JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

في هذا البروتوكول ، يتم وصف نموذج لزرع الكبد التقويمي الخنازير بعد التخزين البارد الثابت للأعضاء المانحة لمدة 20 ساعة دون استخدام مجازة وريدية وريدية أثناء التطعيم. يستخدم هذا النهج تقنية جراحية مبسطة مع تقليل المرحلة الكبدية وإدارة متطورة للحجم وضغط الأوعية.

Abstract

تعتبر زراعة الكبد المعيار الذهبي لعلاج مجموعة متنوعة من أمراض الكبد القاتلة. ومع ذلك ، فإن القضايا التي لم يتم حلها مثل فشل الكسب غير المشروع المزمن ، والنقص المستمر في المتبرعين بالأعضاء ، وزيادة استخدام الطعوم الهامشية تتطلب تحسين المفاهيم الحالية ، مثل تنفيذ تروية آلة الأعضاء. من أجل تقييم طرق جديدة لتجديد الكسب غير المشروع وتعديله ، هناك حاجة إلى نماذج متعدية. فيما يتعلق بأوجه التشابه التشريحية والفسيولوجية مع البشر والتقدم الأخير في مجال زراعة الأعضاء الأجانب ، أصبحت الخنازير الأنواع الحيوانية الكبيرة الرئيسية المستخدمة في نماذج الزرع. بعد التقديم الأولي لنموذج زرع الكبد التقويمي الخنازير بواسطة Garnier et al. في عام 1965 ، تم نشر العديد من التعديلات على مدار ال 60 عاما الماضية.

نظرا للسمات التشريحية المحددة ، يعتبر المجازة الوريدية الوريدية خلال المرحلة الكبدية ضرورة لتقليل احتقان الأمعاء ونقص التروية مما يؤدي إلى عدم استقرار الدورة الدموية والوفيات المحيطة بالجراحة. ومع ذلك ، فإن تنفيذ الالتفافية يزيد من التعقيد التقني واللوجستي للإجراء. علاوة على ذلك ، تم الإبلاغ سابقا عن المضاعفات المرتبطة بها مثل انسداد الهواء والنزيف والحاجة إلى استئصال الطحال في وقت واحد.

في هذا البروتوكول ، نصف نموذجا لزراعة الكبد التقويمي الخنازير دون استخدام المجازة الوريدية. يوضح تطعيم أكباد المتبرع بعد التخزين البارد الثابت لمدة 20 ساعة - محاكاة المعايير الموسعة لظروف المتبرع - أنه يمكن تنفيذ هذا النهج المبسط دون تغييرات كبيرة في الدورة الدموية أو الوفيات أثناء العملية ومع امتصاص منتظم لوظائف الكبد (على النحو المحدد من خلال إنتاج الصفراء واستقلاب CYP1A2 الخاص بالكبد). يتم ضمان نجاح هذا النهج من خلال تقنية جراحية محسنة وحجم تخدير متطور وإدارة الأوعية الدموية.

يجب أن يكون هذا النموذج ذا أهمية خاصة لمجموعات العمل التي تركز على الدورة التدريبية اللاحقة للجراحة مباشرة ، وإصابة نقص التروية ، والآليات المناعية المرتبطة بها ، وإعادة تكييف الأعضاء المانحة ذات المعايير الموسعة.

Introduction

لا يزال زرع الكبد هو الفرصة الوحيدة للبقاء على قيد الحياة في مجموعة متنوعة من الأمراض المختلفة التي تؤدي إلى الفشل الكبدي الحاد أو المزمن. منذ أول تطبيق ناجح له في البشرية في عام 1963 من قبل Thomas E. Starzl ، تطور مفهوم زراعة الكبد إلى خيار علاج موثوق به يتم تطبيقه في جميع أنحاء العالم ، ويرجع ذلك أساسا إلى التقدم في فهم الجهاز المناعي ، وتطوير كبت المناعة الحديث ، وتحسين الرعاية المحيطة بالجراحة والتقنيات الجراحية 1,2 . ومع ذلك ، فقد أدى شيخوخة السكان وارتفاع الطلب على الأعضاء إلى نقص المتبرعين ، مع زيادة استخدام الطعوم الهامشية من المتبرعين ذوي المعايير الموسعة وظهور تحديات جديدة في العقود الماضية. يعتقد أن إدخال ونوية آلة الأعضاء وتنفيذها على نطاق واسع يفتح مجموعة من الاحتمالات فيما يتعلق بتجديد الكسب غير المشروع وتعديله والمساعدة في التخفيف من نقص الأعضاء وتقليل وفيات قائمة الانتظار3،4،5،6.

من أجل تقييم هذه المفاهيم وآثارها في الجسم الحي ، تعد نماذج الزرع الانتقالية ضرورية7. في عام 1983 ، قدم Kamada et al. نموذجا فعالا لزراعة الكبد في الفئران والذي تم تعديله وتطبيقه على نطاق واسع من قبل مجموعات العمل في جميع أنحاء العالم8،9،10،11. يعد نموذج زراعة الكبد التقويمي في الفئران أكثر تطلبا من الناحية الفنية ، ولكنه أيضا أكثر قيمة من حيث قابلية النقل المناعي ، وقد تم الإبلاغ عنه لأول مرة في عام 1991 بواسطة Qian et al.12. على الرغم من المزايا المتعلقة بالتوافر ورعاية الحيوان والتكاليف ، فإن نماذج القوارض محدودة في قابليتها للتطبيق في البيئات السريرية7. وبالتالي ، هناك حاجة إلى نماذج حيوانية كبيرة.

في السنوات الأخيرة ، أصبحت الخنازير الأنواع الحيوانية الرئيسية المستخدمة في البحوث الانتقالية بسبب أوجه التشابه التشريحية والفسيولوجية مع البشر. علاوة على ذلك ، قد يؤدي التقدم الحالي في مجال زراعة الأعضاء الأجانب إلى زيادة أهمية الخنازير ككائنات بحثية13,14.

وصف Garnier et al. نموذج زرع الكبد في الخنازير في وقت مبكر من عام 196515. أبلغ العديد من المؤلفين ، بما في ذلك Calne et al. في عام 1967 و Chalstrey et al. في عام 1971 ، عن تعديلات لاحقة ، مما أدى في النهاية إلى مفهوم آمن وممكن لزراعة كبد الخنازير التجريبية في العقود التالية16،17،18،19،20،21.

في الآونة الأخيرة ، قدمت مجموعات عمل مختلفة بيانات فيما يتعلق بالقضايا الحالية في زراعة الكبد باستخدام تقنية زرع الكبد التقويمي الخنازير ، بما في ذلك دائما تقريبا الوريد الوريدي النشط أو السلبي ، أي بورتو كافال ، تجاوز19،22. والسبب في ذلك هو عدم تحمل الأنواع لقط الوريد الأجوف السفلي والوريد البابي خلال المرحلة الكبدية بسبب الأمعاء الأكبر نسبيا وعدد أقل من تحويلات بورتو كافال أو كافو كافال (على سبيل المثال ، عدم وجود الوريد azygos) ، مما يؤدي إلى زيادة المراضة والوفيات المحيطة بالجراحة23. تقنيات زرع الوريد الأجوف السفلي المطبقة على المتلقين من البشر كبديل غير مجدية لأن الوريد الأجوف السفلي للخنزير مغطى بأنسجة كبدية23.

ومع ذلك ، فإن استخدام المجازة الوريدية يزيد من التعقيد التقني واللوجستي في إجراء جراحي متطلب بالفعل ، وبالتالي قد يمنع مجموعات العمل من محاولة تنفيذ النموذج تماما. بصرف النظر عن التأثيرات الفسيولوجية والمناعية المباشرة للممر الجانبي ، أشار بعض المؤلفين إلى المراضة الكبيرة مثل فقدان الدم أو انسداد الهواء أثناء وضع التحويلة والحاجة إلى استئصال الطحال المتزامن ، مما قد يؤثر على النتائج قصيرة وطويلة الأجل بعد engraftment24,25.

يصف البروتوكول التالي تقنية بسيطة لزراعة الكبد التقويمي للخنازير بعد التخزين البارد الثابت لأعضاء المتبرع لمدة 20 ساعة ، والتي تمثل معايير ممتدة لظروف المتبرع دون استخدام المجازة الوريدية الوريدية أثناء التطعيم ، بما في ذلك شراء الكبد من المتبرع ، وإعداد الطاولة الخلفية ، واستئصال الكبد المتلقي ، وإدارة التخدير قبل وأثناء العملية.

يجب أن يكون هذا النموذج ذا أهمية خاصة لمجموعات العمل الجراحية التي تركز على الدورة التالية للجراحة مباشرة ، وإصابة نقص التروية ، وإعادة تكييف الأعضاء المانحة ذات المعايير الموسعة ، والآليات المناعية المرتبطة بها.

Protocol

أجريت هذه الدراسة في مختبر علوم الحيوان في كلية الطب في هانوفر بعد موافقة السلطة الإقليمية في ولاية سكسونيا السفلى لحماية المستهلك وسلامة الأغذية (Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit [LAVES]؛ 19/3146).

1. شراء الكبد المانحة

ملاحظة: كان المتبرعون بالكبد من إناث الخنازير المنزلية (Sus scrofa domesticus) ، الذين تتراوح أعمارهم بين 4-5 أشهر ويبلغ متوسط وزن الجسم حوالي 50 كجم ، والتي كانت بالفعل في الحجر الصحي في مرفق أبحاث الحيوانات لمدة لا تقل عن 10 أيام قبل الجراحة.

  1. يجب إجراء التخدير المسبق عن طريق الحقن العضلي للأتروبين (0.04-0.08 ملغم / كغم من وزن الجسم) ، زولازيبام (5 ملغم / كغ من وزن الجسم) ، والتيليتامين (5 ملغ / كغ من وزن الجسم). بعد إنشاء الوصول عن طريق الوريد (على سبيل المثال ، وريد الأذن) حث التخدير بحقن البروبوفول (1.5 - 2.5 ملغ / كغ من وزن الجسم).
  2. إجراء التنبيب مع أنبوب القصبة الهوائية 8.0-8.5 ملم ، وهذا يتوقف على حجم الحيوان والتشريح. إنشاء مراقبة تخطيط القلب الكهربائي ، وقياس غازات الجهاز التنفسي وتشبع الأكسجين المحيطي ، وقياس ضغط الدم غير الغازية.
  3. الحفاظ على التخدير في الخنازير أثناء شراء الكبد من متبرع عن طريق استنشاق إيزوفلوران (0.8-1.5 حجم٪) وتطبيق الفنتانيل عن طريق الوريد (0.003-0.007 ملغم / كغم من وزن الجسم). قم بإجراء تهوية يتم التحكم في حجمها طوال الإجراء.
  4. بعد وضع الخنزير المانح في وضع ضعيف وتثبيت الأطراف في قاعدة طاولة العمليات بأشرطة مرنة ، افرك الجلد بعامل مطهر ، على سبيل المثال ، بوفيدون اليود أو كحول الأيزوبروبيل ، وقم بتغطية الحيوان بستائر معقمة.
  5. تأكد من عمق التخدير الكافي عن طريق فقدان استجابة الانسحاب لقرص إصبع القدم. إجراء بضع البطن خط الوسط بدءا من عملية الخنجري باستخدام الكي أحادي القطب. ضع ضابعة البطن وتعبئة الأمعاء على يمين المتبرع.
  6. إجراء استئصال الطحال عن طريق تشريح الرباط الطحال القولوني ، الرباط المعدي الطحال ، والرباط الفرينيكوسالطولي. قم بتثبيت الوريد الطحال والشريان الطحال بالقرب من الهيلوم الطحال بمشبك Overholt ووضع الأربطة (3-0 خياطة polyfilament) بعد قطع الأوعية. قطع أوعية إضافية (أصغر) إما عن طريق ملقط ثنائي القطب أو عن طريق الربط.
    ملاحظة: استئصال الطحال أثناء شراء الكبد من متبرع ليس إلزاميا ولكنه يقلل من تدفق الدم أثناء وبعد التروية.
  7. تعبئة الأمعاء إلى الجانب الأيسر من المتبرع وقطع الرباط المنجلي والأربطة المثلثة باستخدام المقص والكي ثنائي القطب.
  8. بعد تشريح الكبد بشكل كاف ، شق الجزء الأيسر من الحجاب الحاجز على مسافة 5-10 سم باستخدام مقص لتحديد الجزء الصدري من الشريان الأورطي النازل. تطويق ووضع الرباط (3-0 خياطة polyfilament) دون شد.
  9. شق الجزء الأيمن من الحجاب الحاجز على مسافة 5-10 سم باستخدام مقص وتحديد الوريد الأجوف فوق الكبدي السفلي.
  10. نقل الأمعاء إلى أعلى يسار المتبرع ودخول الفضاء خلف الصفاق عن طريق شق عرضي من الصفاق على مسافة 5-10 سم باستخدام مقص.
  11. حدد موقع الشريان الأورطي البطني والوريد الأجوف السفلي فوق التشعب الحرقفي مباشرة وافصل كلا السفينتين بطول 6 سم تقريبا. ضع اثنين من الأربطة متعددة الشعيرات 3-0 حول الشريان الأورطي البطني: واحد في الجمجمة من التشعب الحرقفي والآخر حوالي 3 سم في الجمجمة ، دون شد. ضع رباطا آخر حول الوريد الأجوف داخل الكبد السفلي دون شد.
  12. حقن الهيبارين عن طريق الوريد (25000 I.E.). اختر قنية مناسبة وقم بإزالة الهواء من خط التنقيط بمحلول حفظ مبرد.
  13. شد الرباط الأول الموجود ذيليا حول الشريان الأورطي البطني. بعد انسداد الشريان الأورطي البطني في الرباط الثاني (إما يدويا أو عن طريق وضع مشبك وعائي غير رضحي) ، قم بعمل شق عرضي بين كلا الأربطة باستخدام المقص.
  14. أدخل القنية في الشق وقم بتثبيتها بالرباط المتبقي. قطع الوريد الأجوف السفلي فوق الكبدي بعيدا عن الجمجمة (بالقرب من الأذين الأيمن) باستخدام المقص.
  15. بعد فقدان الدم لما يقرب من 1500-2000 مل ، قم بربط الجزء الصدري من الشريان الأورطي الهابط عن طريق ربط الرباط وبدء التروية القبلية.
    ملاحظة: بالنسبة للحاجة المحتملة للدم (عمليات نقل الدم) أثناء النقش أو لتروية آلة الحرارة العادية ، يمكن جمع الدم الكامل (حوالي 1500 مل) باستخدام حاوية تحتوي على مضادات التخثر القائمة على السيترات.
  16. شد الرباط الموضوع حول الوريد الأجوف السفلي تحت الكبدي ، وقم بشق الوعاء القحفي للرباط ، وأدخل شفاطة جراحية. حقن جرعة قاتلة من الصوديوم بنتوباربيتال (5000 ملغ). ضع الثلج المعقم المسحوق في التجويف الصدري والبطني دون المساس بأنسجة الكبد.
  17. بعد التروية باستخدام 3500 مل من محلول الحفظ على مدار 10-15 دقيقة تقريبا ، قم بقطع الوريد الأجوف فوق الكبدي السفلي. قطع الوريد الأجوف تحت الكبد السفلي على مستوى الوريد الكلوي الأيسر.
  18. قطع القحف القناة الصفراوية من أنسجة البنكرياس بين اثنين من الأربطة (3-0 بوليفيليات) لتجنب انسكاب الصفراء. قطع القحف الوريد البابي للبنكرياس.
  19. حدد موقع الشريان البطني بعد التحضير الحاد واتبع ظهريا إلى الشريان الأورطي البطني. استئصال الجزء الأبهر المعني من أجل إنشاء رقعة للنقش في وقت لاحق.
  20. استئصال الحجاب الحاجز حول الوريد الأجوف فوق الكبدي السفلي وقطع الالتصاقات المتبقية باستخدام المقص. استخراج الكبد.
  21. قم بإجراء استئصال المرارة أو شد الرباط حول القناة الكيسية واغسل القناة الصفراوية المشتركة بما لا يقل عن 20 مل من محلول الحفظ. ضع قنية التروية في الوريد البابي واغسل الكسب غير المشروع بمحلول حفظ إضافي سعة 500 مل. ضع الكسب غير المشروع في وعاء معقم يوضع على الثلج.
    ملاحظة: اعتمادا على الهدف العلمي ، يمكن تحضير العضو على الفور للنقش أو الاحتفاظ به على الجليد لفترة غير محددة من الوقت (20 ساعة في هذا البروتوكول) قبل البدء في إعداد الطاولة الخلفية وتطعيمها.

2. إعداد الجدول الخلفي للكبد

  1. إزالة الأنسجة اللمفاوية بدءا من الجزء الأبهري وبالتالي تحديد وانسداد الفروع الجانبية الشريانية والأوعية اللمفاوية إما بمشابك أو أربطة (4-0 بولي خيوط) أو خيوط (5-0 حيدة ؛ الشكل 1 أ). وبالمثل ، قم بإزالة الأنسجة اللمفاوية حول الوريد البابي وسد الفروع الجانبية بالغرز (5-0 حيدة).
  2. تحديد الوريد الأجوف فوق الكبدي السفلي ووضع الغرز حول كل من الأوردة الحجاب الحاجز (5-0 حيدة الشعيرة) بعد إزالة الأنسجة الحجاب الحاجز المحيطة. اغسل جميع الأوعية بمحلول ملحي بارد أو محلول حفظ لتحديد أي تسرب متبقي. إجراء تقصير الأوعية وإعداد رقعة الأبهر فقط عند engraftment لمراعاة الظروف التشريحية الفردية.

3. استئصال الكبد المتلقي ، تطعيم الكبد من متبرع ، والإدارة المحيطة بالجراحة

ملاحظة: كمتلقين للكبد ، تم استخدام إناث الخنازير المنزلية (Sus scrofa domesticus) التي تتراوح أعمارها بين 4-5 أشهر ويبلغ متوسط وزن الجسم حوالي 50 كجم. على غرار المتبرعين بالكبد ، كان المتلقون في الحجر الصحي في مرفق أبحاث الحيوانات لمدة لا تقل عن 10 أيام قبل الزرع.

  1. التخدير وإدارة الفترة المحيطة بالجراحة
    1. يجب إجراء التخدير المسبق عن طريق الحقن العضلي للأتروبين (0.04-0.08 ملغم / كغم من وزن الجسم) ، زولازيبام (5 ملغم / كغ من وزن الجسم) ، والتيليتامين (5 ملغ / كغ من وزن الجسم). بعد إنشاء مدخل وريدي (على سبيل المثال ، وريد الأذن) ، حث التخدير بحقن البروبوفول (1.5-2.5 مجم / كجم من وزن الجسم).
    2. إجراء التنبيب مع أنبوب القصبة الهوائية 8.0-8.5 ملم ، وهذا يتوقف على حجم الحيوان والتشريح. إنشاء مراقبة تخطيط القلب الكهربائي ، وقياس غازات الجهاز التنفسي وتشبع الأكسجين المحيطي ، وقياس ضغط الدم غير الغازية. في حالة وجود نموذج مزمن ، ضع مرهم العين لتجنب الجفاف بعد التدخل الجراحي.
    3. ضع الحيوان المتلقي على قاعدة تسخين في وضع ضعيف وثبت الأطراف على قاعدة طاولة العمليات بأشرطة مرنة.
    4. للمراقبة الممتدة ، تحت توجيه الموجات فوق الصوتية ، ضع قسطرة وريدية مركزية ثلاثية التجويف وقسطرة وريدية كبيرة التجويف (7 Fr.) في الوريد الوداجي الداخلي وقسطرة وريدية كبيرة التجويف (7 Fr.) للعلاج الحجمي. بالإضافة إلى ذلك ، أدخل قسطرة شريانية في الشريان السباتي / العنقي الداخلي تحت التحكم بالموجات فوق الصوتية لقياس ضغط الدم الغازي (الشكل 1 ب).
    5. الحفاظ على التخدير أثناء استرجاع الأعضاء عن طريق استنشاق إيزوفلوران (0.8-1.5٪) وتطبيق الفنتانيل عن طريق الوريد (0.003-0.007 ملغم / كغم من وزن الجسم). قم بإجراء تهوية يتم التحكم في حجمها طوال الإجراء. ضع 2000 مجم من السولتاميسلين لعلاج المضادات الحيوية المحيطة بالجراحة و 250 مجم من ميثيل بريدنيزولون عن طريق الوريد.
    6. تطبيق حاصم الأوعية مثل بافراز عن طريق الوريد لتحقيق متوسط الضغط الشرياني المستهدف من 60 مم زئبق. بالإضافة إلى ذلك ، استخدم المحاليل البلورية مثل محلول لاكتات رينغر أو المحاليل الغروانية مثل الجيلاتين السائل إذا لزم الأمر.
    7. ضع غلوكونات الكالسيوم (10٪) وبيكربونات الصوديوم (8.4٪) أو الجلوكوز (40٪) أو كلوريد البوتاسيوم (7.45٪) عن طريق الوريد فيما يتعلق بتحليلات غازات الدم التي يتم الحصول عليها كل 30 دقيقة.
  2. استئصال الكبد المتلقي
    1. افرك الجلد بعامل مطهر ، على سبيل المثال ، بوفيدون اليود أو كحول الأيزوبروبيل ، وقم بتغطية الحيوان بستائر معقمة.
    2. تأكد من عمق التخدير الكافي عن طريق فقدان استجابة الانسحاب لقرص إصبع القدم. إجراء بضع البطن خط الوسط بدءا من عملية الخنجري باستخدام الكي أحادي القطب. ضع ضابعة في البطن وقم بتعبئة الأمعاء على يسار المتبرع. غطي الأمعاء بقطعة قماش مبللة.
    3. ضع قسطرة بولية فوق العانة لتحسين إدارة الحجم أثناء العملية.
    4. قطع الرباط المنجلي والأربطة المثلثة باستخدام المقص والكي ثنائي القطب. بعد تشريح كاف للكبد ، تطويق كل من الوريد الأجوف فوق الكبدي وتحت الكبدي السفلي بالقرب من حمة الكبد.
    5. تشريح وقطع القناة الصفراوية المشتركة أسفل تقاطع القناة الكيسية بين اثنين من الأربطة (3-0 بولي خيوط).
    6. شق الطبقة البريتونية السطحية التي تغطي الرباط الكبدي الاثني عشر وتحديد الشرايين الكبدية قبل وقت قصير من دخول حمة الكبد. تشريح باستخدام الكي ثنائي القطب أو وضع مقاطع أو أربطة أو غرز.
    7. تشريح الشريان الأورطي البطني عن طريق شق في خط الوسط (الطبقة اللاوعائية) لعضلات الحجاب الحاجز اليمنى واليسرى. تحضير الشريان الأورطي لمفاغرة الأبهر عن طريق إزالة الأنسجة المحيطة.
      ملاحظة: هذه الخطوة مطلوبة فقط إذا تم إجراء مفاغرة الأبهر. خلاف ذلك ، قم بتشريح الشريان الكبدي / منطقة النقيم للتحضير لمفاغرة تقليدية من طرف إلى طرف بين الشرايين الكبدية المانحة والمتلقية.
    8. إجراء استئصال الكبد المتلقي عن طريق وضع مشبك الأوعية الدموية اللارضحية على الوريد البابي ، تليها المشابك الوعائية اللارضحية على الوريد الأجوف فوق الكبدي السفلي (بما في ذلك الحجاب الحاجز المحيط أثناء تراجع الكبد ذيليا) والوريد الأجوف تحت الكبدي السفلي.
    9. قطع جميع الأوعية الثلاثة القريبة من حمة الكبد. إزالة الكبد المتلقي من تجويف البطن.
      ملاحظة: يمثل تثبيت الأوعية بداية المرحلة الكبدية. خلال المرحلة الكبدية ، تكون الخنازير غير مستقرة ديناميكيا وتتطلب كميات ذات صلة من مثبطات الأوعية / الكاتيكولامينات. يجب أن يكون طبيب التخدير مستعدا لتطبيق بافراز والإبينفرين. الحفاظ على المرحلة حتى إعادة ضخ الكبد قصيرة قدر الإمكان. تواصل بشكل جيد مع طبيب التخدير.
  3. تطعيم كبد المتبرع
    1. ضع كبد المتبرع في تجويف البطن. تقصير الوريد الأجوف فوق الكبدي للمتبرع و / أو المتلقي أدنى من طول مناسب مع تجنب الالتواء أو الكثير من التوتر على مفاغرة.
    2. ضع خياطة واحدة كخيط داعم (5-0 حيدة ، مع تكييف الزاوية اليمنى من الوريد الأجوف فوق الكبدي والمتلقي السفلي. ابدأ الجانب الظهري من مفاغرة من الزاوية اليسرى من السفينة (الأوعية) بخياطة جارية (5-0 حيدة ، مزدوجة الذراعين).
    3. عند الوصول إلى الزاوية اليمنى ، قم بإزالة الخيط الداعم ، وقم بتأمين الخيط الجاري بمشبك ، واستمر في الجانب البطني من المفاغرة ، مرة أخرى بدءا من الزاوية اليسرى للوعاء (الأوعية). شد الخيط بعقدة متعددة دون تضييق قطر الوعاء لتجنب التضيق.
    4. تقصير الوريد البابي للمتبرع و / أو المتلقي إلى طول مناسب مع تجنب الالتواء أو الكثير من التوتر على المفاغرة.
    5. إجراء مفاغرة وعائية للوريد البابي للمتبرع والمتلقي مماثلة للخطوات 3.3.2-3.3.3 باستخدام خيط أحادي 6-0 ، مزدوج الذراعين.
    6. قم بإجراء إعادة التروية الوريدية عن طريق إزالة المشبك الوعائي ، وسد الوريد البابي المتلقي ، وسد الوريد الأجوف تحت الكبدي المانح السفلي بمشبك وعائي بعد تصريف ما يقرب من 200-400 مل من الدم. قم بإزالة المشبك الوعائي ببطء الذي يسد الوريد الأجوف فوق الكبدي المتلقي وابحث عن نزيف نشط.
      ملاحظة: تمثل إزالة كلا المشابك نهاية مرحلة انعدام الكبد. يجب أن تنخفض كمية الكاتيكولامينات المطلوبة بشكل كبير بعد ذلك بوقت قصير.
    7. تقصير المتبرع و / أو المتلقي الوريد الأجوف تحت الكبدي السفلي. إجراء مفاغرة الأوعية الدموية للمتبرع والمتلقي الوريد الأجوف تحت الكبدي أدنى مماثلة للخطوات 3.3.2-3.3.3 باستخدام حيدة 5-0 ، خياطة مزدوجة السلاح. إزالة المشابك التي تسد المتبرع والمتلقي تحت الكبد الوريد الأجوف السفلي.
    8. تحضير رقعة الأبهر الإهليلجية (رقعة كاريل) بقطر حوالي 1-1.5 ، سم حسب الظروف التشريحية ، باستخدام مقص. قم بتثبيت الشريان الأورطي البطني بمشبك كولي الوعائي الرضحي وقم بعمل شق باستخدام مشرط. قم بتكبير الشق باستخدام مقص ليناسب الرقعة.
    9. ابدأ مفاغرة الأبهر بخياطة جارية (6-0 حيدة ، مزدوجة الذراعين) في الزاوية القحفية من الشق / الرقعة. عند الوصول إلى الزاوية الذيلية ، قم بتأمين خياطة الجري بمشبك وأكمل مفاغرة مرة أخرى بدءا من الزاوية القحفية. تشديد خياطة مع عقدة متعددة وإزالة ببطء المشبك الوعائي.
      ملاحظة: لقط الشريان الأورطي البطني سيؤثر بشكل كبير على ضغط دم الخنزير. تواصل بشكل جيد مع طبيب التخدير.
    10. ضع شاش مرقئ حول مفاغرة الشرايين. ضع قسطرة في القناة الصفراوية المشتركة وقم بتثبيتها برباط واحد. تأكد من عدم انسداد قطر القسطرة.
    11. أغلق البطن مؤقتا عن طريق تكييف اللفافة العضلية والجلد بخياطة جارية وقم بتغطية البطن بغشاء ملتصق و / أو ستائر لتجنب الخسارة الحرارية.
      ملاحظة: إذا كانت الأهداف العلمية تتطلب نموذجا مزمنا ، فقم بإجراء مفاغرة من طرف إلى طرف بين القناة الصفراوية المانحة والمتلقية ، وأغلق البطن بخيوط جارية منفصلة للبريتوني واللفافة العضلية ، وأغلق الجلد بخيوط فردية.
    12. في نهاية المتابعة ، حقن جرعة مميتة من 5000 ملغ من الصوديوم بنتوباربيتال للقتل الرحيم أثناء العملية.

النتائج

قدمت التقنية المقدمة في هذا البروتوكول نتائج موثوقة وقابلة للتكرار من حيث استقرار الدورة الدموية وبقاء الحيوان طوال العملية ، بالإضافة إلى وظيفة الكسب غير المشروع في دورة ما بعد الجراحة.

في الآونة الأخيرة ، قمنا بتطبيق نموذج لدراسة إصابة نقص التروية والتدخلات العلاجية ال?...

Discussion

التطورات التقنية الحديثة مثل إدخال التروية الآلية لديها القدرة على إحداث ثورة في مجال زراعة الكبد. من أجل ترجمة مفاهيم تجديد الكسب غير المشروع أو تعديله إلى إعدادات سريرية ، فإن نماذج الزرع القابلة للتكرار في الحيوانات الكبيرة أمر لا مفر منه.

بعد الإدخال الأولي لزراعة الكب...

Disclosures

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

يشكر المؤلفون بريتا تراوتويج وكورينا لوبيرت وأستريد دينكل وإنغريد ميدر على اجتهادهم والتزامهم. علاوة على ذلك ، يشكر المؤلفون توم فيجيل على إنتاج مادة الصورة.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Abdominal retractorNo Company Name availableNo Catalog Number available
Aortic clamp, straightFirma MartinNo Catalog Number available
Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mLRadiometer Medical ApS956-622
Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL)B.Braun648037
Backhaus clampBernshausenBF432
Bipolar forceps, 23 cm SUTTER780222 SG
Bowl 5 L, 6 L, 9 LChiru-Instrumente35-114327
Braunol BraunodermB.Braun3881059
Bulldog clampAesculapNo Catalog Number available
Button canulaKrauth + Timmermann GmbH1464LL1B
Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%))B.Braun2353745
Cell Saver (Autotransfusion Reservoir)Fresenius Kabi AG9108471
Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mmArrowAD-24703
ClampINOXB-17845  /  BH110  / B-481
ClampAesculapAN909R
Clamp, 260 mmFehling Instruments GMbH &Co.KGZAU-2
Clip Forceps, mediumEthiconLC207
Clip forceps, smallEthicon LC107
CPDA-1 solutionFresenius Kabi AG41SD09AA00
Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution)Dr.Franz Köhler Chemie GmbH2125921
Dissecting scissorsLAWTON  05-0641 No Catalog Number available
Dissecting scissors, 180 mmMetzenbaum BC606R
Endotracheal tube 8.0 mmCovetrus800764
Epinephrine (Adrenalin 1:1000)InfectoPharm9508734
Falcon Tubes 50mlGreiner 227 261 L
Femoralis clampUlrich No Catalog Number available
Fentanyl 0.1mgPanPharma00483
Forceps, anatomicalMartin12-100-20
Forceps, anatomical, 250 mmAesculapBD052R
Forceps, anatomical, 250 mmAesculapBD032R
Forceps, anatomical, 250 mm AesculapBD240R
Forceps, surgicalBernshausenBD 671
Forceps, surgicalINOXB-1357
G40 solutionSerag Wiessner10755AAF
Gelafundin ISO solution 40 mg/mLB. Braun210257641
Guidewire with markerArrow14F21E0236
Haemostatic gauze ("Tabotamp"  5 x 7.5 cm)Ethicon474273
Heparin sodium 25,000IERatiopharmW08208A
Hico-Aquatherm 60HospitalwerkNo Catalog Number available
Infusion Set IntrafixB.Braun4062981 L
Intrafix SafeSet 180 cmB.Braun4063000
Introcan Safety, 18 G B.Braun4251679-01
Isofluran CPCP-PharmaNo Catalog Number available
Large-bore venous catheter, 7Fr.Edwards LifesciencesI301F7
Ligaclip, mediumEthiconLT200
Ligaclip, smallEthicon LT100
Material scissorsMartin 11-285-23
Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg)Sanofi7823704
Monopolar ERBE ICC 300Fa. ErbeNo Catalog Number available
NaCl solution (0.9%)Baxter1533
Needle holderAesculapBM36
Needle holderAesculapBM035R
Needle holderAesculapBM 67
Neutral electrodeErbe Elektromedizin GmbH Tübingen21191 - 060
Norepinephrine (Sinora)Sintetica GmbH04150124745717
Omniflush Sterile Filed 10 mLB.Braun3133335
Original Perfusorline 300 cmB.Braun21E26E8SM3
Overhold clampINOXBH 959
Overhold clampUlrichCL 2911
Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL)WDT, Garbsen21217
PerfusersB.Braun49-020-031
Perfusor Syringe 50 mLB.Braun8728810F
Petri dishes  92 x 17 mmNunc150350
Poole Suction Instrument Argyle flexibelCovidien, Mansfield USA20C150FHX
Potassium chloride (7.45%)B.Braun4030539078276
Pressure measurement setCodan pvb Medical GmbH957179
Propofol (1%)CP-PharmaNo Catalog Number available
S-Monovette 2.6 mL K3ESarstedt04.1901
S-Monovette 2.9 mL 9NCSarstedt04.1902
S-Monovette 7.5 mL Z-GelSarstedt11602
Sartinski clampAesculapNo Catalog Number available
Scalpel  No.11Feather Safety Razor Co.LTD02.001.40.011
ScissorsINOX BC 746
Seldinger Arterial catheterArrowSAC-00520
Sodium bicarbonate (8.4%)B.Braun212768082
Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC")B.Braun4899719
Sterofundin ISO solutionB.BraunNo Catalog Number available
SuctionDahlhausen07.068.25.301
Suction Aesculap Securat 80AesculapNo Catalog Number available
Suction catheterConvaTec5365049
Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam)PfizerDL253102
Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cmConvaTecUK  1F02772
Suprasorb ("Toptex lite RK")Lohmann & Rauscher31654
Suture Vicryl 3-0EthiconVCP 1218 H
Suture Vicryl 4-0EthiconV392H
Suture, Prolene 4-0Ethicon7588 H
Suture, Prolene 5-0, double armedEthicon 8890 H
Suture, Prolene 5-0, single armedEthicon 8720 H
Suture, Prolene 6-0, double armedEthicon 7230 H
Suture, Prolene 6-0, single armedEthiconEH 7406 H
Suture, Prolene: blau 3-0 EthiconEH 7499H
Suture, Safil 2/0AesculapC 1038446
Suture, Terylene 0Serag Wiessner353784
Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mLB.Braun4606027V
TransferSet "1D/X-double" steril 330 cmFresenius Kabi AG2877101
Ultrasound Butterfly IQ+Butterfly Network Inc.850-20014
Ventilator "Oxylog Dräger Fl"Dräger Medical AGNo Catalog Number available
Yankauer SuctionMedlineRA19GMD
Zoletil 100 mg/mL  (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin)Virbac794-861794861

References

  1. Zarrinpar, A., Busuttil, R. W. Liver transplantation: Past, present and future. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 10 (7), 434-440 (2013).
  2. Song, A. T., et al. Liver transplantation: Fifty years of experience. World Journal of Gastroenterology. 20 (18), 5363-5374 (2014).
  3. Jakubauskas, M., et al. Machine perfusion in liver transplantation: A systematic review and meta-analysis. Visceral Medicine. , (2021).
  4. Serifis, N., et al. Machine perfusion of the liver: A review of clinical trials. Frontiers in Surgery. 8, 625394 (2021).
  5. Ceresa, C. D. L., Nasralla, D., Pollok, J. -. M., Friend, P. J. Machine perfusion of the liver: Applications in transplantation and beyond. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 19 (3), 199-209 (2022).
  6. Schlegel, A., Muller, X., Dutkowski, P. Machine perfusion strategies in liver transplantation. Hepatobiliary Surgery and Nutrition. 8 (5), 490-501 (2019).
  7. Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
  8. Kamada, N., Calne, R. Y. A surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat. Surgery. 93 (1), 64-69 (1983).
  9. Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (65), e4143 (2012).
  10. Yang, L., et al. A rat model of orthotopic liver transplantation using a novel magnetic anastomosis technique for suprahepatic vena cava reconstruction. Journal of Visualized Experiments. (133), e56933 (2018).
  11. Chen, X. -. C., et al. Reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation. Journal of Visualized Experiments. (165), e60628 (2020).
  12. Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. Orthotopic liver transplantation in the mouse. Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).
  13. Li, X., Wang, Y., Yang, H., Dai, Y. Liver and hepatocyte transplantation: What can pigs contribute. Frontiers in Immunology. 12, 802692 (2022).
  14. Reardon, S. First pig-to-human heart transplant: what can scientists learn. Nature. 601 (7893), 305-306 (2022).
  15. Garnier, H., et al. Liver transplantation in the pig: Surgical approach. Comptes Rendus Hebdomadaires des Seances de l'Academie des Sciences. Serie d: Sciences Naturelles. 260 (21), 5621-5623 (1965).
  16. Calne, R. Y., et al. Observations of orthotopic liver transplantation in the pig. British Medical Journal. 2 (5550), 478-480 (1967).
  17. Chalstrey, L. J., et al. Technique of orthotopic liver transplantation in the pig. The British Journal of Surgery. 58 (8), 585-588 (1971).
  18. Filipponi, F., Falcini, F., Benassai, C., Martini, E. Orthotopic liver transplant in pigs: Several variations of the surgical technic. Il Giornale di Chirurgia. 10 (7-8), 374-378 (1989).
  19. Spetzler, V. N., et al. Technique of porcine liver procurement and orthotopic transplantation using an active porto-caval shunt. Journal of Visualized Experiments. (99), e52055 (2015).
  20. Oldhafer, K. J., Hauss, J., Gubernatis, G., Pichlmayr, R., Spiegel, H. U. Liver transplantation in pigs: A model for studying reperfusion injury. Journal of Investigative Surgery. 6 (5), 439-450 (1993).
  21. Oldhafer, K. J., et al. Analysis of liver hemodynamics in severe ischemia and reperfusion injury after liver transplantation. Zentralblatt fur Chirurgie. 119 (5), 317-321 (1994).
  22. Vogel, T., et al. Successful transplantation of porcine liver grafts following 48-hour normothermic preservation. PLoS One. 12 (11), 0188494 (2017).
  23. Leal, A. J., et al. A simplified experimental model of large-for-size liver transplantation in pigs. Clinics. 68 (8), 1152-1156 (2013).
  24. Schiefer, J., et al. Regulation of histamine and diamine oxidase in patients undergoing orthotopic liver transplantation. Scientific Reports. 10 (1), 822 (2020).
  25. Esmaeilzadeh, M., et al. Technical guidelines for porcine liver allo-transplantation: A review of literature. Annals of Transplantation. 17 (2), 101-110 (2012).
  26. Oldhafer, F., et al. Supportive hepatocyte transplantation after partial hepatectomy enhances liver regeneration in a preclinical pig model. European Surgical Research. 62 (4), 238-247 (2021).
  27. Stockmann, M., et al. The LiMAx test: A new liver function test for predicting postoperative outcome in liver surgery. HPB. 12 (2), 139-146 (2010).
  28. Lapisatepun, W., Lapisatepun, W., Agopian, V., Xia, V. W. Venovenous bypass during liver transplantation: A new look at an old technique. Transplantation Proceedings. 52 (3), 905-909 (2020).
  29. Falcini, F., et al. Veno-venous bypass in experimental liver transplantation: portal-jugular versus caval-portal-jugular. Il Giornale di Chirurgia. 11 (4), 206-210 (1990).
  30. Copca, N., et al. Experimental liver transplantation on pigs -- Technical considerations. Chirurgia. 108 (4), 542-546 (2013).
  31. Torres, O. J., et al. Hemodynamic alterations during orthotopic liver experimental transplantation in pigs. Acta Cirurgica Brasileria. 23 (2), 135-139 (2008).
  32. Canedo, B. F., et al. Liver autotransplantation in pigs without venovenous bypass: A simplified model using a supraceliac aorta cross-clamping maneuver. Annals of Transplantation. 20, 320-326 (2015).
  33. Battersby, C., Hickman, R., Saunders, S. J., Terblanche, J. Liver function in the pig. 1. The effects of 30 minutes' normothermic ischaemia. The British Journal of Surgery. 61 (1), 27-32 (1974).
  34. Kaiser, G. M., Heuer, M. M., Frühauf, N. R., Kühne, C. A., Broelsch, C. E. General handling and anesthesia for experimental surgery in pigs. Journal of Surgical Research. 130 (1), 73-79 (2006).
  35. Oike, F., et al. Simplified technique of orthotopic liver transplantation in pigs. Transplantation. 71 (2), 328-331 (2001).
  36. Heuer, M., et al. Liver transplantation in swine without venovenous bypass. European Surgical Research. 45 (1), 20-25 (2010).
  37. Fondevila, C., et al. Step-by-step guide for a simplified model of porcine orthotopic liver transplant. The Journal of Surgical Research. 167 (1), 39-45 (2011).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

186

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved