JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

نوضح هنا خطوة بخطوة بروتوكول حركة الأسنان التقويمية الذي يمكن التحكم فيه والذي يتم تشغيله على نموذج الفك العلوي للفئران. من خلال الشرح الصريح لكل خطوة والعرض المرئي ، يمكن للباحثين إتقان هذا النموذج وتطبيقه على احتياجاتهم التجريبية مع بعض التعديلات.

Abstract

نظرا لعدم وجود بروتوكولات قابلة للتكرار لإنشاء نموذج تقويم أسنان الفكين العلوي للفأر ، فإننا نقدم بروتوكولا موثوقا وقابلا للتكرار لتزويد الباحثين بأداة مجدية لتحليل إعادة تشكيل العظام المرتبطة بالتحميل الميكانيكي. تقدم هذه الدراسة مخططا انسيابيا مفصلا بالإضافة إلى أنواع مختلفة من المخططات التخطيطية وصور التشغيل ومقاطع الفيديو. أجرينا هذا البروتوكول على 11 فأرا بالغا من النوع العريض C57 / B6J وحصدنا عينات في أيام ما بعد الجراحة 3 و 8 و 14. أثبتت بيانات التصوير المقطعي المحوسب الدقيق والبيانات النسيجية المرضية نجاح حركات الأسنان إلى جانب إعادة تشكيل العظام باستخدام هذا البروتوكول. علاوة على ذلك ، وفقا لنتائج التصوير المقطعي المحوسب الدقيق في الأيام 3 و 8 و 14 ، قمنا بتقسيم نمذجة العظام إلى ثلاث مراحل: مرحلة التحضير ومرحلة ارتشاف العظام ومرحلة تكوين العظام. من المتوقع أن تساعد هذه المراحل الباحثين المعنيين بالمراحل المختلفة على تحديد وقت جمع العينات بشكل معقول. يمكن لهذا البروتوكول تزويد الباحثين بأداة لإجراء تحليل تجديدي لإعادة تشكيل العظام.

Introduction

العظام هي نسيج نشط للغاية أعيد بناؤه يتكيف مع حجمه وشكله وخصائصه خلال حياة الفرد 1,2. بالإضافة إلى الهرمونات والشيخوخة والتغذية والعوامل البيولوجية أو الكيميائية الحيويةالأخرى 3 ، فإن فكرة أن الحمل الميكانيكي هو العامل الأكثر تحديدا قد حظيت بقبول عام 4,5. في بعض الظروف مع الحمل الميكانيكي غير الطبيعي ، قد يؤدي عدم التوازن بين ارتشاف العظام وتكوين العظام إلى إعادة تشكيل العظام بشكل غير طبيعي واضطرابات العظام. أمراض العظام مثل هشاشة العظام المهملة وفقدان العظام أثناء الراحة في الفراش على المدى الطويل أو في وجود الجاذبية الصغرى في رحلات الفضاء لها علاقة وثيقة بالحمل الميكانيكي غير الطبيعي6،7،8.

كما تم استخدام الحمل الميكانيكي لعلاج الأمراض المرتبطة بالعظام مثل علاج الإلهاء وعلاج تقويم الأسنان. تم استخدام علاج الإلهاء في أمراض النمو مثل تعظم الدروز الباكر ونقص تنسج الفك السفلي 9,10 ، بينما تم استخدام علاج تقويم الأسنان على نطاق واسع لتصحيح وضع الأسنان غير الطبيعي وأي سوء إطباق11. جوهر علاج تقويم الأسنان هو أيضا إدارة الحمل الميكانيكي. عندما يتعرض النسيج العظمي لحمل ميكانيكي ، يتم تحفيز عملية إعادة تشكيل العظام عالية التنسيق عن طريق اقتران ارتشاف العظام متبوعا بتكوين العظام ، والذي يمكن أن يحرك الأسنان لتحقيق الغرض من تقويم الأسنان12,13.

على الرغم من أن علاج تقويم الأسنان قد تم تطبيقه على نطاق واسع للممارسة السريرية ، حيث أن معرفتنا بالآثار البيولوجية للحمل الميكانيكي محدودة ، إلا أن نتائج علاج تقويم الأسنان لا يمكن السيطرة عليها. للتغلب على هذه القيود ، تم إنشاء العديد من النماذج الحيوانية مثل الفأر والجرذان والأرانب والقطط والخنازير للتحقيق في الآلية الأساسية لإعادة تشكيل العظام الناتجة عن الحمل الميكانيكي (الجدول 1)14،15،16،17،18،19،20،21،22،23،24 ، 25،26،27،28،29،30،31،32. تتمتع الكبيرة مثل والخنازير ببعض المزايا مقارنة بالحيوانات الصغيرة في عملية تقويم الأسنان - فهي تتمتع بأسنان وأسنان تشبه الإنسان بحيث يسهل تكرار العملية الجراحية في البشر. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن أن تقلل الرؤية الواسعة من صعوبة العملية وتجعل من الممكن تطبيق مجموعة متنوعة من مخططات تقويم الأسنان33,34. ومع ذلك ، يصعب الحصول على الكبيرة ، مما يؤدي إلى تحديات تتعلق بحجم العينة ، وتخضع لقيود أخلاقية35. علاوة على ذلك ، فإن إجراءات الاستخراج الروتينية والأدوات المعقدة تجعل من الصعب إجراء التجارب بسبب ندرة استخدام الكبيرة.

في ظل هذه الظروف ، تستخدم القوارض بشكل أساسي لإنشاء نماذج تقويم الأسنان. من بين هذه النماذج ، تتمتع الجرذان والأرانب بصعوبة تشغيل أقل ومخططات حركة أسنان أكثر مقارنة بالفئران. ومع ذلك ، فإن نموذج الفئران له ميزة فريدة تتمثل في وجود عدد كبير من الفئران المعدلة وراثيا ، وهو أمر بالغ الأهمية بشكل خاص للتحقيق في الآليات الأساسية36. ومع ذلك ، فإن نموذج الفئران هو أصعب نموذج للتلاعب به بسبب صغر حجمه. بمراجعة الطرق الحالية ، فإن تحريك الضرس الأول في الاتجاه المتوسط هو الطريقة العملية الوحيدة لنموذج تقويم الأسنان. يتم استخدام جهازين بشكل أساسي لتحريك زنبرك لفائف الأسنان والشريط المرن. يعد استخدام الشريط المطاطي أسهل ، لكن قوة تقويم الأسنان تختلف اختلافا كبيرا ، مما يجعل من الصعب الحصول على نتائج مستقرة.

أنشأ Xu et al.15 نموذجا للفأر مع زنبرك لولبي على الفك السفلي. ومع ذلك ، نظرا لحركة الفك السفلي والطبيعة الانسدادية للسان ، فإن العملية على الفك العلوي هي دائما الخيار الأول لكل من الاعتبارات أثناء العملية الجراحية وما بعدها. وصف Taddei et al.16 بروتوكولا أكثر تفصيلا حول الفك العلوي للفأر قبل 10 سنوات ويجب إضافة المزيد من التفاصيل المرئية والشفافة. باختصار ، وصف هذا البروتوكول بشكل منهجي بروتوكول مفصل لحركة الأسنان التقويمية في نموذج فك فكي الفئران لمساعدة الباحثين على إتقان طريقة النمذجة بطريقة موحدة وتمكين التقييم المقارن بين الدراسات المختلفة.

Protocol

تمت مراجعة الإجراءات الحيوانية في هذه الدراسة والموافقة عليها من قبل اللجنة الأخلاقية لمدرسة غرب الصين لطب الأسنان ، جامعة سيتشوان (WCHSIRB-D-2017-041). تم استخدام الفئران البالغة C57BL / 6 في هذه الدراسة (انظر جدول المواد). يضيف هذا البروتوكول حملا ميكانيكيا إلى الضرس الأول الأيمن للفك العلوي (M1) للحركة المتوسطة حيث يتم تحفيز عملية إعادة تشكيل العظام عالية التنسيق عن طريق اقتران ارتشاف العظام وتكوين العظام (الشكل 1).

1. التحضير قبل الجراحة

  1. العناصر الجراحية
    1. قم بإعداد العناصر الجراحية التالية للعملية: المنصة الجراحية (الشكل 2 أ) ، والقفل (الشكل 2 ب) ، والأدوات الجراحية (الشكل 2 ج والشكل التكميلي S1) ، ومستلزمات تقويم الأسنان (الشكل 2 ج) ، ومستلزمات ترميم الأسنان (الشكل 2 د).
      ملاحظة: زنبرك الملف المخصص مصنوع حسب الطلب ويوفر قوة 10cN عند التمدد إلى 10 مم.
  2. تعقيم
    1. تعقيم الأدوات الجراحية عن طريق التعقيم وجميع العناصر الجراحية بالأشعة فوق البنفسجية لمدة 30 دقيقة على الأقل.
  3. تخدير
    1. تخدير الفأر عن طريق إعطاء الكيتامين (100 ملغ/كغ) والديازيبام (5 ملغ/كغ) عن طريق الحقن داخل الصفاق.
    2. ضع مرهم الطبيب البيطري على عيون الفئران بعصا قطنية لتجنب جفاف العين.
    3. تابع الجراحة فقط عندما لا يستجيب الفأر عندما تقرص أصابع قدميه بالملقط.

2. العملية الجراحية

  1. انشر ولصق أطراف الفأر المخدر في وضع ضعيف على المنصة الجراحية باستخدام شريط لاصق.
  2. ثبت إبرة 27 جم على كلا الجانبين فوق الرأس وإبرة 27 جم أخرى على كلا الجانبين أسفل الإبط.
  3. لف شريطا مطاطيا حول الإبرتين المذكورتين أعلاه والقواطع العلوية وآخر حول إبرتين أخريين والقواطع السفلية. قم بتغيير مواضع الإبرة للتحكم في درجة الفتح واتجاه الفم (الشكل 3 أ).
    ملاحظة: لعملية حركة الأسنان التقويمية ، أبق الفم مفتوحا إلى أقصى حد قبل أن يصبح البوكينا ضيقا تماما. يجب سحب اللسان نحو الجانب غير الجراحي لفضح المجال الجراحي ومنع نقص التروية.
  4. ثني الطرف 1.5 مم من سلك الفولاذ المقاوم للصدأ 3 سم 304 وادفع الطرف المثني عبر الفراغ القريب بين M1 والضرس الثاني الفكي العلوي (M2) من الجانب الشدقي باستخدام ملاقط عينية منحنية (الشكل 3 ب). عندما ترى النهاية الحنكية لسلك الرباط من الجانب الحنكي ، اسحبه للخارج حتى نصف طوله تقريبا وقم بتمريره عبر أحد طرفي زنبرك الملف المخصص.
  5. اربط عقدة مربعة بطرفي سلك الرباط في الاتجاه المتوسط للفك العلوي M1 حتى يتم تثبيت الزنبرك بإحكام على السن (الشكل 3C). اطرح السلك الزائد.
  6. وبالمثل ، اخترق سلكا ثانيا من الفولاذ المقاوم للصدأ 3 سم 304 من خلال الطرف الآخر من زنبرك الملف.
  7. نظف وجفف أسطح القواطع بالكرات القطنية. ضع مواد لاصقة على كل تلك الأسطح باستخدام العصي القطنية وعالجها بالضوء.
  8. ادفع سلك الفولاذ المقاوم للصدأ الثاني عبر الفراغ القريب بين القواطع الفكية واربط عقدة انزلاقية في الاتجاه الشفوي (الشكل 3D). اطرح السلك الزائد واجعل بقية السلك بالقرب من سطح السن.
  9. حقن الراتنج المعالج بالضوء لتغطية العقدة والقواطع ؛ علاج خفيف للراتنج (الشكل 3E).

3. إدارة ما بعد الجراحة

  1. بعد الجراحة ، حقن الفئران مع 0.05 ملغ / كغ من البوبرينورفين داخل الصفاق لتسكين ما بعد الجراحة.
  2. ضع الماوس المخدر على بطانية كهربائية ثرموستاتية 37 درجة مئوية. عندما يستعيد الفئران وعيه مع الإسعاف ، أعده إلى قفص سكني منفصل.
  3. نظرا لمحدودية أداء القواطع بعد الجراحة ، استبدل العلف الصلب العادي بنظام غذائي ناعم فقط.
  4. تحقق من أجهزة تقويم الأسنان كل يوم. إذا لوحظت أي حالة أثناء الفحص تؤثر على توصيل قوة تقويم الأسنان ، مثل تشوه الزنبرك ، وتخفيف الزنبرك ، وسقوط الجهاز ، فيجب استبعاد الماوس من التجربة.
  5. من أجل الحفاظ على قابلية مقارنة التجارب ، قم بتقييم وزن الفئران يوميا بعد الجراحة. يجب استبعاد أي فئران تظهر فقدانا في الوزن يتجاوز 30٪ من وزنها قبل الجراحة من التجربة.

النتائج

لقد أجرينا جراحة OTM على 11 فأرا ذكرا بالغا (C57 / BL6 ، 3 أشهر من العمر). تم قتلهم رحيما للحصول على نتائج في الأيام 3 و 8 و 14 بعد الجراحة. في هذه التجارب ، الجانب الفكي الأيمن هو جانب العملية ، بينما الجانب الفكي الأيسر هو جانب التحكم. أظهر التصوير المقطعي المحوسب الدقيق أن هناك زيادة زمنية متتالية في...

Discussion

في هذه الورقة ، حاولنا وصف أبسط بروتوكول لحركة الأسنان التقويمية على نموذج الفئران الفكي العلوي خطوة بخطوة لدراسة الآليات الكامنة لإعادة تشكيل العظام الناتجة عن الحمل الميكانيكي. بصرف النظر عن البحث حول إعادة تشكيل العظام ، هناك بعض التطبيقات السائدة الأخرى لهذه الطريقة: 1) البحث المنهجي...

Disclosures

يعلن أصحاب البلاغ عدم وجود تضارب في المصالح.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من قبل منحة المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين 82100982 إلى F.L.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Experimental Models: Mouse Lines
C57/B6J Gempharmatech Experimental Animals Company C57/B6J
Critical Commercial Assays
Hematoxylin and Eosin Stain KitBiosharpBL700B
Masson’s Trichrome Stain KitSolarbioG1340
Instruments
27 G needleChengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus & Instruments Co. LTD.SB1-074(IV)
AdhesivesMinnesota Mining and Manufacturing Co., Ltd.41282
CorkboardDELI Group Co., Ltd.8705
Cotton ballsHaishi Hainuo Group Co.,  Ltd.20120047
Cotton sticksLakong Medical Devices Co., Ltd.M6500R
Customized coil springChengdu Mingxing Spring Co., Ltd.1109-02
ForcepsChengdu Shifeng Co., Ltd.none
Light-cured fluid resinShofu Dental Trading (SHANGHAI) Co., Ltd.518785
Light curerLiang Ya Dental Equipment Co., Ltd.LY-A180
Medical adhesive tapes Haishi Hainuo Group Co.,  Ltd.0008-2014
Medical non-woven fabricHenan Yadu Industrial Co., Ltd.01011500018
Needle holdersChengdu Shifeng Co., Ltd.none
Rubber bandsHaishi Hainuo Group Co.,  Ltd.32X1
Surgical scissorsChengdu Shifeng Co., Ltd.none
TweezersChengdu Shifeng Co., Ltd.none

References

  1. Kenkre, J. S., Bassett, J. The bone remodeling cycle. Annals of Clinical Biochemistry. 55 (3), 308-327 (2018).
  2. Feng, X., McDonald, J. M. Disorders of bone remodeling. Annual Review of Pathology. 6 (1), 121-145 (2011).
  3. Alliston, T. Biological regulation of bone quality. Current Osteoporosis Reports. 12 (3), 366-375 (2014).
  4. Duncan, R. L., Turner, C. H. Mechanotransduction and the functional response of bone to mechanical strain. Calcified Tissue International. 57 (5), 344-358 (1995).
  5. García-Aznar, J. M., Nasello, G., Hervas-Raluy, S., Pérez, M. &. #. 1. 9. 3. ;., Gómez-Benito, M. J. Multiscale modeling of bone tissue mechanobiology. Bone. 151 (10), 1-12 (2021).
  6. Rolvien, T., Amling, M. Disuse osteoporosis: clinical and mechanistic insights. Calcified Tissue International. 110 (5), 592-604 (2022).
  7. Vico, L., Hargens, A. Skeletal changes during and after spaceflight. Nature Reviews Rheumatology. 14 (4), 229-245 (2018).
  8. Iwaniec, U. T., Turner, R. T. Influence of body weight on bone mass, architecture and turnover. Journal of Endocrinology. 230 (3), R115-R130 (2016).
  9. Governale, L. S. Craniosynostosis. Pediatric Neurology. 53 (5), 394-401 (2015).
  10. Sahoo, N. K., Issar, Y., Thakral, A. Mandibular Distraction osteogenesis. Journal of Craniofacial Surgery. 30 (8), e743-e746 (2019).
  11. Roberts-Harry, D., Sandy, J. Orthodontics. Part 1: Who needs orthodontics. British Dental Journal. 195 (8), 433-437 (2003).
  12. Li, Y., Jacox, L. A., Little, S. H., Ko, C. C. Orthodontic tooth movement: The biology and clinical implications. Kaohsiung Journal of Medical Sciences. 34 (4), 207-214 (2018).
  13. Will, L. A. Orthodontic tooth movement: a historic prospective. Frontiers of Oral Biology. 18, 46-55 (2016).
  14. Xu, H., Lee, A., Sun, L., Naveh, G. R. S. 3D Imaging of PDL collagen fibers during orthodontic tooth movement in mandibular murine model. Journal of Visualized Experiments. (170), e62149 (2021).
  15. Taddei, S. R., et al. Experimental model of tooth movement in mice: a standardized protocol for studying bone remodeling under compression and tensile strains. Journal of Biomechanics. 45 (16), 2729-2735 (2012).
  16. Deguchi, T., Takeshita, N., Balam, T. A., Fujiyoshi, Y., Takano-Yamamoto, T. Galanin-immunoreactive nerve fibers in the periodontal ligament during experimental tooth movement. Journal of Dental Research. 82 (9), 677-681 (2003).
  17. Gudhimella, S., et al. A rodent model using skeletal anchorage and low forces for orthodontic tooth movement. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 155 (2), 254-263 (2019).
  18. Lira Dos Santos, E. J., et al. Orthodontic tooth movement alters cementocyte ultrastructure and cellular cementum proteome signature. Bone. 153 (12), 116-139 (2021).
  19. Danz, J. C., Bibby, B. M., Katsaros, C., Stavropoulos, A. Effects of facial tooth movement on the periodontium in rats: a comparison between conventional and low force. Journal of Clinical Periodontology. 43 (3), 229-237 (2016).
  20. Kohno, T., Matsumoto, Y., Kanno, Z., Warita, H., Soma, K. Experimental tooth movement under light orthodontic forces: rates of tooth movement and changes of the periodontium. Journal of Orthodontics. 29 (2), 129-135 (2002).
  21. Gad, A. M., Soliman, S. O. Evaluation of systemic Omega-3 PUFAs effect on orthodontic tooth movement in a rabbit model: RCT. Angle Orthodontist. 93 (4), 476-481 (2023).
  22. Huang, C. Y., et al. Comparison of tooth movement and biological response resulting from different force magnitudes combined with osteoperforation in rabbits. Journal of Applied Oral Science. 29 (2), 20200734 (2021).
  23. Alhasyimi, A. A., Pudyani, P. P., Asmara, W., Ana, I. D. Enhancement of post-orthodontic tooth stability by carbonated hydroxyapatite-incorporated advanced platelet-rich fibrin in rabbits. Orthodontics & Craniofacial Research. 21 (2), 112-118 (2018).
  24. Elkattan, A. E., et al. Effects of Different Parameters of Diode Laser on Acceleration of Orthodontic Tooth Movement and Its Effect on Relapse: An Experimental Animal Study. Open Access Macedonian Journal of Medical Sciences. 7 (3), 412-420 (2019).
  25. von Böhl, M., Maltha, J. C., Von Den Hoff, J. W., Kuijpers-Jagtman, A. M. Focal hyalinization during experimental tooth movement in beagle dogs. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 125 (5), 615-623 (2004).
  26. Machibya, F. M., et al. Effects of bone regeneration materials and tooth movement timing on canine experimental orthodontic treatment. Angle Orthodontist. 88 (2), 171-178 (2018).
  27. Deguchi, T., et al. Histomorphometric evaluation of alveolar bone turnover between the maxilla and the mandible during experimental tooth movement in dogs. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 133 (6), 889-897 (2008).
  28. Tanimoto, K., et al. Experimental tooth movement into new bone area regenerated by use of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Cleft Palate-craniofacial Journal. 52 (4), 386-394 (2015).
  29. Oltramari, P. V., et al. Orthodontic movement in bone defects filled with xenogenic graft: an experimental study in minipigs. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 131 (3), e10-e17 (2007).
  30. Verna, C., Dalstra, M., Lee, T. C., Melsen, B. Microdamage in porcine alveolar bone due to functional and orthodontic loading. European Journal of Morphology. 42 (1-2), 3-11 (2005).
  31. Steiner, G. G., Pearson, J. K., Ainamo, J. Changes of the marginal periodontium as a result of labial tooth movement in monkeys. Journal of Periodontology. 52 (6), 314-320 (1981).
  32. Celebi, A. A., Demirer, S., Catalbas, B., Arikan, S. Effect of ovarian activity on orthodontic tooth movement and gingival crevicular fluid levels of interleukin-1β and prostaglandin E(2) in cats. Angle Orthodontist. 83 (2), 70-75 (2013).
  33. Holmes, H. D., Tennant, M., Goonewardene, M. S. Augmentation of faciolingual gingival dimensions with free connective tissue grafts before labial orthodontic tooth movement: an experimental study with a canine model. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 127 (5), 562-572 (2005).
  34. Wennström, J. L., Lindhe, J., Sinclair, F., Thilander, B. Some periodontal tissue reactions to orthodontic tooth movement in monkeys. Journal of Clinical Periodontology. 14 (3), 121-129 (1987).
  35. Ibrahim, A. Y., Gudhimella, S., Pandruvada, S. N., Huja, S. S. Resolving differences between animal models for expedited orthodontic tooth movement. Orthodontics & Craniofacial Research. 20, 72-76 (2017).
  36. Kirschneck, C., Bauer, M., Gubernator, J., Proof, P., Schröder, A. Comparative assessment of mouse models for experimental orthodontic tooth movement. Scientific Reports. 10 (1), 1-12 (2020).
  37. Ransom, R. C., et al. Mechanoresponsive stem cells acquire neural crest fate in jaw regeneration. Nature. 563 (7732), 514-521 (2018).
  38. Mardas, N., et al. Experimental model for bone regeneration in oral and cranio-maxillo-facial surgery. Journal of Investigative Surgery. 27 (1), 32-49 (2014).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

JoVE 200 C57 B6J 3 8 14

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved