدراسات قبل السريرية لفعالية الأدوية المضادة للميكروبات من قبل باحثين أكاديميين وشركات صغيرة إلى متوسطة تضم عادة ...

Disclosures

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه

Acknowledgements

يود المؤلفون أن يشكروا EPSRC (EP / R513313 / 1) على التمويل. يود المؤلفون أيضا أن يشكروا R.B Elliot and Son Abattoir في كالو ، تشيسترفيلد ، على توفير رؤوس الحملان ولكونها ملائمة للغاية في المراحل الأولى من المشروع ، وكاسيا إيمري لدعمها طوال تطوير هذا البروتوكول ، وفيونا رايت من قسم العدوى والمناعة وأمراض القلب والأوعية الدموية في جامعة شيفيلد لمعالجة عينات الأنسجة وكونها مفيدة بشكل لا يصدق طوال هذا المشروع.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
24 Well Companion PlateSLS 353504
4 mm Biopsy PunchWilliams MedicalD7484
50 ml centrifuge tubesFisher Scientific 10788561
8 mm Biopsy PunchWilliams MedicalD7488
Amphotericin B solution, sterileSigma A2942
Colour Pro Style Cordless Hair ClipperWahl9639-2117XHair Clippers
Dual Oven IncubatorSLSOVe1020Sterilising oven
Epidermal growth factor SLSE5036-200UG
EthanolHoneywell458600-2.5L
F12 HAMSigmaN4888
Foetal bovine serum Labtech InternationalCA-115/500
ForcepsFisher Scientific15307805
Hair Removal CreamVeetNot applicable
Heracell VIOS 160iThermo Scientific15373212 Tissue culture incubator
Heraeus Megafuge 16RVWR521-2242Centrifuge
Homogenizer 220, HandheldFisher Scientific15575809
Homogenizer 220, plastic blending conesFisher Scientific 15585819
Insert Individual 24 well 0.4um membraneVWR International353095
Insulin, recombinant HumanSLS91077C-1G
Medium 199 (MK media)SigmaM0393
Microplate, cell culture Costar 96 wellFisher Scientific10687551
MultitronInforsNot applicableBacterial incubator
PBS tabletsSigma P4417-100TAB
Penicillin-StreptomycinSLS P0781
Plate sealsFisher ScientificESI-B-100
Safe 2020Fisher Scientific1284804Class II microbiology safety cabinet
Scalpel blade number 15Fisher ScientificO305
Scalpel Swann MortonFisher Scientific11849002
Sodium bicarbonateSigmaS5761-1KG
Toothed Allis Tissue ForcepsRocialleRSPU500-322
Tryptic Soy AgarMerck Life Science UK Limited14432-500G-F
Tryptic Soy BrothMerck Life Science UK Limited41298-500G-F
Vimoba TabletsQuip LabsVMTAB75BX

References

  1. Claeys, K. C., et al. Novel application of published risk factors for methicillin-resistant S. aureus in acute bacterial skin and skin structure infections. International Journal of Antimicrobial Agents. 51 (1), 43-46 (2018).
  2. Rahim, K., et al. Bacterial contribution in chronicity of wounds. Microbial Ecology. 73 (3), 710-721 (2017).
  3. Guest, J. F., Fuller, G. W., Vowden, P. Costs and outcomes in evaluating management of unhealed surgical wounds in the community in clinical practice in the UK: A cohort study. BMJ Open. 8 (12), 022591 (2018).
  4. Sen, C. K., et al. Human skin wounds: A major and snowballing threat to public health and the economy. Wound Repair and Regeneration. 17 (6), 763-771 (2009).
  5. Wilcox, M. H., Dryden, M. Update on the epidemiology of healthcare-acquired bacterial infections: Focus on complicated skin and skin structure infections. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 76, (2021).
  6. Han, G., Ceilley, R. Chronic wound healing: A review of current management and treatments. Advances in Therapy. 34 (3), 599-610 (2017).
  7. Percival, S. L., Hill, K. E., Malic, S., Thomas, D. W., Williams, D. W. Antimicrobial tolerance and the significance of persister cells in recalcitrant chronic wound biofilms. Wound Repair and Regeneration. 19 (1), 1-9 (2011).
  8. Dheman, N., et al. An analysis of antibacterial drug development trends in the United States, 1980-2019. Clinical Infectious Diseases. 73 (11), 4444-4450 (2021).
  9. MacNeil, S., Shepherd, J., Smith, L. Production of tissue-engineered skin and oral mucosa for clinical and experimental use. Methods in Molecular Biology. 695, 129-153 (2011).
  10. Yang, Q., et al. Development of a novel ex vivo porcine skin explant model for the assessment of mature bacterial biofilms. Wound Repair and Regeneration. 21 (5), 704-714 (2013).
  11. Malachowa, N., Kobayashi, S. D., Lovaglio, J., Deleo, F. R. Mouse model of Staphylococcus aureus skin infection. Methods in Molecular Biology. 1031, 109-116 (2013).
  12. Brandenburg, K. S., Calderon, D. F., Kierski, P. R., Czuprynski, C. J., Mcanulty, J. F. Novel murine model for delayed wound healing using a biological wound dressing with Pseudomonas aeruginosa biofilms. Microbial Pathogenesis. 122, 30-38 (2018).
  13. Bledsoe, M. J., Grizzle, W. E. The use of human tissues for research: What investigators need to know. Alternatives to Laboratory Animals. , (2022).
  14. Danso, M. O., Berkers, T., Mieremet, A., Hausil, F., Bouwstra, J. A. An ex vivo human skin model for studying skin barrier repair. Experimental Dermatology. 24 (1), 48-54 (2015).
  15. Torres, J. P., et al. Ex vivo murine skin model for B. burgdorferi biofilm. Antibiotics. 9 (9), 1-18 (2020).
  16. Zhao, G., et al. Delayed wound healing in diabetic (db/db) mice with Pseudomonas aeruginosa biofilm challenge: A model for the study of chronic wounds. Wound Repair and Regeneration. 18 (5), 467-477 (2010).
  17. Schierle, C. F., Dela Garza, M., Mustoe, T. A., Galiano, R. D. Staphylococcal biofilms impair wound healing by delaying reepithelialization in a murine cutaneous wound model. Wound Repair and Regeneration. 17 (3), 354-359 (2009).
  18. Trøstrup, H., et al. Pseudomonas aeruginosa biofilm aggravates skin inflammatory response in BALB/c mice in a novel chronic wound model. Wound Repair and Regeneration. 21 (2), 292-299 (2013).
  19. Thompson, M. G., et al. Evaluation of gallium citrate formulations against a multidrug-resistant strain of Klebsiella pneumoniae in a murine wound model of infection. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 59 (10), 6484-6493 (2015).
  20. Maboni, G., et al. A novel 3D skin explant model to study anaerobic bacterial infection. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 7, 404 (2017).
  21. Macneil, S. Progress and opportunities for tissue-engineered skin. Nature. 445 (7130), 874-880 (2007).
  22. Theuretzbacher, U., Outterson, K., Engel, A., Karlén, A. The global preclinical antibacterial pipeline. Nature Reviews Microbiology. 18 (5), 275-285 (2019).
  23. Miethke, M., et al. Towards the sustainable discovery and development of new antibiotics. Nature Reviews Chemistry. 5 (10), 726-749 (2021).
  24. Guedes, G. M. M., et al. Ex situ model of biofilm-associated wounds: Providing a host-like environment for the study of Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa biofilms. Journal of Applied Microbiology. 131 (3), 1487-1497 (2021).
  25. Johnson, C. J., et al. Augmenting the activity of chlorhexidine for decolonization of Candida auris from porcine skin. Journal of Fungi. 7 (10), 804 (2021).
  26. Horton, M. V., et al. Candida auris Forms High-Burden Biofilms in Skin Niche Conditions and on Porcine Skin. mSphere. 5 (1), 00910-00919 (2020).
  27. Ashrafi, M., et al. Validation of biofilm formation on human skin wound models and demonstration of clinically translatable bacteria-specific volatile signatures. Scientific Reports. 8, 1-16 (2018).
  28. Brackman, G., Coenye, T. In vitro and in vivo biofilm wound models and their application. Advances in Experimental Medicine and Biology. 897, 15-32 (2016).
  29. Rumbaugh, K. P., Carty, N. L. In Vivo Models of Biofilm Infection. Biofilm Infections. , 267-290 (2011).
  30. Boase, S., Valentine, R., Singhal, D., Tan, L. W., Wormald, P. J. A sheep model to investigate the role of fungal biofilms in sinusitis: Fungal and bacterial synergy. International Forum of Allergy & Rhinology. 1 (5), 340-347 (2011).
  31. Williams, D. L., et al. Experimental model of biofilm implant-related osteomyelitis to test combination biomaterials using biofilms as initial inocula. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 100 (7), 1888-1900 (2012).
  32. Scheerlinck, J. P. Y., Snibson, K. J., Bowles, V. M., Sutton, P. Biomedical applications of sheep models: From asthma to vaccines. Trends in Biotechnology. 26 (5), 259-266 (2008).
  33. Metcalfe, A. D., Ferguson, M. W. J. Tissue engineering of replacement skin: The crossroads of biomaterials, wound healing, embryonic development, stem cells and regeneration. Journal of the Royal Society Interface. 4 (14), 413-417 (2007).
  34. Kazemi-Darabadi, S., Sarrafzadeh-Rezaei, F., Farshid, A. A., Dalir-Naghadeh, B. Allogenous skin fibroblast transplantation enhances excisional wound healing following alloxan diabetes in sheep, a randomized controlled trial. International Journal of Surgery. 12 (8), 751-756 (2014).
  35. Martinello, T., et al. Allogeneic mesenchymal stem cells improve the wound healing process of sheep skin. BMC Veterinary Research. 14 (1), 1-9 (2018).
  36. Roberts, C. D., Windsor, P. A. Innovative pain management solutions in animals may provide improved wound pain reduction during debridement in humans: An opinion informed by veterinary literature. International Wound Journal. 16 (4), 968 (2019).
  37. Mazzone, L., et al. Bioengineering and in utero transplantation of fetal skin in the sheep model: A crucial step towards clinical application in human fetal spina bifida repair. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 14 (1), 58-65 (2020).
  38. Olkowska, E., Gržinić, G. Skin models for dermal exposure assessment of phthalates. Chemosphere. 295, 133909 (2022).
  39. Couto, N., et al. Label-free quantitative proteomics and substrate-based mass spectrometry imaging of xenobiotic metabolizing enzymes in ex vivo human skin and a human living skin equivalent model. Drug Metabolism and Disposition. 49 (1), 39-52 (2021).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

187

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved