JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف هذا البروتوكول طريقة للحصول على تسجيلات خلية عصبية واحدة عالية الكثافة في الجسم الحي من جذع دماغ الفئران الثابتة بالرأس. يتم نشر هذا النهج لقياس إطلاق جهد الفعل للخلايا العصبية في الرمادي البطني الوحشي حول القناة - منطقة جذع الدماغ غير نشطة أثناء نوم حركة العين السريعة (REM) - قبل وأثناء التخدير العام.

Abstract

تحظى التسجيلات القائمة على أقطاب السيليكون متعددة بشعبية متزايدة لدراسة النشاط العصبي عند الدقة الزمنية لإمكانات الفعل في العديد من مناطق الدماغ. ومع ذلك ، فإن تسجيل النشاط العصبي من الهياكل الذيلية العميقة مثل جذع الدماغ باستخدام مجسات متعددة القنوات لا يزال يمثل تحديا. يتمثل أحد المخاوف الكبيرة في إيجاد مسار لإدخال المسبار الذي يتجنب الأوعية الدموية الكبيرة ، مثل الجيوب الأنفية الوريدية السهمية العلوية والجيب الوريدي المستعرض. يمكن أن يتسبب إصابة هذه الأوردة الكبيرة في حدوث نزيف حاد وتلف أنسجة المخ الأساسية وربما الوفاة. يصف هذا النهج استهداف هياكل جذع الدماغ عن طريق اقتران الإحداثيات الأمامية بنهج بزاوية ، مما يسمح لمسبار التسجيل باختراق الدماغ أسفل هياكل الأوعية الدموية عالية الخطورة. بالمقارنة مع النهج الرأسي الصارم ، فإن النهج الزاوي يزيد من عدد مناطق الدماغ التي يمكن استهدافها. باستخدام هذه الإستراتيجية ، يمكن الوصول إلى اللون الرمادي البطني الوحشي حول القناة (vlPAG) ، وهي منطقة جذع الدماغ المرتبطة بنوم حركة العين السريعة ، بشكل متكرر وموثوق للحصول على تسجيلات أحادية الوحدة متعددة الأقطاب الكهربائية في الفئران الثابتة بالرأس قبل وأثناء تخدير سيفوفلوران. تعد القدرة على تسجيل النشاط العصبي في vlPAG والنوى المحيطة بها بدقة زمنية عالية خطوة إلى الأمام في تعزيز فهم العلاقة بين نوم حركة العين السريعة والتخدير.

Introduction

أصبحت التسجيلات المستندة إلى أقطاب كهربائية متعددة من السيليكون شائعة بشكل متزايد لقياس النشاط العصبي عبر العديد من مناطق الدماغ بدقة جهد الفعلالفردي 1،2،3،4. على مدى العقد الماضي ، نمت تقنية التسجيل عالية الكثافة بشكل كبير. يمكن أن تستوعب أقطاب التسجيل الحالية القائمة على السيليكون عدد القنوات العالية والألياف الضوئية وأجهزة تسجيل القشرة الكهربائية (ECoG)5،6. علاوة على ذلك ، يسمح الزرع المزمن لهذه الأقطاب الكهربائية بتسجيلات طويلة المدى7،8.

على الرغم من التطورات التكنولوجية الحديثة ، لا يزال استهداف الهياكل الذيلية العميقة مثل جذع الدماغ باستخدام مجسات متعددة القنوات أمرا صعبا. عند استهداف هياكل جذع الدماغ مثل الرمادي البطني الوحشي حول القناة (vlPAG) ، تتمثل إحدى العقبات المهمة في تحديد مسار المسبار الذي يتجنب الأوعية الدموية الرئيسية ، على سبيل المثال ، الجيوب الأنفية الوريدية السهمية العلوية والجيب الوريدي المستعرض. يمكن أن تسبب إصابة هذه الأوردة الكبيرة نزيفا حادا ، وتلفا في أنسجة المخ الأساسية ، وحتى الموت9،10. نقترح استهداف هياكل جذع الدماغ من الإحداثيات الأمامية بزاوية ، مما يسمح لمسبار التسجيل باختراق الدماغ أسفل هياكل الأوعية الدموية عالية الخطورة (انظر الشكل 1). هذا النهج الزاوي ، مقارنة بالنهج الرأسي ، يزيد من عدد مناطق الدماغ التي يمكن الوصول إليها للتسجيل. بالإضافة إلى ذلك ، في الظروف التجريبية التي تكون فيها تسجيلات ECoG مطلوبة ، يوفر النهج الأمامي الزاوي مزيدا من سطح الجمجمة المتاح لزرع سماعة الرأس ECoG ، حيث يتم وضع نافذة حج القحف لإدخال المسبار في الأمام10،11.

يظل تحديد مجموعات الخلايا والدوائر المحددة المسؤولة عن تغيرات نوم حركة العين السريعة الناجمة عن التخدير هدفا رئيسيا لأبحاث التخدير. وبالتالي ، كان الهدف هنا هو الوصول بشكل متكرر وموثوق به إلى vlPAG - منطقة جذع الدماغ المرتبطة بنوم حركة العين السريعة - للحصول على وحدة واحدة ، تسجيلات متعددة الأقطاب الكهربائية في الفئران الثابتة بالرأس قبل وأثناء تخدير سيفوفلوران12،13. استخدمت الدراسات السابقة قياسات إمكانات المجال المحلي الكهربية (LFP) ل vlPAG في الفئران المستيقظة لتحديد تغيرات الحالة العصبية المرتبطة بالتخدير14،15. ومع ذلك ، فإن قياسات LFP حساسة في المقام الأول للنشاط المشبكي ، وليس إمكانات العمل ، داخل المنطقة المسجلة16. وبالتالي ، لا يزال هناك فهم محدود لكيفية تأثير التخدير بشكل مباشر على أنماط النشاط العصبي التي تنتجها الخلايا العصبية vlPAG. هنا ، يتم وصف طريقة للحصول على تسجيلات خلية عصبية مفردة عالية الكثافة من جذع دماغ الفئران الثابتة بالرأس. يمكن أيضا تكييف هذه الطريقة لتسجيل نشاط الخلايا العصبية المفردة من مختلف هياكل جذع الدماغ العميقة والخلفية الأخرى.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

تمت الموافقة على جميع الدراسات من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامه في جامعة فيرجينيا (شارلوتسفيل ، فيرجينيا). تم استخدام خمسة ذكور من الفئران C57BL / 6J ، تتراوح أعمارهم بين 3-7 أشهر ، ويزن 25-30 جم. تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة هنا مدرجة في جدول المواد.

1. زرع غطاء الرأس وسماعة الرأس

  1. اصنع سماعة رأس ECoG عن طريق لحام سلك الفولاذ المقاوم للصدأ المطلي بالبيرفلورو ألكوكسي (PFA) برأس موصل مكون من 3 سنون (الشكل 2 أ).
  2. تحديد إحداثيات الإدراج استنادا إلى أطلس الماوسالتجسيمي 17. يعد استخدام نظرية فيثاغورس لحساب زاوية وعمق إدخال المسبار - خاصة عندما يكون هناك القليل من المعلومات في الأدبيات - نقطة انطلاق معقولة (الشكل 1) 18.
    ملاحظة: في النهاية ، سيتم تعديل الإحداثيات عن طريق التجربة والخطأ. لاستهداف vlPAG ، تم استخدام الإحداثيات التالية في الفئران البالغة: الأمامي الخلفي (AP) -3.6 مم ، الوسيط الوحشي (ML) +0.5 مم ، الظهري البطني (DV) -4 مم. تم إدخال المسبار بزاوية 20 درجة (AP).
  3. تحفيز التخدير العام عن طريق وضع الفأر في غرفة الحث (1.5٪ -3٪ إيزوفلوران في الأكسجين). بمجرد التخدير ، ضع الماوس في الإطار التجسيمي ، ووضع أنف في مخروط الأنف وتثبيت الرأس بقضبان الرأس.
  4. ضع مرهم العين على العينين لمنع تلف القرنية. استخدم نظام التحكم في درجة الحرارة للحفاظ على درجة حرارة الجسم عند 37 درجة مئوية.
  5. ضعي كريم إزالة الشعر أو حلق الفراء على فروة الرأس ، ثم عقميه باليود بوفيدون و 70٪ كحول. استخدم تقنية التعقيم "النصائح فقط" للحفاظ على مجال جراحي معقم.
  6. قم بإجراء اختبار قرصة إصبع القدم للتحقق من عمق التخدير.
  7. تطبيق تسكين الألم: كاربروفين 2.5 ملغ/كغ، يعطى تحت الجلد في الظهر.
  8. قم بعمل شق 5 مم في فروة الرأس لإزالة بقعة دائرية من الجلد فوق العظام الجداري والقذالي. قم بإزالة السحايا برفق عن طريق كشطها بشفرة المشرط.
  9. استخدم شفرة المشرط لقطع مرفقات العضلات وفضح العظام الجدارية والقذالية19. ضع بيروكسيد الهيدروجين حسب الحاجة للسيطرة على النزيف وتجفيف سطح الجمجمة. من الأهمية بمكان وضع أسمنت الأسنان والراتنج على الجمجمة الجافة لتحقيق رابطة قوية.
  10. أولا ، حدد معالم بريجما ولاجدا على الجمجمة20. بعد ذلك ، اضبط موضع مخروط الأنف لتسوية الوضع الأمامي الخلفي للجمجمة ، مع التأكد من عدم وجود فرق ارتفاع يزيد عن 100 ميكرومتر بين المعلمين.
  11. لتسوية الوضع الإنسي الجانبي للجمجمة ، اختر نقطتين متقابلتين بين بريجما ولاجدا ، كل واحدة 1 مم من الخيط السهمي وتحقق من مستواها. إذا كان هناك فرق ارتفاع بينهما يزيد عن 100 ميكرومتر ، فاضبط الموضع الجانبي الإنسي للجمجمة عن طريق معالجة قضبان الرأس.
  12. قم بقياس المسافة بين بريجما ولاجدا ومقارنتها بالمسافة المبلغ عنها في أطلس فرانكلين باكسينوس التجسيمي (عادة 4.2 مم)17. استخدم الفرق بين المسافات المقاسة والمبلغ عنها لقياس إحداثيات نقطة الوصول بشكل متناسب. مارك ينسق حج القحف على الجمجمة بقلم رصاص معقم.
    ملاحظة: إذا كانت مسافة بريجما-لامدا المقاسة تختلف عن 4.2 مم ، فيجب قياس الإحداثيات بشكل متناسب. وتتوافق جميع إحداثيات نقطة الوصول المبلغ عنها في أطلس تجسيمي مع مسافة بريجما - لامدا المعيارية. نظرا لأن حجم جمجمة الماوس متغير ، فمن المهم ضبط إحداثياتك وفقا لذلك.
  13. باستخدام أداة معالجة دقيقة تجسيمية ، ضع الصفيحة الأمامية مباشرة فوق خياطة لامدا ، وثبتها على الجمجمة عن طريق وضع الأسمنت السني على الصفيحة الأمامية وحولها (الشكل 3 أ ، ب). اترك 10 دقائق على الأقل حتى يجف الأسمنت.
  14. حفر ثقوب لدغ (قطرها 0.5 مم) لقطبين قشريين (القشرة الأمامية والجدارية ) ولقطب كهربائي يعمل كقطب مرجعي (المخيخ). ضع الأطراف المجردة (0.5 مم) من أقطاب الأسلاك الفضية المطلية داخل فتحات الأزيز وقم بتثبيتها باستخدام الراتنج المنشط بالأشعة فوق البنفسجية.
  15. قم بتغطية الأسلاك المصنوعة من الفولاذ المقاوم للصدأ المطلية بالكامل بالأسمنت للأسنان حتى لا ينكشف أي سلك. قم بتغطية الجانب السفلي والجوانب من سماعة الرأس بأسمنت الأسنان بحيث يكون ثابتا في مكانه. تأكد من بقاء خيوط بريجما ولاجدا مرئية بمجرد تثبيت سماعة الرأس في مكانها (الشكل 2 ب).
  16. دع الفأر يتعافى لمدة لا تقل عن 7 أيام ، وافحص موقع والجراحة يوميا بحثا عن أي مخالفات. تطبيق المسكنات (كاربروفين 2.5 ملغ/كغ، SC) حسب الحاجة.

2. وضع مسبار السيليكون وتسجيله

  1. اعتاد الماوس على جهاز التسجيل وتثبيت الرأس (1.5 ساعة على الأقل في يومين منفصلين) (الشكل 2 د).
  2. في يوم التسجيل ، ضع الفأر في غرفة التخدير (إيزوفلوران 1.5٪ -3٪ في الأكسجين).
  3. ضع الماوس في إطار تجسيمي ، واضبط مخروط الأنف وأشرطة الرأس كما هو موضح في 1.3. الحفاظ على التخدير (الأيزوفلوران 1.5٪ -3٪ في الأكسجين) طوال الجراحة التجسيمية. قم بإجراء اختبار قرصة إصبع القدم للتحقق من عمق التخدير.
  4. ضع مرهم العين على العينين وحافظ على درجة حرارة الجسم المناسبة.
  5. حدد بريجما ولاجدا ، مع التأكد من عدم وجود فرق ارتفاع يزيد عن 100 ميكرومتر بين المعلم التشريحي.
  6. ابحث عن الإحداثيات المحسوبة على الجمجمة وقم بتمييزها بقلم رصاص معقم ، ثم قم بإنشاء مخطط تفصيلي لنافذة حج القحف 2 مم × 2 مم حول الإحداثيات.
  7. قم بإجراء اختبار قرصة إصبع القدم للتحقق من عمق التخدير.
  8. استخدم مثقابا عالي السرعة لإنشاء نافذة حجم قحف مقاس 2 مم × 2 مم. ضع 0.5-1 مل من المحلول الملحي العادي لمنع سطح الدماغ من الجفاف. قم بإزالة الجافية باستخدام إبرة حقنة وملقط دقيق.
    ملاحظة: راقب الأوعية الرئيسية (الجيوب السهمية العلوية ، الجيوب الأنفية المستعرضة) لتجنب النزيف المفرط (الشكل 3).
  9. استخدم مثقابا عالي السرعة لإنشاء فتحة نتوءات منفصلة للقطب المرجعي لمسبار السيليكون ، بشكل عام ~ 1-2 مم من نافذة الجمجمة.
  10. ضع لاصق سيليكون منخفض السمية سعة 0.2 مل على الجمجمة لإغلاق حج القحف تماما باستخدام أداة التطبيق المرفقة.
  11. دع الماوس يتعافى لمدة 1 ساعة تقريبا.
  12. قم بتثبيت رأس الماوس على جهاز تسجيل الفيزيولوجيا الكهربية باستخدام الصفيحة الأمامية والبراغي (الشكل 2 د).
  13. قم بتغطية ساق مسبار السيليكون بصبغة الفلورسنت DiI (1: 4 DiI: Ethanol) بحيث يمكن إعادة بناء مسار المسبار بعد التجربة.
  14. قم بتركيب المسبار على المناور واضبط الزاوية المطلوبة. لاستهداف vlPAG ، تم تطبيق زاوية AP من 15-20 درجة.
  15. اخفض مسبار التسجيل إلى سطح الدماغ داخل منتصف نافذة الجمجمة. أولا ، أدخل المسبار يدويا على عمق ~ 300 ميكرومتر. بمجرد إدخاله إلى هذا العمق ، قم بخفض المسبار ببطء تلقائيا (على سبيل المثال ، 200 ميكرومتر / دقيقة) إلى العمق المستهدف لتقليل تلف الأنسجة21 (الشكل 2 ج).
    ملاحظة: يوصى في البداية بالإدخال اليدوي للمسبار. يضمن إدخال المسبار اليدوي القدرة على إيقاف المسبار وسحبه في حالة انحنيه عند الإدخال الأولي. بمجرد أن يخترق المسبار الأنسجة بالكامل ، يكون من الآمن عموما الاستمرار في نزول المسبار في الوضع التلقائي.
  16. ضع الزيت المعدني على سطح الدماغ داخل نافذة حج القحف لمنع الجفاف.
  17. دع مسبار التسجيل يستقر لمدة 10 دقائق بعد الإدخال.
  18. سجل البيانات من مسبار السيليكون و ECoG بسرعة 30 كيلو هرتز باستخدام وحدة التحكم في التسجيل Intan.
  19. بعد 1-2 ساعة من التسجيل ، استخدم تقنية التروية عبر القلب لإصلاح الدماغ في 4٪ بارافورمالدهيد22.
    ملاحظة: بسبب الأسمنت ، قد يكون من الصعب إزالة الجزء المنقاري من الجمجمة. لهذا السبب يفضل استئصال الدماغ عن طريق إزالة الأجزاء الظهرية من الجمجمة.
  20. اقطع رأس الفأر ، وقطع الجلد بعد خط الوسط على الجانب الظهري ، من الرقبة إلى الفك السفلي. قم بإزالة العضلات والأنسجة المرتبطة بالجمجمة ، وقطع الفك السفلي لتسهيل الوصول إلى الدماغ.
  21. إذا تم التروية بشكل صحيح ، يجب أن يتقلص الدماغ قليلا ، مما يترك مساحة كافية لإدخال مقص ناعم في الجزء الظهري من الثقبة العظمية. قم بعمل قطع وسطي واحد ، وواحد جانبي وواحد مقابل ، بحجم حوالي 1 مم ، في العظم القذالي.
  22. قم بإزالة الجزء الظهري من الجمجمة بعناية باستخدام ملقط العين. ابدأ من العظم القذالي ، وقم بإزالة جميع شظايا الجمجمة حتى ينكشف الجزء الظهري بالكامل من الدماغ.
  23. حرك ملعقة صغيرة أسفل الدماغ ، بدءا من البصيلات الشمية لإخراج الدماغ.
  24. بمجرد نقعه وإزالته ، يمكن تخزين الدماغ في 4٪ بارافورمالدهيد عند 4 درجات مئوية لمدة 24-48 ساعة.

3. علم الأنسجة لإعادة بناء مسار المسبار

  1. قسم الدماغ إلى أقسام إكليلية 70 ميكرومتر باستخدام اهتزاز.
  2. قم بتركيب الأقسام على الشرائح باستخدام وسيط تركيب DAPI الذي يلطخ نوى الخلايا. قم بتغطية الشرائح وإغلاقها بطلاء أظافر شفاف.
  3. صور الشرائح على المجهر الفلوري. اضبط التباين / السطوع بحيث تكون مسارات المسبار مرئية بوضوح. تأكد من أن أحجام ملفات صورة tiff الناتجة أقل من 10 ميجابايت، بحيث تعمل أكواد MATLAB بسلاسة. أعد بناء مسارات المسبار باستخدام كود MATLAB23.

4. تحليل البيانات الفيزيولوجية الكهربية

  1. تحليل الإشارات العصبية المسجلة من مسبار السيليكون باستخدام برنامج الكشف والفرز التلقائي خارج الاتصال (Kilosort) 24.
  2. تصنيف المجموعات المكتشفة يدويا باستخدام Phy على أنها وحدات متعددة أومفردة 25. صنف العناقيد على أنها وحدات مفردة عندما يكون لها شكل موجة سبايك فسيولوجي ، وتظهر فترة مقاومة للحرارة في الرسم القياسي المتقاطع ، والتوزيع الطبيعي لعرض السعة.
  3. استيراد بيانات وحدة واحدة إلى MATLAB وتحليل23.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

تم زرع خمسة ذكور C57BL / 6J بسماعة رأس ECoG وغطاء رأس (الشكل 4 أ). بعد الشفاء ، اعتادت الفئران على تثبيت الرأس وجهاز تسجيل الفيزيولوجيا الكهربية خلال جلستين لمدة 1.5 ساعة في أيام منفصلة (الشكل 4 ب). بعد ذلك ، تم إنشاء نافذة حج القحف مقاس 2 مم × 2 مم (

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

تتوسط نوى جذع الدماغ الوظائف الأساسية مثل التنفس والوعي والنوم26،27،28. يمثل موقع جذع الدماغ (العميق والخلفي) تحديا في دراسة نشاطه العصبي في الجسم الحي باستخدام التقنيات القياسية. هنا يتم تقديم نهج أمامي بزاوية للسما...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

وليس لدى أصحاب البلاغ مصالح مالية متنافسة أو أي تضارب في المصالح بمقتضى هذا العمل.

Acknowledgements

تم إنشاء الشكل 1 والشكل 3 والشكل 4 والشكل 8 والشكل 9 باستخدام BioRender.com. نود أن نشكر سكوت كيليانسكي على المساعدة في كود MATLAB ومشاركة نصوصه. نشكر آنا جريس كارنز على المساعدة في إعادة بناء مسار المسبار.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1024 channel RHD Recording ControllerIntan Technologies, Los Angeles, California, USAC3008Silicon probe recording; recording hardware and software
24 mm x 50 mm No. 1.5 VWR coverslipVWR, Radnor, Pennsylvania, USA48393-081Histology
4% PFA in PBSThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USAJ61899.AKHistology; perfusion solution
C&B metabondPatterson Dental, Richmond, Virginia, USApowder: 5533559, quick base: 5533492, catalyst: 55335007Headplate &Headset Implantation
C57/6J mice 4-6 weeks, malesThe Jackson Laboratory, Bar Harbor, Maine, USA000664
Capnomac UltimaDatex, Helsinki, Finland ULT-SVi-27-07Gas Analyzer; discontinued; alternative gas analyzer can be purchased from Bionet America 
CM-DiIThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USAV22888Red fluorescent dye for coating of the silicon probe
Connector HeaderDigiKey, Thief River Falls, Minnesota, USA1212-1788-NDECoG Headset
DAPI Fluoromount-GSouthernBiotech, Birmingham, Alabama, USA0100-20Histology
iBOND UniversalPatterson Dental, Richmond, Virginia, USA044-1113Headplate &Headset Implantation; for  securing stainless steel wires to the skull
Low toxicity silicon adhesiveWorld Precision Instruments, Sarasota, Florida, USAKWIK-SILHeadplate
Micro-Manipulator SystemNew Scale Technologies, Victor, New York, USAMulti-Probe Manipulator: XYZ Stage Assembly: 06464-0000, MPM System Kit: 06267-3-0001, MPM-Platform-360, MPM ring for MPM Manual Arms, MPM_Ring-72 DEG: 06262-3-0000Silicon probe recording; inserting the probe into the brain
MicroprobesUCLA, Los Angeles, California, USA256 ANS, 64MDiscontinued; alternative silicon probes can be purchased from Neuropixels
Mineral OilSigma Aldrich, Saint Luis, Missouri, USAM8410-100MLSilicon probe recording; preventing the tissue from drying during the recording
Normal salineThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USAZ1376Headplate &Headset Implantation; preventing the brain from drying during the surgery
PFA-Coated Stainless Steel Wire-Diameter 0.008 in. coated with striped endsA-M systems, Sequim, Washington, USA791400ECoG Headset & reference electrode for ECoG 
Platinum wire 24AWG World Precision Instruments, Sarasota, Florida, USAPTP201Reference electrode for the silicon probe recording 
Shandon Colorfrost Plus microscope slidesThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USA99-910-01Histology
Stainless steel HeadplateStar Rapid, Chinacustom made partHeadplate &Headset Implantation; design available upon request
Stereotaxic apparatusKOPF, Tujunga, California, USAModel 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display ConsoleHeadplate &Headset Implantation

References

  1. Wu, F., et al. Monolithically integrated µLEDs on silicon neural probes for high-resolution optogenetic studies in behaving animals. Neuron. 88 (6), 1136-1148 (2015).
  2. Hong, G., Lieber, C. M. Novel electrode technologies for neural recordings. Nat Rev Neurosci. 20 (6), 330-345 (2019).
  3. Li, N., Daie, K., Svoboda, K., Druckmann, S. Robust neuronal dynamics in premotor cortex during motor planning. Nature. 532 (7600), 459-464 (2016).
  4. Kipke, D. R., et al. Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: New horizons and clinical opportunities. J Neurosci. 28 (46), 11830-11838 (2008).
  5. Steinmetz, N. A., Koch, C., Harris, K. D., Carandini, M. Challenges and opportunities for large-scale electrophysiology with Neuropixels probes. Curr Opinion Neurobiol. 50, 92-100 (2018).
  6. Nunez-Elizalde, A. O., et al. Neural correlates of blood flow measured by ultrasound. Neuron. 110 (10), 1631-1640.e4 (2022).
  7. Yang, L., Lee, K., Villagracia, J., Masmanidis, S. C. Open source silicon microprobes for high throughput neural recording. J Neural Eng. 17 (1), 016036(2020).
  8. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  9. Augustinaite, S., Kuhn, B. Chronic cranial window for imaging cortical activity in head-fixed mice. STAR Protoc. 1 (3), 100194(2020).
  10. Dias, M., et al. Transection of the superior sagittal sinus enables bilateral access to the rodent midline brain structures. eNeuro. 8 (4), (2021).
  11. Gao, Z. R., et al. Tac1-expressing neurons in the periaqueductal gray facilitate the itch-scratching cycle via descending regulation. Neuron. 101 (1), 45-59.e9 (2019).
  12. Atluri, N., et al. Anatomical substrates of rapid eye movement sleep rebound in a rodent model of post-sevoflurane sleep disruption. Anesthesiology. 140 (4), 729-741 (2023).
  13. Weber, F., Dan, Y. Circuit-based interrogation of sleep control. Nature. 538 (7623), 51-59 (2016).
  14. Frontera, J., et al. Bidirectional control of fear memories by cerebellar neurons projecting to the ventrolateral periaqueductal grey. Nat Commun. 11 (1234567890), (2020).
  15. Weber, F., et al. Regulation of REM and Non-REM sleep by periaqueductal GABAergic neurons. Nat Commun. 9 (1), 354(2018).
  16. Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes. Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).
  17. Franklin, K. B. J., Paxinos, G. The mouse brain in stereotaxic coordinates. , Elsevier, AP. Amsterdam. (2008).
  18. Pythagorean theorem. , Available from: https://en.wikipedia.org/w/index.php?title=Pythagorean_theorem&oldid=1222259845 (2024).
  19. The Anatomy of the Laboratory Mouse. , Available from: https://www.informatics.jax.org/cookbook/chapters/skeleton.shtml (2024).
  20. Cecyn, M. N., Abrahao, K. P. Where do you measure the Bregma for rodent stereotaxic surgery. IBRO Neurosci Rep. 15, 143-148 (2023).
  21. Fiáth, R., et al. Slow insertion of silicon probes improves the quality of acute neuronal recordings. Sci Rep. 9, 111(2019).
  22. Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio-protocol. 11 (5), e3988(2021).
  23. Peters, A. petersaj/AP_histology. , https://github.com/petersaj/AP_histology (2024).
  24. Pachitariu, M., Sridhar, S., Stringer, C. Solving the spike sorting problem with Kilosort. , (2023).
  25. Akam, T., Walton, M. E. pyPhotometry: Open source Python based hardware and software for fiber photometry data acquisition. Sci Rep. 9 (1), 3521(2019).
  26. Leiras, R., Cregg, J. M., Kiehn, O. Brainstem circuits for locomotion. Ann Rev Neurosci. 45 (2022), 63-85 (2022).
  27. Benarroch, E. E. Brainstem integration of arousal, sleep, cardiovascular, and respiratory control. Neurology. 91 (21), 958-966 (2018).
  28. Guyenet, P. G., Bayliss, D. A. Neural control of breathing and CO2 homeostasis. Neuron. 87 (5), 946-961 (2015).
  29. Potter, K. A., Buck, A. C., Self, W. K., Capadona, J. R. Stab injury and device implantation within the brain results in inversely multiphasic neuroinflammatory and neurodegenerative responses. J Neural Eng. 9 (4), 046020(2012).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

vlPAG

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved