JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

خنازير غينيا Dunkin-Hartley هي نموذج حيواني راسخ لأبحاث هشاشة العظام. قد تستفيد مثل هذه الدراسات من الحقن داخل المفصل لأسباب مختلفة ، بما في ذلك التحقيق في عوامل جديدة أو علاج المرض. وصفنا منهجية لحقن الركبة داخل المفصل في خنازير غينيا وتحليل التصوير المقطعي المحوسب الدقيق اللاحق لتقييم تغيرات الركبة المرتبطة بالتهاب المفاصل.

Abstract

الغرض من هذا البروتوكول هو توجيه الباحثين في إجراء تقنية موجهة بالجس لحقن الركبة داخل المفصل في خنازير غينيا والتقييم باستخدام التصوير المقطعي المحوسب الدقيق. تعد خنازير غينيا Dunkin-Hartley نماذج قوية لأبحاث هشاشة العظام لأنها تصاب تلقائيا بهشاشة العظام في ركبتيها. يعد توصيل الدواء داخل المفصل طريقة شائعة لدراسة آثار دواء بحثي في الجسم الحي. في البشر ، يمكن للعوامل العلاجية التي تدار عن طريق الحقن داخل المفصل أن تخفف الألم وتؤخر المزيد من تطور هشاشة العظام. كما هو الحال مع أي نوع ، فإن إدخال إبرة في مساحة مشتركة لديه القدرة على التسبب في إصابة ، والتي يمكن أن تؤدي إلى الألم أو العرج أو العدوى. مثل هذه الأحداث السلبية يمكن أن تضر برفاهية ، وتربك نتائج الدراسة ، وتتطلب إضافية لتحقيق أهداف الدراسة. على هذا النحو ، من الضروري تطوير تقنيات الحقن المناسبة لمنع المضاعفات ، خاصة في الدراسات الطولية التي تتطلب حقن متعددة ومتكررة داخل المفصل. باستخدام المنهجية المقدمة ، تلقت خمسة خنازير غينيا حقن الركبة الثنائية تحت التخدير العام. بعد سبعة أيام من الحقن ، تم القتل الرحيم للحيوانات بشكل إنساني لتحليل شدة هشاشة العظام. لم تحدث أي أحداث سلبية بعد التخدير أو حقن الركبة ، بما في ذلك العرج أو الألم أو العدوى. يمكن لتحليل التصوير المقطعي المحوسب بالأشعة السينية للركبة الكشف عن التغيرات المرضية المرتبطة بالفصال العظمي. تشير بيانات التصوير المقطعي المحوسب الدقيق إلى أن هشاشة العظام أكثر حدة في الأكبر سنا ، كما يتضح من زيادة كثافة المعادن في العظام وسمك التربيق مع تقدم العمر. تتوافق هذه النتائج مع التغيرات النسيجية ودرجات مانكين المعدلة ، وهو نظام تسجيل راسخ ومستخدم على نطاق واسع لتقييم شدة التهاب المفاصل في هذه نفسها. يمكن استخدام هذا البروتوكول لتحسين الحقن داخل المفصل في خنازير غينيا.

Introduction

هشاشة العظام (OA) يؤثر على 32.5 مليون من البالغين في الولايات المتحدة. وهو ناتج عن الفقدان التدريجي للغضروف المفصلي ، والتهاب خفيف في الأنسجة داخل المفاصل وحولها ، وتشكيل النباتات العظمية والخراجات العظمية1،2. تظهر الأعراض عادة في المراحل المتأخرة من المرض ، حيث توفر العلاجات الحالية الإغاثة الملطفة فقط بالإضافة إلى وجود آثار جانبية جهازية. ينبع نقص الأدوية المعدلة للمرض من سوء فهم الآليات الأساسية للمرض3. نتيجة لذلك ، هناك حاجة طبية حرجة ومستمرة لتحسين العوامل لعلاج هشاشة العظام.

تتوفر العديد من النماذج الحيوانية من الزراعة العضوية التي تدرس المكونات المختلفة لعمليات المرض4. على الرغم من وجود العديد من النماذج الجراحية ، بما في ذلك استئصال الرباط الصليبي الأمامي وزعزعة استقرار الغضروف المفصلي الإنسي ، إلا أنها غازية وتتطلب مستوى عال من المهارة الفنية5. النماذج المستحثة كيميائيا هي إجراءات أقل توغلا نسبيا تستخدم عادة لدراسة آليات ألم هشاشة العظام6. يتضمن أحد نماذج الفئران المستخدمة على نطاق واسع تحريض الزراعة العضوية عن طريق حقن الركبة داخل المفصل من يودواسيتات الصوديوم أحادية الصوديوم (MIA). يولد هذا النموذج نمطا ظاهريا قابلا للتكرار وقويا وسريعا يشبه الألم يمكن تصنيفه عن طريق تغيير جرعة MIA7. تم وصف التفاصيل الفنية لتحفيز هذا النموذج سابقا7. ترجمة هذه التقنية إلى القوارض الأكبر ، مثل خنازير غينيا ، أمر صعب بسبب اختلافاتها التشريحية. تشمل بعض الاختلافات زيادة العضلات المحيطة بالعظام المجاورة ومساحة المفصل في خنزير غينيا والشظية المفصلية والساق مقارنة بالانصهار البعيد الذي شوهد في الفئران8. تعد خنازير غينيا Dunkin-Hartley ، وهي سلالة من خنازير غينيا المتاحة على نطاق واسع ، نموذجا حيوانيا راسخا لمرض هشاشة العظام لأنها تتطور بشكل طبيعي لهذا المرض ، مما يوفر نموذجا قويا للتحقيق في آثار العلاجات الجديدة التي تدار عن طريق الحقن داخل المفصل على تطور المرض9. تبدأ خنازير غينيا Dunkin-Hartley في تطوير الزراعة العضوية في ثلاثة أشهر ، حيث يظهر الذكور تطورا متسارعا ونمطا ظاهريا أكثر حدة10. في خنازير غينيا ، يتقدم الزراعة العضوية مع تقدم العمر ، وفي 12 شهرا ، تظهر الأمراض المرتبطة بها في التصوير11. لا تتطلب نماذج الزراعة العضوية التلقائية ، مثل نموذج Dunkin-Hartley ، أي تدخل للحث على الزراعة العضوية وبالتالي تلخيص تطور وتطور النمط الظاهري للمرض لدى البشر ، وبالتالي توفير نموذج متعدي قوي10. علاوة على ذلك ، فإن التطور التلقائي ل OA يسمح بالتحكم الداخلي عندما يتم إعطاء علاجات جديدة من جانب واحد في ركبة واحدة لحيوان معين. تقلل هذه الرقابة الداخلية من آثار المتغيرات بين عند تحليل البيانات وقد تساعد في تقليل أعداد الإجمالية.

يعد تحليل التصوير المقطعي المحوسب الدقيق بالأشعة السينية (μCT) أداة قوية تسمح بالتقييم الكمي لشدة هشاشة العظام12. يتضمن μCT مسح صور أشعة سينية متعددة وعالية الدقة ، تم الحصول عليها من عينة دوارة أو مصدر وكاشف أشعة سينية دوار13. بعد ذلك ، يتم إعادة بناء البيانات الحجمية ثلاثية الأبعاد (3D) في شكل شرائح صورة مكدسة14. نظرا لأن العظم المعدني له تباين ممتاز في μCT ، يمكن استخدام هذه الطريقة لتقييم ميزات 3D وإجراء تحليلات كمية للتغيرات المرتبطة ب OA15،16،17. يوفر μCT العديد من المزايا مقارنة بالأدوات المستخدمة على نطاق واسع ، بما في ذلك التشريح المرضي وتحليل المشي. على عكس التقييم النسيجي لقسم واحد أو بضعة أقسام من الأنسجة ، يقوم التصوير المقطعي المحوسب بمسح المفصل بأكمله ويقدم تقييما أكثر شمولية لآفات OA18. في حين أن تحليل المشي يمكن أن يميز التغيرات العرضية في وظيفة المفصل بمرور الوقت ، فإن تغييرات المفاصل تتطور قبل وقت طويل من التغييرات الوظيفية المرتبطة بهشاشة العظام. يمكن أن يوفر μCT مقياسا أكثر حساسية لتطور الزراعة العضوية قبل ظهور العرج. هناك قياسان كميان مهمان بشكل خاص يشملان كثافة المعادن في العظام وسمك التربيق حيث يزداد كلاهما طوال تقدم OA19,20. قد يكون من المفيد تقسيم التحليل إلى صفيحة تحت الغضروف وعظم تربيقي ، حيث أن لهما ميزات مختلفة ، لتحقيق قياسات ومقارنات أكثر قوة.

الهدف العام من هذه الطريقة هو مساعدة الباحثين على إجراء الحقن داخل المفصل بنجاح على خنازير غينيا. استخدم البروتوكول المقدم خمسة (ن = 2) وتسعة (ن = 1) و 12 (ن = 2) خنازير غينيا دانكن هارتلي سليمة. يمكن استقراء الإجراءات لسلالات خنزير غينيا الأخرى والأعمار التي تتطلب حقن الركبة داخل المفصل. في النماذج التلقائية لهشاشة العظام ، مثل نموذج Dunkin-Hartley ، غالبا ما يتم مراقبة تطور المرض والاستجابة للعلاج التسلسلي على مدى فترات طويلة من الزمن ، تمتد من أسابيع إلى أشهر9. ينتج عن هذا البروتوكول الموسع حقن متعددة داخل المفصل ، وبالتالي من المهم أن يكون لديك تقنية حقن مناسبة لمنع الأحداث الضائرة ، بما في ذلك الألم أو العرج أو العدوى ، وكلها يمكن أن تؤثر على رعاية وتربك نتائج الدراسة بينما تستلزم إضافية في الدراسة. يصف البروتوكول المقدم منهجية الحقن داخل المفصل في خنازير غينيا والتحليل اللاحق لبيانات μCT.

Protocol

تمت الموافقة على جميع الطرق الموضحة هنا من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام بجامعة ساوث كارولينا الطبية. اتبعت الدراسة مبدأ 3R.

1. الاستعدادات الحقن داخل المفصل

  1. اسمح لخنازير غينيا Dunkin-Hartley بالتأقلم مع المنشأة لمدة أسبوع على الأقل قبل بدء التجربة.
    ملاحظة: تم استخدام ذكور خنازير غينيا البالغة من العمر 5- (ن = 2) و 9- (ن = 1) و 12- (ن = 2). يظهر الذكور تطورا متسارعا ونمطا ظاهريا أكثر حدة من الزراعة العضوية.
  2. احلق منطقة الركبة بشفرة كهربائية.
    ملاحظة: كن حذرا من الحلمات وسطيا.
  3. تخدير خنزير غينيا في غرفة إيزوفلوران توصيل 3-5٪ إيزوفلوران في خليط O2 (معدل التدفق 2.5 لتر / دقيقة) ثم نقل خنزير غينيا إلى مخروط أنف متصل بدائرة تخدير غير قابلة لإعادة التنفس. ضبط إيزوفلوران للحفاظ على المستوى الجراحي للتخدير أثناء الحقن ، عادة بمعدل تدفق الأكسجين من 0.5-1 لتر / دقيقة و 1-3 ٪ إيزوفلوران.
    ملاحظة: تسبب الحقن داخل المفصل ألما خفيفا ومؤقتا. يتم تخدير أثناء العملية لمنع إدراك المنبهات المؤلمة وتحسين دقة الحقن. في الدراسة المقدمة ، فإن إعطاء العوامل المسكنة ، بما في ذلك العقاقير المضادة للالتهابات غير الستيرويدية ، من شأنه أن يتداخل مع تطور الزراعة العضوية21. بسبب الألم اللحظي ، والتخدير المقدم وإمكانية المسكنات لإرباك النموذج ، لم يتم إعطاء المسكنات إلا إذا أظهرت آثارا جانبية ، بما في ذلك العرج وعلامات الألم على ملامسة المفاصل بعد الحقن. يجب على الباحثين النظر في استخدام المسكنات للحقن الروتينية. يوصى باستخدام المسكنات عند حدوث آثار جانبية. يجب مناقشة النظم المسكنة مع الطبيب البيطري المؤسسي والموافقة عليها من قبل IACUC قبل بدء الدراسات.
  4. تأكد من أن خنزير غينيا في عمق التخدير المناسب بسبب عدم استجابة قرصة إصبع القدم.
  5. ضع مادة تشحيم معقمة للعين على كلتا العينين لمنع الجفاف والإصابة.
  6. تمييع betadine بالماء المعقم إلى 10 ٪.
  7. تمييع 200 الإيثانول دليل مع الماء المعقم إلى 70 ٪ من الإيثانول.
  8. تحضير حلول للحقن ، في خزانة السلامة الحيوية للحفاظ على العقم. في البروتوكول المقدم ، تم استخدام مركبة معقمة (1x محلول ملحي مخزن بالفوسفات) لحقن كلتا الركبتين. يمكن تغيير الحلول بناء على أهداف البحث.
    ملاحظة: تأكد من تخفيف المحاليل الطازجة للحقن مباشرة قبل جلسة الحقن لضمان العقم. يجب التخلص من أي محاليل غير مستخدمة في نهاية كل جلسة حقن.
  9. املأ محاقن الأنسولين المعقمة التي تستخدم لمرة واحدة بمحلول للحقن. احرص على استخدام أصغر حجم يمكن تحقيقه لمنع التحميل الزائد على مساحة المفصل بالحجم. في هذه الدراسة ، تم استخدام 50 ميكرولتر.
  10. ضع خنزير غينيا ومخروط الأنف على سطح نظيف مع وسادة تدفئة للدعم الحراري والحشو أسفل الرأس لرفعه قليلا.
  11. ارتد ثوبا جراحيا وشبكة شعر وقفازات معقمة وقناعا أثناء إجراء عملية الحقن.
  12. صب 10٪ بيتادين على كرة قطنية وامسح منطقتي الركبة.
  13. صب 70٪ من الإيثانول على كرة قطنية وامسح منطقتي الركبة.
  14. كرر 1.12 و 1.13 مرتين أخريين.
    ملاحظة: لأغراض العرض التوضيحي ، يظهر الفيديو المقابل تنظيف الركبة وموقع الحقن مرة واحدة باستخدام 10٪ بيتادين و 70٪ إيثانول. تم تنظيف موقع الحقن لاحقا باستخدام حركات دائرية مرتين أخريين ، بالتناوب بين هذه المحاليل. يوصى باستخدام ثلاثة مقشرات تسلسلية مع محاليل فرك متناوبة وكحول لتحقيق تقنية التعقيم.

2. الحقن داخل المفصل

  1. ضع خنزير غينيا في وضع ضعيف لكامل الإجراء.
  2. ارتد زوجا جديدا من القفازات المعقمة وجس مفصل الركبة.
    ملاحظة: في البروتوكول والفيديو المقدمين ، تم استخدام قفازات النتريل المعقم. يجب استخدام القفازات المعقمة ، بما في ذلك قفازات النتريل المعقمة أو القفازات الجراحية ، لتقنية التعقيم.
  3. ثني الركبة يدويا إلى 90 درجة.
  4. حرك الإصبع البعيد إلى الرضفة لتحديد أخدود الجانب البعيد من مساحة المفصل عن طريق ثني الطرف الخلفي وتمديده.
    ملاحظة: يمكن ملامسة الرضفة في هذا الوضع كهيكل صغير ثابت يقع مباشرة فوق مساحة المفصل. يمكن الشعور بالساق كبنية عظمية بعيدة عن الرضفة. بمجرد تحديد موقع الساق والرضفة ، يكون المفصل ، الذي يشعر به الأخدود ، بينهما ، بعيدا عن الرضفة وقريبا من الساق.
  5. أدخل إبرة الأنسولين بعناية على خط الوسط البعيد إلى الرضفة داخل مساحة المفصل. يجب إدخال الإبرة 1-2 مم تحت الجلد لدخول مساحة المفصل.
    ملاحظة: أكبر نافذة وصول لمساحة المفصل أثناء ثني الركبة تقع على الجانب الأمامي من الطرف على خط الوسط ، بعيدا مباشرة عن الرضفة. سيساعد الحقن على خط الوسط في الاتجاه الأمامي إلى الخلفي في الحقن بدقة في مساحة المفصل دون اختراق الهياكل العظمية. يمكن تحقيق الحقن الدقيق في مساحة المفصل باستخدام نهج جانبي إلى وسطي ، على الرغم من أن نافذة الوصول تكون أضيق خاصة عند ثني الركبة.
  6. حقن 50 ميكرولتر من المحلول في المفصل ببطء. تأكد من إدخال الإبرة بسهولة ، ويتم حقن المحتويات دون مقاومة.
    ملاحظة: تأكد من عدم إدخال الإبرة عميقا جدا لأنها قد تسبب تلفا في المفاصل أو العظام وتؤدي إلى التهاب و / أو ألم غير مرغوب فيه. إذا لم يتم العثور على الأخدود المقابل لمساحة المفصل ، يمكن أن تخترق الإبرة عظم الفخذ أو الرضفة أو الساق. لذلك ، من المفيد أن تلمس بثقة الأخدود المقابل لمساحة المفصل لمنع الحقن حول المفصل أو الإصابات المرتبطة باختراق الهياكل العظمية. إذا تطورت فقاعة في موقع الحقن تحت الجلد ، كان الحقن ضحلا جدا ودخل السائل إلى الفضاء تحت الجلد. اعتمادا على خصائص العامل المستخدم ، قد يدخل الدواء إلى مساحة المفصل عن طريق الانتشار ، أو قد تكون هناك حاجة إلى محاولة حقن أخرى.
  7. بمجرد الانتهاء من ذلك ، تخلص من الإبرة في سلة الأدوات الحادة.
    ملاحظة: لأغراض الممارسة والتدريب ، قم بحقن سائل يحتوي على صبغة في الفضاء المشترك للجثة في قوارض أو خنزير غينيا مماثل الحجم. ثم تشريح المفصل لتأكيد موقع الحقن.
  8. تدليك الركبة عن طريق ثني وتمديد المفصل عدة مرات تعزيز انتشار الدواء داخل مساحة المفصل.
  9. كرر الخطوات 2.1-2.5 مرة واحدة على الطرف المقابل بمحلول 1x PBS.

3. الشفاء من الحقن داخل المفصل

  1. قم بإيقاف تشغيل الأيزوفلوران والحفاظ على تدفق الأكسجين بنسبة 100٪ حتى يستعيد وعيه.
  2. ضع على وسادة تدفئة للدعم الحراري حتى الإسعافية.
  3. ضع كيس ثلج على الركبة لمدة 30 ثانية بمنشفة ورقية كحاجز للمساعدة في تقليل التورم الناتج عن الحقن.
  4. تقييم مشية عند الإسعاف قبل إعادتها إلى السكن.
    ملاحظة: إذا لوحظت أي تشوهات في المشي ، فقد يكون هناك ما يبرر المسكنات والرعاية الداعمة. ينصح بتقييم مشيتهم مرة أخرى بعد عدة ساعات من الشفاء من التخدير لضمان الحركة الطبيعية.

4. التصوير المقطعي المحوسب الدقيق (μCT)

  1. لحصاد الأنسجة ، قم بإنشاء طائرة جراحية للتخدير مع خليط أكسجين 100٪ و 5٪ إيزوفلوران.
  2. تأكيد مستوى التخدير الجراحي مع عدم الاستجابة لمحفز قرصة إصبع القدم. القتل الرحيم للحيوان بطريقة إنسانية عن طريق إعطاء ≥ 150 مغ / كغ من بنتوباربيتال عن طريق الوريد وفقا للسياسات المؤسسية وبروتوكول استخدام المعتمد.
    ملاحظة: في البروتوكول المقدم ، تلقى كل من خنزير غينيا الخمسة حقنة واحدة في كلتا الركبتين. تم تخدير والقتل الرحيم بشكل إنساني بعد أسبوع واحد من الحقن.
  3. حصاد كلا الأطراف الخلفية عن طريق تشريح الجلد بعيدا عن العضلات المحيطة.
  4. بعد ذلك ، قم بتفكيك الطرف الخلفي باستخدام Rongeurs في منتصف عمود عظم الفخذ والقريب من الكاحل.
    ملاحظة: لم يتمكن سرير المسح وحامل العينة المستخدمان من استيعاب الطرف الخلفي بالكامل لخنزير غينيا البالغ. حاملات العينات الكبيرة متاحة تجاريا لأحجام العينات الأكبر.
  5. ضع الأنسجة في محلول فورمالين محايد لمدة 72 ساعة للتثبيت قبل إجراء μCT.
  6. افتح برنامج مسح μCT وضع عينة مع الفورمالين في حاوية متوافقة تتناسب مع مجلد عينة μCT مع الحفاظ على الأنسجة في مجال الرؤية.
  7. معايرة آلة μCT للتعرض للمجال المظلم والمجال الخفيف وفقا لتوصيات الشركة المصنعة.
  8. امسح العينة باستخدام مرشح Al + Cu عند 18 ميكرومتر. استخدم خطوة التدوير 0.7 درجة لزاوية 360 درجة مع كاميرا الإزاحة.
    ملاحظة: يتم حفظ الفحص تلقائيا.

5. معالجة الصور لتقييم المعلمات المعمارية الدقيقة للعظام

  1. قم بتنزيل وتثبيت برنامج إعادة بناء μCT لإعادة بناء صور μCT.
  2. حدد مجلد البرنامج وانقر نقرا مزدوجا لفتح البرنامج.
  3. حدد شريحة واحدة من صور μCT بالنقر فوق شريحة صورة.
  4. اختر وجهة ملف إعادة الإعمار. حدد استعراض وأنشئ مجلدا جديدا باسم Recon. يجب أن يكون تنسيق الملف المحدد BMP (8).
  5. تحقق من تعويض اختلال المحاذاة.
    ملاحظة: عادة ما يكون التقدير قريبا من الصواب، ولكن يمكن ضبطه يدويا لإزاحة الصور المتداخلة بحيث تتم محاذاة الحواف اليمنى واليسرى قدر الإمكان.
  6. ضمن الإعدادات، قم بتطبيق خوارزميات التنعيم وتصلب الشعاع وتدوير CS والعناصر الحلقية .
    ملاحظة: قد يكون من المفيد اختيار معاينة الصورة لتحديد الوضوح قبل إعادة البناء. يمكن أن يكون إعداد الضبط الدقيق مفيدا أيضا لتحديد الإعدادات الأفضل.
  7. حدد البدء لبدء معالجة إعادة الإعمار.

6. جمع البيانات المعمارية الدقيقة من الصور المعاد بناؤها

  1. قم بتنزيل برنامج Dataviewer وتثبيته.
  2. حدد VOI وقم بتوجيه العينة للمحاذاة عموديا لتسهيل التحليل في وقت لاحق.
  3. احفظ VOI المحرر كمجلد جديد.
  4. قم بتنزيل وتثبيت CTAnalyser لتحليل خصائص العظام للمعلمات المعمارية الدقيقة.
    ملاحظة: الإصدار المجاني من CTAnalyser محدود في الوظائف ، لذلك يوصى بالحصول على ترخيص كامل.
  5. قم بتقسيم التحليل إلى صفيحة تحت الغضروف وعظم تربيقي عن طريق حفظهما كنطاق منفصل من الصور.
    ملاحظة: تقسيم التحليل ليس ضروريا ، ولكن نظرا لأن الصفيحة تحت الغضروف والعظم التربيقي لهما ميزات مختلفة ، يمكن أن تساعد التحليلات المنفصلة في القياسات والمقارنة القوية.
  6. حدد نطاق الصور المراد تحليله ، بدءا من اللوحة تحت الغضروف بالنقر فوق شريحة الصورة التي تريد البدء بها.
  7. حدد منطقة الاهتمام لكل صورة للتأكد من أنها تشمل العظم من خلال النقر على علامة التبويب منطقة الاهتمام.
  8. حدد علامة التبويب تحديد ثنائي . اضبط الرسم البياني بحيث تكون الخلفية والعظم منفصلين تماما.
  9. حدد علامة التبويب كثافة المعادن في العظام (BMD ). احفظ هذه البيانات في مجلد بيانات تحليل جديد.
  10. حدد معالجة مخصصة وانتقل إلى علامة التبويب الداخلية .
  11. قم أولا بإجراء Thresholding وحدد Auto ، ثم تشغيل.
  12. ثم حدد Despeckle واختر إزالة البقع السوداء ، ثم تشغيل.
  13. كرر إزالة البقع واختر إزالة البقع البيضاء ، ثم تشغيل.
  14. اختر تحليل 3D وحدد القيم الأساسية والقيم الإضافية.
  15. كرر الخطوات 6.2.2-6.4.5 لإعادة تعيين الصورة لتحليل العظام التربيقي.
    ملاحظة: تأكد من أن ملف الإخراج موجود في مجلد جديد بنفس ملف بيانات BMD.

النتائج

قبل إجراء الحقن داخل المفصل على الحية ، تم ممارسة البروتوكول أعلاه على ثلاث جثث فئران لضمان موقع الحقن الصحيح. خلال جلسات التدريب ، تم حقن 50 ميكرولتر من صبغة الميثيلين الزرقاء الجديدة بنسبة 70٪ في مفاصل الركبة باستخدام المنهجية الموضحة أعلاه. هذا يعادل ست حقن ممارسة. بعد الحقن ، تم تشريح مف?...

Discussion

على الرغم من التطورات الحديثة في علاج أعراض هشاشة العظام ، هناك نقص كامل في العوامل العلاجية التي تمنع ظهور أو تأخير تطور OA24. حاليا ، العلاج الوحيد لهشاشة العظام الشديدة هو استبدال المفاصل ، وهو مكلف وغازي ويمكن أن يؤدي إلى اعتلال المرضى ووفياتهم25. نتيجة لذلك ، هن...

Disclosures

اي

Acknowledgements

تم دعم البحث الموضح في هذه المخطوطة من قبل كرسي ساوث كارولينا سمارت ستيت® الممنوح في صناديق هبات اكتشاف الأدوية (PMW) ، وقسم الموارد الحيوانية المختبرية في MUSC ، و MUSC Drug Discovery Core. تم دعم هذا المنشور أيضا من قبل المركز الوطني لتطوير العلوم الانتقالية التابع للمعاهد الوطنية للصحة بموجب أرقام المنح TL1 TR001451 و UL1 TR001450 ، بالإضافة إلى المعهد الوطني لأبحاث الأسنان والقحف الوجهي التابع للمعاهد الوطنية للصحة بموجب الجائزة رقم R01DE029637.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
200 Proof EthanolDecon Laboratories2701sterilizing agent
3D.SUITE softwareBrukerμ-CT analyzing software
Betadine Surgical ScrubAvrio Health67618-151-16sterilizing agent
Insulin syringe with needleUlticare91008to perform injections
IsofluranePiramal803249anesthesize animal
Neutral Buffered FormalinFisher Scientific23-427098Fix tissue
Nrecon SoftwareBrukerμ-CT reconstruction software
Phosphate Buffered SalineCytivaSH30258.01control and diluting agent
SkyScan 1176Brukerto scan samples 

References

  1. Callahan, L. F., Cleveland, R. J., Allen, K. D., Golightly, Y. Racial/Ethnic, socioeconomic, and geographic disparities in the epidemiology of knee and hip osteoarthritis. Rheum Dis Clin North Am. 47 (1), 1-20 (2021).
  2. Mandl, L. A. Osteoarthritis year in review 2018: clinical. Osteoarthritis Cartilage. 27 (3), 359-364 (2019).
  3. Assirelli, E., et al. Complement expression and activation in osteoarthritis joint compartments. Front Immunol. 11, 535010 (2020).
  4. Lampropoulou-Adamidou, K., et al. Useful animal models for the research of osteoarthritis. Eur J Orthop Surg Traumatol. 24 (3), 263-271 (2014).
  5. Glasson, S. S., Blanchet, T. J., Morris, E. A. The surgical destabilization of the medial meniscus (DMM) model of osteoarthritis in the 129/SvEv mouse. Osteoarthritis Cartilage. 15 (9), 1061-1069 (2007).
  6. Kuyinu, E. L., Narayanan, G., Nair, L. S., Laurencin, C. T. Animal models of osteoarthritis: classification, update, and measurement of outcomes. J Orthop Surg Res. 11, 19 (2016).
  7. Pitcher, T., Sousa-Valente, J., Malcangio, M. The Monoiodoacetate Model of Osteoarthritis Pain in the Mouse. J Vis Exp. (111), e53746 (2016).
  8. de Araujo, F. A., et al. morphology of the hind limbs in two caviomorph rodents. Anat Histol Embryol. 42 (2), 114-123 (2013).
  9. Veronesi, F., Salamanna, F., Martini, L., Fini, M. Naturally occurring osteoarthritis features and treatments: systematic review on the aged guinea pig model. Int J Mol Sci. 23 (13), (2022).
  10. Kraus, V. B., Huebner, J. L., DeGroot, J., Bendele, A. The OARSI histopathology initiative - recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the guinea pig. Osteoarthritis Cartilage. 18, S35-S52 (2010).
  11. Wang, S., et al. The osteoarthritis natural progress and changes in intraosseous pressure of the guinea pig model in different degeneration stages. Orthop Surg. 14 (11), 3036-3046 (2022).
  12. Boyde, A. The bone cartilage interface and osteoarthritis. Calcif Tissue Int. 109 (3), 303-328 (2021).
  13. Akhter, M. P., Recker, R. R. High resolution imaging in bone tissue research-review. Bone. 143, 115620 (2021).
  14. Clark, D. P., Badea, C. T. Advances in micro-CT imaging of small animals. Phys Med. 88, 175-192 (2021).
  15. Bouxsein, M. L., et al. Guidelines for assessment of bone microstructure in rodents using micro-computed tomography. J Bone Miner Res. 25 (7), 1468-1486 (2010).
  16. Yang, D., et al. Involvement of CD147 in alveolar bone remodeling and soft tissue degradation in experimental periodontitis. J Periodontal Res. 52 (4), 704-712 (2017).
  17. Ruegsegger, P., Koller, B., Muller, R. A microtomographic system for the nondestructive evaluation of bone architecture. Calcif Tissue Int. 58 (1), 24-29 (1996).
  18. Boca, C., et al. Comparison of micro-CT imaging and histology for approximal caries detection. Sci Rep. 7 (1), 6680 (2017).
  19. Ren, P., et al. Biochemical and morphological abnormalities of subchondral bone and their association with cartilage degeneration in spontaneous osteoarthritis. Calcified Tissue International. 109 (2), 179-189 (2021).
  20. Wang, X., et al. Stage-specific and location-specific cartilage calcification in osteoarthritis development. Ann Rheum Dis. 82 (3), 393-402 (2023).
  21. Magni, A., et al. Management of osteoarthritis: expert opinion on NSAIDs. Pain Ther. 10 (2), 783-808 (2021).
  22. Wang, T., Wen, C. Y., Yan, C. H., Lu, W. W., Chiu, K. Y. Spatial and temporal changes of subchondral bone proceed to microscopic articular cartilage degeneration in guinea pigs with spontaneous osteoarthritis. Osteoarthr Cartil. 21 (4), 574-581 (2013).
  23. Gao, J., Ren, P., Gong, H. Morphological and mechanical alterations in articular cartilage and subchondral bone during spontaneous hip osteoarthritis in guinea pigs. Front Bioeng Biotechnol. 11, 1080241 (2023).
  24. Makarczyk, M. J., et al. Current models for development of disease-modifying osteoarthritis drugs. Tissue Eng Part C Methods. 27 (2), 124-138 (2021).
  25. Hunter, D. J. Pharmacologic therapy for osteoarthritis--the era of disease modification. Nat Rev Rheumatol. 7 (1), 13-22 (2011).
  26. Schuelert, N., McDougall, J. J. Grading of monosodium iodoacetate-induced osteoarthritis reveals a concentration-dependent sensitization of nociceptors in the knee joint of the rat. Neurosci Lett. 465 (2), 184-188 (2009).
  27. Yao, X., et al. Chondrocyte ferroptosis contribute to the progression of osteoarthritis. J Orthop Translat. 27, 33-43 (2021).
  28. Huebner, J. L., Hanes, M. A., Beekman, B., TeKoppele, J. M., Kraus, V. B. A comparative analysis of bone and cartilage metabolism in two strains of guinea-pig with varying degrees of naturally occurring osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 10 (10), 758-767 (2002).
  29. Ringe, J., et al. CCL25-Supplemented hyaluronic acid attenuates cartilage degeneration in a guinea pig model of knee osteoarthritis. J Orthop Res. 37 (8), 1723-1729 (2019).
  30. Chouhan, D. K., et al. Multiple platelet-rich plasma injections versus single platelet-rich plasma injection in early osteoarthritis of the knee: An experimental study in a guinea pig model of early knee osteoarthritis. Am J Sports Med. 47 (10), 2300-2307 (2019).
  31. Patel, S., Mishra, N. P., Chouhan, D. K., Nahar, U., Dhillon, M. S. Chondroprotective effects of multiple PRP injections in osteoarthritis by apoptosis regulation and increased aggrecan synthesis- Immunohistochemistry based Guinea pig study. J Clin Orthop Trauma. 25, 101762 (2022).
  32. Cheng, J., Abdi, S. Complications of joint, tendon, and muscle injections. Tech Reg Anesth Pain Manag. 11 (3), 141-147 (2007).
  33. Wang, Q., et al. Identification of a central role for complement in osteoarthritis. Nat Med. 17 (12), 1674-1679 (2011).
  34. Santangelo, K. S., Kaeding, A. C., Baker, S. A., Bertone, A. L. Quantitative gait analysis detects significant differences in movement between osteoarthritic and nonosteoarthritic guinea pig strains before and after treatment with flunixin meglumine. Arthritis. 2014, 503519 (2014).
  35. McCoy, A. M. Animal models of osteoarthritis: comparisons and key considerations. Vet Pathol. 52 (5), 803-818 (2015).
  36. Thysen, S., Luyten, F. P., Lories, R. J. Targets, models and challenges in osteoarthritis research. Dis Model Mech. 8 (1), 17-30 (2015).
  37. Vazquez-Portalatin, N., Breur, G. J., Panitch, A., Goergen, C. J. Accuracy of ultrasound-guided intra-articular injections in guinea pig knees. Bone Joint Res. 4 (1), 1-5 (2015).
  38. Nie, C., Wang, Z., Liu, X. The effect of depression on fracture healing and osteoblast differentiation in rats. Neuropsychiatr Dis Treat. 14, 1705-1713 (2018).
  39. Jonsson, T. Micro-CT and deep learning: Modern techniques and applications in insect morphology and neuroscience. Front Insect Sci. 3, (2023).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

JoVE 210

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved