يود المؤلفون أن يعربوا عن امتناننا للدعم والخبرة التقنية التي شاركها الموظفون في مختبر الطب الحيوي ، مستشفى جامعة ألبورغ ، الدنمارك.

تم إجراء جميع التجارب على الموصوفة في مستشفى جامعة ألبورغ ، الدنمارك ، وفقا للقوانين الحالية وبموافقة مفتشية التجارب الحيوانية الدنماركية (ترخيص رقم 2020-15-0201-00401). تم استخدام الخنازير المحلية ، أنثى ، حوالي 40 كجم وعمر 3 أشهر ، لهذه الدراسة. التفاصيل المتعلقة بالكواشف والمعدات المستخدمة مذكورة في جدول المواد.
1. موضوع السكن
<ol><li>ضع الموضوعات المنزلية في مجموعات مع دورات الضوء / الظلام لمدة 12 ساعة في أقلام معتمدة لمدة 7 أيام على الأقل قبل الإجراء الجراحي لضمان التأقلم.</li>
</ol>2. التخدير والمراقبة
<ol><li>قم بتخدير بحقن عضلي قدره 2 مل / 10 كجم من خليط يحتوي على تيلتامين 6.25 مجم / مل ، كيتامين 6.25 مجم / مل ، زولازيبام 6.25 مجم / مل ، بوتورفانول 1.25 مجم / مل ، وزيلازين 6.25 مجم / مل.</li>
	<li>ضع في وضع ضعيف على بطانية التدفئة لضمان التنظيم الحراري الأمثل.</li>
	<li>قم بتنبيب الموضوع بحجم 6.5 أنبوب7 وقم بتهويته ميكانيكيا بهواء غير مرطب ، وحجم مد وجزر يبلغ 8 مل / كجم ، ومعدل تنفس 16-20 نفسا / دقيقة وفقالتركيزات CO 2 في نهاية المد والجزر <6.0 كيلو باسكال. ملاحظة: هذا يضمن أيضا الوضع الصحيح للأنبوب داخل القصبة الهوائية.</li>
	<li>الحفاظ على التخدير عن طريق استنشاق 1 ٪ إلى 2 ٪ سيفوفلوران.</li>
	<li>ضع مرهم العيون بعناية على كلتا عيني الموضوع لمنع الجفاف أثناء التخدير.</li>
	<li>تأكد من درجة التخدير عن طريق التحقق من ردود الفعل الهدبية وضبط سيفوفلوران وفقا لذلك.</li>
	<li>أدخل قسطرة المثانة مع مقياس حرارة في مثانة الشخص من خلال مجرى البول لمراقبة درجة الحرارة وجمع البول في كيس قسطرة.</li>
	<li>مراقبة العلامات الحيوية للحيوان طوال العملية. ملاحظة: تشمل العلامات الحيوية النبض وضغط الدم الشرياني المستمر ودرجة الحرارة وثاني أكسيد الكربون في نهاية المد والجزر2.</li>
	<li>أدخل قسطرة وريدية مركزية (6 Fr sheath) في الوريد الوداجي الأيمن عن طريق البزل عن طريق الجلد واستخدمها للتسريب الملحي المستمر (كلوريد الصوديوم ، 0.9٪) ، وتسريب الدواء ، والقتل الرحيم في نهاية الدراسة.</li>
</ol>3. تحديد المواقع الحيوانية
<ol><li>ضع الهدف في وضع الانبطاح مع رفع الرأس وتثبيته بأكياس الرمل حتى يصبح العظم الأمامي أفقيا تقريبا لضمان الوضع الأمثل. ملاحظة: تأكد من تثبيت الرأس إلى حد ما لمنع الحركة غير المرغوب فيها.</li>
	<li>حلق الشعر من موقع الجراحة باستخدام أداة تشذيب أو ماكينة حلاقة.</li>
</ol>4. إعداد المعدات الجراحية
<ol><li>قم بإعداد المعدات الجراحية كما هو موضح في جدول المواد.</li>
</ol>5. تعريض العظم الجبهي
<ol><li>تحديد البروز القفوي والجانب الذيلي لكل قمة مدارية عليا (الشكل 1) لتحديد خط الوسط السهمي المتوقع.</li>
	<li>ابدأ بشق خط الوسط باستخدام المشرط رقم 24 لقطع كل من الجلد و galea aponeurotica على سمحاق العظم الجبهي.</li>
	<li>امسح الدم بالمسحات الجراحية.</li>
	<li>افصل تدريجيا galea aponeurotica عن العظم الجبهي الأساسي حول الشق باستخدام رونجور مسطح 12 مم.</li>
	<li>استخدم ضامنا جراحيا لفصل galea aponeurotica وكشف العظم الجبهي الأساسي (الشكل 2).</li>
</ol>6. تحديد المعالم التشريحية للعظم الجبهي المكشوف
<ol><li>حدد الدرز السهمي كمرجع لخط الوسط التشريحي والخيط الإكليلي (الشكل 2).</li>
	<li>حدد الهياكل العظمية الثلاثة من خلال الجس اليدوي: البروز القفوي والجانب الذيلي لكل من القمم المدارية العليا (الشكل 1 والشكل 3). ملاحظة: تشكل هذه المعالم مثلثا يتم فيه استئصال القحف (الشكل 1 والشكل 4 أ).</li>
</ol>7. الوصول إلى الأم الجافية
<ol><li>باستخدام مثقاب هوائي عالي السرعة مع نتوء دائري مطلي بالماس (الشكل 3 أ) ، حدد كل ركن من أركان المستطيل داخل حدود المثلث المحدد مسبقا.</li>
	<li>قم بتوصيل كل زاوية بلدغ ماسي دائري 4 مم لضمان الموقع الصحيح للفتحة (الشكل 4 ب).</li>
	<li>قم بترقق العظم الأمامي تدريجيا باستخدام نتوء الماس المستدير مقاس 4 مم حتى تنكشف الأم الجافية. ملاحظة: تجنب جعل نقطة الاتصال الأولى مع الأم الجافية في خط الوسط ، المقابلة للخياطة السهمية (الشكل 1) ، حيث يوجد الجيب السهمي الظهري الكبير هنا. ثقب في هذه المرحلة يمكن أن يسبب نزيف وريدي كبير.</li>
	<li>استخدم نقطة الاتصال الأولى مع الجافية لتقييم سمك العظم الجبهي المتبقي بصريا.</li>
	<li>استمر في ترقق العظم الأمامي بعناية في المستطيل المحدد باستخدام نتوء الماس المستدير مقاس 4 مم. ملاحظة: احفظ غبار العظام للإرقاء اللاحق للنزيف من الأوردة أو الإسفنج المكشوف للعظم الجبهي.</li>
	<li>حرك تشريح 3 مم تحت العظم الرقيق بدرجة كافية حول الصفيحة العظمية وقم بقطعه بضغط يدوي لطيف لتوسيع الفتحة إلى الأم الجافية. ملاحظة: قم بالتبديل بين حفر العظم وتقطيعه حتى تنكشف نقاط متعددة من الأم الجافية حول الصفيحة العظمية.</li>
	<li>ضع محلول ملحي معقم مع حقنة لمسح الرؤية.</li>
</ol>8. إزالة الصفيحة العظمية
<ol><li>أدخل تشريح 3 مم تحت الصفيحة العظمية وقم بالضغط التدريجي لأسفل على مقبضها لكسر الصفيحة العظمية. ملاحظة: يجب الآن كشف الأم الجافية الأساسية ، والكشف عن ملامح نصفي الكرة المخية (الشكل 5 والشكل 6).</li>
	<li>تقييم سلامة الأم الجافية عن طريق الفحص البصري لتسرب السائل الدماغي الشوكي (CSF). ملاحظة: سيرتفع نصفي الكرة الأرضية في نبض متزامن إذا لم تكن هناك عيوب كبيرة في الأم الجافية.</li>
	<li>أوقف النزيف الوريدي الطفيف باستخدام غبار العظام المحفوظ أو عن طريق تطبيق التخثر أحادي القطب أو ثنائي القطب بعناية مع الكي عند الجهد المنخفض. ملاحظة: من المتوقع حدوث نزيف وريدي بسيط من الأوردة المبعوثة أو ثنائية الصبغية.</li>
</ol>9. حماية الأم الجافية المكشوفة
<ol><li>قم بتغطية الأم الجافية المكشوفة بمسحة جراحية معقمة مبللة بمحلول ملحي معقم لمنع جفاف الأنسجة الكامنة.</li>
</ol>10. إدخال قسطرة غسيل الكلى (MDC)
<ol><li>استخدم الجيب السهمي الظهري كمرجع لخط الوسط. ضع قسطرة غسيل الكلى الدقيقة (MDC) داخل تجويف إبرة 18 G التي تستخدم لمرة واحدة. اخترق الأم الجافية 10 مم أفقيا من الجيب السهمي الظهري بالإبرة بزاوية 10 درجات -15 درجة في اتجاه الجمجمة المنضدية حتى 20 مم من الإبرة داخل الأنسجة.</li>
	<li>اسحب الإبرة ببطء مع التأكد من بقاء MDC في نفس الموقع داخل القشرة الدماغية السطحية.</li>
	<li>اربط القسطرة بإحكام بالجلد القريب لمنع خلع MDC. ملاحظة: تأكد من عدم ملامسة طرف MDC للطرف الحاد للإبرة لتجنب التلف.</li>
	<li>كرر الإجراء باستخدام الجيب السهمي الظهري كمرجع لخط الوسط. ضع MDC داخل إبرة كما هو موضح أعلاه واخترق الأم الجافية على نصف الكرة المقابل 15 مم من خط الوسط مع الإبرة عموديا (زاوية 90 درجة).<ol><li>أدخل الإبرة 20 مم قبل سحبها ببطء كما هو موصوف ، تاركا MDC داخل الأنسجة الدماغية تحت القشرية. تأمين MDC كما هو موضح أعلاه.</li>
	</ol></li>
	<li>تحضير حقنة بلاستيكية 2 مل يمكن التخلص منها بإبرة 18 جرام يمكن التخلص منها. املأ المحقنة ب 0.5 مل من محلول ملحي معقم.</li>
	<li>اخترق الأم الجافية 20 مم بشكل جانبي من خط الوسط مع إبقاء الإبرة بزاوية 45 درجة موجهة نحو خط الوسط. أدخل الإبرة ببطء 1 مم في المرة الواحدة مع الشفط برفق مع كل خطوة من خطوات الإدخال.</li>
	<li>راقب المحقنة أثناء كل شفط حتى يتم الحصول على السائل النخاعي (CSF).</li>
	<li>افصل الإبرة عن المحقنة مع إبقاء الإبرة في نفس الموقع التشريحي. أدخل نتواجي متعدد التخصصات من خلال الإبرة في البطين الجانبي حتى تشعر بالمقاومة.</li>
	<li>اربط MDC بإحكام بشريط جراحي كما هو موضح أعلاه.</li>
</ol>11. غسيل الكلى (MD)
<ol><li>قم بتوصيل كل قسطرة غسيل الكلى (MDC) بمضخة غسيل الكلى الدقيقة المنفصلة.</li>
	<li>بدء عملية غسيل الكلى عن طريق ضخ محلول ملحي معقم من خلال MDC وجمعها في عينة مناسبة. تأكد من التدفق عبر كل MDC من خلال مراقبة المياه المالحة في كل عينة.</li>
	<li>ابدأ فترة معايرة الأنسجة لمدة 30 دقيقة من غسيل الكلى المستمر بمعدل تدفق 1 ميكرولتر / دقيقة.</li>
</ol>12. القتل الرحيم
<ol><li>تطبيق بلعة من البنتوباربيتال الوريدي (50 ملغ/كغ) من خلال القسطرة الوريدية المركزية (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).</li>
	<li>راقب النبض وضغط الدم ومنحنيات CO2 في نهاية المد والجزر على جهاز التنفس الصناعي للحصول على خط مسطح كتأكيد للسكتة القلبية.</li>
</ol>

مثقاب هوائي فعال عالي السرعة لاستئصال الجمجمة للوصول إلى دماغ الخنزير

<ol>
	<li>Mariager, T., Bjarkam, C., Nielsen, H., Bodilsen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+animal+models+for+brain+abscess:+a+systematic+review.">Experimental animal models for brain abscess: a systematic review.</a> Br J Neurosurg. , 1-8 (2022).</li><li>Bassols, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+pig+as+an+animal+model+for+human+pathologies:+A+proteomics+perspective.">The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective.</a> Proteomics Clin Appl. 8, 715-731 (2014).</li><li>Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+pig:+A+model+for+human+infectious+diseases.">The pig: A model for human infectious diseases.</a> Trends Microbiol. 20 (1), 50-57 (2012).</li><li>Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Swine+as+models+in+biomedical+research+and+toxicology+testing.">Swine as models in biomedical research and toxicology testing.</a> Vet Pathol. 49 (2), 344-356 (2012).</li><li>Lind, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+pigs+in+neuroscience:+Modeling+brain+disorders.">The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders.</a> Neurosci Biobehav Rev. 31 (5), 728-751 (2007).</li><li>Hoffe, B., Holahan, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+pigs+as+a+translational+model+for+studying+neurodegenerative+diseases.">The use of pigs as a translational model for studying neurodegenerative diseases.</a> Front Physiol. 10, 838 (2019).</li><li>Ettrup, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basic+surgical+techniques+in+the+g&#246;ttingen+minipig:+Intubation,+bladder+catheterization,+femoral+vessel+catheterization,+and+transcardial+perfusion.">Basic surgical techniques in the g&#246;ttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion.</a> J Vis Exp. (52), e2652 (2011).</li><li>Bjarkam, C. R., Glud, A. N., Orlowski, D., S&#248;rensen, J. C. H., Palomero-Gallagher, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+telencephalon+of+the+G&#246;ttingen+minipig,+cytoarchitecture+and+cortical+surface+anatomy.">The telencephalon of the G&#246;ttingen minipig, cytoarchitecture and cortical surface anatomy.</a> Brain Struct Funct. 222 (5), 2093-2114 (2017).</li><li>Hou, N., Du, X., Wu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+pig+models+of+human+diseases.">Advances in pig models of human diseases.</a> Animal Model Exp Med. 5 (2), 141-152 (2022).</li><li>Munk, M., Poulsen, F. R., Larsen, L., Nordstr&#246;m, C. H., Nielsen, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebral+metabolic+changes+related+to+oxidative+metabolism+in+a+model+of+bacterial+meningitis+induced+by+lipopolysaccharide.">Cerebral metabolic changes related to oxidative metabolism in a model of bacterial meningitis induced by lipopolysaccharide.</a> Neurocrit Care. 29 (3), 496-503 (2018).</li><li>Kyllar, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Radiography,+computed+tomography+and+magnetic+resonance+imaging+of+craniofacial+structures+in+pig.">Radiography, computed tomography and magnetic resonance imaging of craniofacial structures in pig.</a> J Vet Med C: Anat Histol Embryol. 43 (6), 435-452 (2014).</li><li>Mariager, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+evaluation+of+single-dose+moxifloxacin+concentrations+in+brain+extracellular+fluid,+cerebrospinal+fluid,+and+plasma:+A+novel+porcine+model.">Continuous evaluation of single-dose moxifloxacin concentrations in brain extracellular fluid, cerebrospinal fluid, and plasma: A novel porcine model.</a> J Antimicrobial Chemother. , (2024).</li></ol>

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإعلان عنه.

يتضمن الإجراء الموضح عدة خطوات حاسمة. أولا ، يعد التخطيط الدقيق لموقع استئصال القحف أمرا بالغ الأهمية بسبب تكوين جمجمة الخنازير. نظرا لأن سمك العظم الجبهي للخنزير يزداد عند الحواف الجانبية ، فإن وضع الفتحة بشكل جانبيللغاية 11 يمكن أن يجعل من الصعب الوصول إلى الأم الجافية أثنا?...

بشكل عام ، يتم استخدام النماذج الحيوانية عندما تحظر القيود العملية و / أو الأخلاقية استخدام المرضى من البشر لفحص الأمراض أو اختبار الأساليب الجراحية. يتم إنشاء نماذج حيوانية جديدة بشكل عام لتوفير معرفة جديدة ذات قيمة انتقالية للظروف البشرية. غالبا ما تستخدم القوارض لاعتبارات عملية ومالية ، ولكن لها قيمة متعدية محدودة للبشر ، خاصة بسبب الاختلافات التشريحية الكبيرة1. الخنازير ، ومع ذلك ، تقدم العديد من المزايا مقارنة بالقوارض. لا تشترك الخنازير فقط في العديد من السمات التشريحية والفسيولوجية والأيضية والوراثية الرئيسية مع البشر ، ولكن يمكن مطابقة حجم أنظمة أعضاء الخنازير لتشبه الأعضاء البشرية 2,3. هذا يعطي الخنازير دورا فريدا بين النماذج الحيوانية الجراحية وفي التدريب الإجرائي4. على الرغم من أن استخدام نماذج الخنازير يتطلب قدرات عملية ومالية معينة مقارنة باستخدام القوارض ، إلا أن الخنازير تقدم خيارا أكثر قبولا من الناحية المالية والأخلاقية مقارنة باستخدام الرئيسيات غير البشرية.
دماغ الخنزير له أهمية خاصة في أبحاث علم الأعصاب الانتقالية. أولا ، تشبه بنية دماغ الخنزير بنية الدماغ البشري ، حيث أن كلاهما سائد في المادة البيضاء و gyrencephalic3،5،6. ثانيا ، يسمح حجم الدماغ الأكبر في الخنازير مقارنة بالقوارض باستخدام المعدات الجراحية وطرق التصوير المختلفة المكافئة لتلك المستخدمة في الإعدادات السريرية 7,8. وبالتالي ، تم استخدام نماذج الخنازير المختلفة على نطاق واسع في أبحاث علم الأعصاب على مدى العقود الأخيرة9. ومع ذلك ، تتطلب غالبية نماذج الجهاز العصبي المركزي الخنازير هذه تحليلا مباشرا لأنسجة المخ ، والتي يمكن الحصول عليها بطرق مختلفة (على سبيل المثال ، زرع القسطرة أو الأقطاب الكهربائية ، وخزعات الأنسجة ، وما إلى ذلك) 10. نظرا لأن معظم هذه الطرائق تتطلب درجة معينة من الاستخدام والوصول المباشر إلى الدماغ ، يجب النظر في طرق مختلفة للوصول الجراحي.
تتضمن هذه الطريقة إجراء استئصال القحف الأمامي من خلال العظم الجبهي على أنثى خنزير Landrace الدنماركي المخدر البالغ من العمر 3 أشهر. الغرض العام من هذه المخطوطة هو وصف طريقة لتعريض نسبة كبيرة من دماغ الخنزير البطني من خلال استئصال القحف باستخدام مثقاب هوائي عالي السرعة. الخطوة الأولى هي وضع الموضوع في وضع مناسب برأس مرتفع. نظرا لأن جمجمة الخنازير تختلف تماما عن جمجمة البشر ، فإن الخطوة الثانية تتضمن التخطيط لوضع استئصال الجمجمة باستخدام معالم تشريحية مختلفة. الخطوة الثالثة هي الوصول إلى الأم الجافية الأساسية التي تغطي نصفي الكرة الأرضية دون إتلافها.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10 mL plastic syrringes</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>303219</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>107 Microdialysis pump</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>P000127</td>
			<td>&#160;107 Microdialysis Pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 mL plastic syrringes</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>300928</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25 mm, 18 G needles</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>304100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bair Hugger heater</td>
			<td>3M</td>
			<td>B5005241003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bair Hugger heating blanket</td>
			<td>3M</td>
			<td>B5005241003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Batery for microdialysis pump</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>8001788</td>
			<td>Battery 6V, 106 &#38; MD Pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissector</td>
			<td>Karl Storz</td>
			<td>223535</td>
			<td>Flattended 3 mm dissector</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endotracheal tube size 6.5</td>
			<td>DVMed</td>
			<td>DVM-107860</td>
			<td>Cuffed endotracheal tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euthasol Vet</td>
			<td>Dechra Veterinary Products A/S</td>
			<td>380019</td>
			<td>phentobarbital for euthanazia, 400 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Farabeuf Rougine</td>
			<td>Mahr Surgical</td>
			<td></td>
			<td>Flat headed rougine (12 mm)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foley Catheter 12 F</td>
			<td>Becton, Dickinson and Company</td>
			<td>D175812E</td>
			<td>Catherter with in-built thermosensor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intravenous sheath</td>
			<td>Coris Avanti</td>
			<td></td>
			<td>Avanti Cordis Femoral Sheath 6 F</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microdialysis brain catheters</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>P000050</td>
			<td>membrane length 10 mm -shaft 100 mm 4/pkg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microdialysis syringe</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>8010191</td>
			<td>&#160;106 Pump&#160;Syringe 20/pkg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microvials for microdialysis sampling</td>
			<td>M Dialysis</td>
			<td>P000001</td>
			<td>Microvials 250/pkg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operating table</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pneumatic high-speed drill</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td></td>
			<td>Medtronic Midas Rex 7 drill</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primus respirator</td>
			<td>Dr&#228;ger</td>
			<td></td>
			<td>Respirator with in-built vaporiser for supplementary Sevofluran anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rounded diamond drill</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>7BA40D-MN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Self-retaining retractor</td>
			<td>World Precission Instruments</td>
			<td>501722</td>
			<td>Weitlander retractor, self-retaining, 14 cm blunt</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Saline</td>
			<td>Fresnius Kabi</td>
			<td>805541</td>
			<td>1000 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile surgical swaps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scalpel no 24</td>
			<td>Swann Morton</td>
			<td>5.03396E+12</td>
			<td>Swann Morton Sterile Disposable Scalpel No. 24</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zoletil Vet</td>
			<td>Virbac</td>
			<td></td>
			<td>Medical mixture for induction of anesthesia</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

accessing the porcine brain via high-speed pneumatic drill craniectomy

يعد استخدام الخنازير كنموذج حيواني تجريبي ذا أهمية خاصة في أبحاث علم الأعصاب ، حيث يشترك الخنازير والجهاز العصبي المركزي البشري (CNS) في العديد من الخصائص الوظيفية والمعمارية المهمة. وبالتالي ، من المتوقع أن يكون للخنازير دور متزايد الأهمية في الأبحاث المستقبلية حول الأمراض العصبية المختلفة. هنا ، يتم وصف طريقة لإجراء استئصال القحف الأمامي من خلال العظم الجبهي الخنازير. بعد شق خط الوسط والتعرض اللاحق للعظم الجبهي للخنزير ، يتم استخدام المعالم التشريحية لضمان الموقع الأمثل لاستئصال القحف. من خلال التخفيف الدقيق والتدريجي للعظم الجبهي باستخدام مثقاب مستدير ، يتم تحقيق فتحة مستطيلة للأم الجافية ونصفي الكرة المخية الأساسيين. تتطلب الطريقة المقدمة مواد جراحية معينة ، بما في ذلك مثقاب هوائي عالي السرعة ، ودرجة معينة من الخبرة الجراحية. تشمل المضاعفات المحتملة آفات غير مقصودة في الأم الجافية أو الجيب السهمي الظهري. ومع ذلك ، فإن الطريقة بسيطة وفعالة من حيث الوقت وتوفر درجة عالية من التكرار للباحثين. إذا تم إجراؤها بشكل صحيح ، فإن هذه التقنية تكشف جزءا كبيرا من دماغ الخنزير غير المتأثر لمختلف عمليات المراقبة العصبية أو التحليلات.

In general, animal models are used when practical and/or ethical limitations prohibit the use of human patients to examine diseases or test surgical methods. Novel animal models are generally established to provide new knowledge with translational value to human conditions. Rodents are often utilized due to practical and financial considerations, but they have limited translational value to humans, especially due to substantial anatomical differences1. Pigs, however, offer several advantages compared to rodents. Not only do pigs share several key anatomical, physiological, metabolic, and genetic features with humans, but the size of the porcine organ systems can be weight-matched to resemble human organs2,3. This gives pigs a unique role among surgical animal models and in procedural training4. Although the use of porcine models requires certain practical and financial capabilities compared to the use of rodents, pigs offer both a financially and ethically more acceptable option compared to the use of non-human primates.
The porcine brain is of particular interest in translational neuroscience research. Firstly, the architecture of the pig brain is similar to that of the human brain, as both are white matter-predominant and gyrencephalic3,5,6. Secondly, the larger brain size in pigs compared to rodents permits the use of surgical equipment and various imaging modalities equivalent to those used in clinical settings7,8. Consequently, various porcine models have been used extensively in neuroscience research over recent decades9. The majority of these porcine CNS models, however, require direct analysis of brain tissue, which can be obtained in various ways (e.g., implantation of catheters or electrodes, tissue biopsies, etc.)10. Since most of these modalities require some degree of instrumentalization and direct access to the brain, different approaches for surgical access must be considered.
This method involves performing an anterior craniectomy through the frontal bone on a sedated 3-month-old female Danish Landrace pig. The overall purpose of this manuscript is to describe a method for exposing a large proportion of the ventral porcine brain through a craniectomy using a pneumatic high-speed drill. The first step is to place the subject in a suitable position with an elevated head. Since the porcine cranium is quite different from that of humans, the second step involves planning the placement of the craniectomy using various anatomical landmarks. The third step is to access the underlying dura mater covering both hemispheres without damaging it.

تسليط الضوء على المؤلف: طريقة قابلة للتكرار وفعالة للوصول إلى دماغ الخنزير عن طريق استئصال القحف

الوصول إلى دماغ الخنزير عن طريق استئصال القحف عالي السرعة بالهواء المضغوط

Our research goal is to develop a reproducible and efficient method for accessing the porcine brain via caniectomy, allowing for extensive neuromonitoring and other analysis. By leveraging the anatomical similarities between the porcine and human brains, we aim to enhance translational neuroscience research. We have successfully developed a porcine model to continuously monitor intracerebral pharmacokinetics within healthy brain tissue and cerebral spinal fluid for antibiotic agents.We are currently seeking to enhance our existing model of intracerebral pharmacokinetics of antibiotics in a healthy brain by inducing controllable cerebral inflammation through immunological responses. Our objective is to characterize the pharmacokinetics in patients suffering from severe central nervous system infections.

يوفر وضع الانبطاح لرأس الخنزير الوصول الأمثل للجراح أثناء العملية ، كما أن استخدام أكياس الرمل المثبتة يقلل من خطر حدوث تحولات غير مقصودة في موضع رأس الخنزير أثناء الحفر.
خلال هذا العرض التوضيحي ، تم استخدام المعالم التشريحية السطحية لجمجمة الخنزير العلوية (كل من القمم الم...

يصف هذا البروتوكول إجراء استئصال الجمجمة باستخدام مثقاب هوائي عالي السرعة على خنزير Landrace الدنماركي البالغ من العمر 3 أشهر. يتم الوصول من خلال العظم الجبهي ويكشف عن الأم الجافية البطنية ونصفي الكرة المخية الأساسيين. يسمح هذا الإجراء بالوصول إلى جزء كبير من دماغ الخنزير.

The use of pigs as an experimental animal model is especially relevant in neuroscience research, as the porcine and human central nervous systems (CNS) ...

accessing-the-porcine-brain-via-high-speed-pneumatic-drill-craniectomy

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Accessing the Porcine Brain via High-Speed Pneumatic Drill Craniectomy

171 Views.  Aalborg University Hospital. هدفنا البحثي هو تطوير طريقة قابلة للتكرار وفعالة للوصول إلى دماغ الخنازير عن طريق استئصال القنية ، مما يسمح بالمراقبة العصبية المكثفة والتحليلات الأخرى. من خلال الاستفادة من أوجه التشابه التشريحية بين الدماغ الخنازير والدماغ البشري ، نهدف إلى تعزيز أبح...

Video: تسليط الضوء على المؤلف: طريقة قابلة للتكرار وفعالة للوصول إلى دماغ الخنزير عن طريق استئصال القحف

The use of pigs as an experimental animal model is especially relevant in neuroscience research, as the porcine and human central nervous systems (CNS) share many important functional and architectural properties. Consequently, pigs are expected to have an increasingly important role in future research on various neurological diseases. Here, a method to perform an anterior craniectomy through the porcine frontal bone is described. After a midline incision and subsequent exposure of the porcine frontal bone, anatomical landmarks are used to ensure the optimal location of the craniectomy. By careful and gradual thinning of the frontal bone with a rounded drill, a rectangular opening to the dura mater and underlying cerebral hemispheres is achieved. The presented method requires certain surgical materials, including a pneumatic high-speed drill, and some degree of surgical experience. Potential complications include unintended lesions of the dura mater or dorsal sagittal sinus. However, the method is simple, time-efficient, and offers a high degree of reproducibility for researchers. If performed correctly, the technique exposes a large portion of the unaffected pig brain for various neuromonitoring or analyses.

This protocol describes performing a craniectomy using a high-speed pneumatic drill on a 3-month-old Danish Landrace pig. The access is made through the frontal bone and reveals the ventral dura mater and underlying cerebral hemispheres. This procedure allows for access to a large portion of the pig brain.

Performing Craniectomy on a Pig Using a High-Speed Pneumatic Drill to Access the Brain

Begin by optimally positioning the animal for the surgery after administering proper anesthesia. Place the animal in a prone position with the head raised and stabilized using sandbags such that the frontal bone is nearly horizontal. Identify the nuchal prominence and the caudal aspect of each superior orbital crest to define the expected sagittal midline.Next, perform a midline incision using scalpel number 24 to cut through both the skin and the galea aponeurotica onto the periosteum of the frontal bone. Wipe away the blood with surgical swabs. Using a 12-millimeter flattened rongeur, gradually separate the galea aponeurotica from the underlying frontal bone around the incision.Then use a surgical retractor to separate the galea aponeurotica and expose the underlying frontal bone. Identify the sagittal suture as a reference for the anatomical midline and the coronal suture. By manual palpation, identify the three bone structures forming a triangle, the nuchal prominence and the caudal aspect of both superior orbital crests.Using a high-speed pneumatic drill with a rounded diamond-coated burr, define each corner of a rectangle within the borders of the previously defined triangle. Connect each corner with a four-millimeter rounded diamond burr to ensure the correct location of the opening. Gradually thin the frontal bone with the four-millimeter rounded diamond burr until the dura mater is exposed.Use the first point of contact with the dura to visually assess the thickness of the remaining frontal bone. Then continue carefully thinning the frontal bone in the defined rectangle. Slide a three-millimeter dissector under the sufficiently thinned bone around the bone plate, and chip it off with gentle manual pressure to expand the opening to the dura mater.Apply sterile saline with a syringe to clear the view. Insert the three-millimeter dissector under the bone plate and apply gradual downward pressure to its handle to break off the bone plate. Assess the integrity of the dura mater by visually inspecting for cerebrospinal fluid or CSF leakage.Stop minor venous bleedings using saved bone dust or by carefully applying monopolar or bipolar coagulation with a cautery at low voltage. Finally, cover the exposed dura mater with a sterile surgical swab soaked in sterile saline to prevent the underlying tissue from drying out. After performing the craniectomy, the revealed underlying dura mater was found to be intact.The opening in the frontal bone was centered, which was confirmed by the location of the dorsal sagittal sinus. These indicated the success of the procedure.