JoVE Logo
发表
联系我们

登录

需要订阅 JoVE 才能查看此. 登录或开始免费试用。

本文内容

  • 摘要
  • 摘要
  • 引言
  • 研究方案
  • 结果
  • 讨论
  • 披露声明
  • 致谢
  • 材料
  • 参考文献
  • 转载和许可

摘要

描述了一种简单可靠的饮食诱导的非酒精性脂肪性肝炎 (NASH) 啮齿类动物模型, 通过动物的非 spf 外壳和特定高脂肪饮食的管理实现。我们描述了肝脏和脂肪免疫细胞亚群的鉴定, 通过使小鼠接触环境细菌来重述人类的免疫状况。

摘要

肥胖与慢性低度炎症和胰岛素抵抗相关, 导致慢性代谢疾病 (如2型糖尿病和非酒精性脂肪性肝炎 (NASH) 发病率不断上升。最近的研究已经证实, 促炎性免疫细胞浸润肥胖肥厚脂肪组织和肝脏。鉴于免疫细胞在代谢稳态方面的重要性正在显现, 在2型糖尿病和 NASH 的发展过程中, 迫切需要量化和描述免疫细胞的修饰。然而, 诱导人类纳什典型的病理生理特征的动物模型却很少。

在本文中, 我们提供了一个详细的协议, 以识别从肝脏和脂肪组织分离出的免疫细胞亚群在一个可靠的小鼠模型的 NASH, 建立通过住房高脂肪饮食 (HFD) 小鼠在非特定病原 (SPF) 条件下没有障碍至少七个星期。我们演示了小鼠在非 spf 条件下的处理, 组织的消化和巨噬细胞的鉴定, 自然杀伤细胞, 树突状细胞, B 和 T 细胞子群流式细胞仪。提供了来自 SPF HFD 小鼠和非 spf 小鼠的代表性流式细胞仪图。为了获得可靠和可解释的数据, 使用抗体、准确和精确的组织消化方法以及流式细胞术中的适当门控是关键要素。

通过将小鼠安置在非 spf 条件下和不特异性接触微生物抗原来恢复其生理抗原暴露的干预措施, 可以为调查饮食诱导的免疫改变之间的联系提供相关的工具肥胖和相关的长期并发症。

引言

肥胖是一种多因素疾病, 也是患心脏病、中风、非酒精性脂肪性肝炎 (nash)、2型糖尿病 (T2D) 和某些类型癌症的主要危险因素。全球肥胖流行率正在迅速上升。如今, 21亿人--占世界人口的近30%--要么肥胖, 要么超重1人。与肥胖相关的胰岛素抵抗可导致 T2D, 当耗尽的胰岛β细胞不能补偿胰岛素维持葡萄糖稳态的需求增加2。

脂肪组织由不同类型的细胞组成, 包括脂肪细胞、内皮细胞、成纤维细胞和免疫细胞。在肥胖的过程中, 免疫细胞数量和活性的变化会导致肥厚性脂肪组织的低度炎症 3,4。具体而言, 人们发现, 过量的能量摄入, 伴随着血糖、甘油三酯和游离脂肪酸水平的长期升高, 会导致脂肪细胞缺氧、内质网应力、线粒体功能受损和增强细胞因子分泌, 导致促炎脂肪免疫细胞激活 5,6。过去的研究主要集中在先天免疫上, 但最近自适应免疫细胞 (T 和 B 细胞) 已成为葡萄糖稳态的重要调节剂。它们具有炎症 (包括 cd8+ t 细胞、th1 和 b 细胞) 或主要的调节功能 (包括调节 t (treg) 细胞、th2 细胞), 既能加剧或抵御胰岛素抵抗7,8,9个。

此外, 还提出了几种机制来解释肥胖如何增加脂肪性肝炎, 包括脂肪组织10产生的细胞因子.NASH 是非酒精性脂肪性肝病的进步形式, 也是发达国家的主要健康负担, 其组织学特征是肝细胞膨胀、脂质积累、纤维化和周细胞炎症, 并可能发展到肝硬化、终末期肝病或肝细胞癌。已知有几种方案 (例如蛋氨酸和胆碱缺乏饮食)可诱导非人类动物模型中的 nash 样肝病理学, 但这些方法大多不能重述 nash 的人类状况及其代谢后果, 因为他们要么需要特定的基因敲除, 非生理饮食操纵或缺乏胰岛素抵抗典型的人类 NASH。此外, 我们对代谢疾病潜在机制的理解目前是基于对在标准特定无病原体 (SPF) 条件下的实验室小鼠进行的实验。这些屏障设施异常卫生, 不考虑人类必须遇到的微生物多样性, 这可能是动物研究翻译到 12、13 临床方法过程中的困难原因,14岁

为了在再生人体免疫条件的高级小鼠模型中, 研究胰岛素抵抗和 NASH 发育过程中脂肪组织和肝脏中不同免疫细胞亚群的情况, 将小鼠置于半无菌的单独笼子中没有障碍的条件。在抗原暴露条件下的小鼠在喂养了13周高脂肪饮食 (hfd) 后, 已经发展了 nash 样的肝脏病理。与年龄匹配的 SPF 小鼠相比, 他们发展了巨囊性脂肪变性, 肝浸润和免疫细胞激活。

这份手稿描述了一个强大的流式细胞仪分析, 以定义和计数免疫细胞亚群从小鼠脂肪组织和肝脏在一个模型的 NASH。流式细胞术分析可以同时检测单个细胞的多个参数, 而不是 RT-PCR 或免疫组织化学方法。

总之, 我们的研究提供了一个小鼠模型的短期 HFD 调查胰岛素抵抗和 NASH 的发展, 以及潜在的机制, 也显示了对人类状况的忠诚度。

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

研究方案

这项研究是根据《国家卫生研究院实验动物护理和使用指南》和《动物福利法》在我们的机构动物护理和使用委员会的监督下进行的。动物议定书是根据德国柏林 Charité准则进行的, 并得到 Landesamt für Gesundheit 和 Soziales 的批准, 并遵守了 ARRIVE 准则。

1. 脂肪性肝炎的饮食诱导动物模型

  1. 4周时将小鼠 (C57blse-6j, 雄性) 转移到非 spf 住房中, 并将其持续暴露于广泛的环境病原/抗原。保证通过日常处理实验室动物作为抗原通过空气通道以这种方式分布。
  2. 在温度为22°C 的 12小时12小时光/黑暗循环中, 用传统的过滤器保持小鼠 (C57blse-6j, 男性, 12周) 的开放保持在开放的保持系统中。不要照射或高压灭菌器的实验饮食和床上用品。无面罩或发网进入动物住房设施。打开动物室之间的门。不要使用淋浴。
  3. 保证实验室动物的日常处理, 并定期更换房间, 以便通过空气通道分配抗原。每天从哺乳动物实验动物的床上用品中接触抗原, 以补充肮脏的外壳, 这些动物被安置在实验室老鼠旁边的房间里。
  4. 用流式细胞仪测量血液和脾脏中 cd44-cd62l-效应器记忆 CD4+和 cd8+ t 细胞的比例 (如参考13中所述)。
    请注意:在这方面, 我们定义了从 CD8+ t 细胞的效应记忆 CD8+ t 细胞的增加20% 作为足够的微生物暴露的证据。
  5. 开始 HFD (60 kJ% 来自脂肪, 19千焦% 来自蛋白质, 21千焦% 来自碳水化合物和脂肪消耗的水与6% 蔗糖含量与5周大 C57Bl/6J 雄性小鼠7-15周。HFD 应含有60% 的脂肪 kJ (如上文所述), 以便在整个实验过程中诱发胰岛素抵抗的发展。
    请注意:应进行血红素染色, 并进行组织学特征, 如肝细胞膨胀, 马罗礼登克体, 免疫细胞浸润和巨囊性脂肪变性, 必须找到显示纳沙样肝脏病理 (见参考13)。

2. 试剂的制备和解决方案

  1. 加入70% 乙醇、磷酸盐缓冲盐水 (PBS, 不含钙和镁), 辅以0.5% 的 BSA 和 ACK (氯化铵钾) 裂解缓冲液。
  2. 染色缓冲器
    1. 在500毫升的 PBS 中溶解10毫升的胎儿小牛血清 (FCS), 得到2% 的 FCS PBS。使用前, 请将染色缓冲液放在冰上。
    2. 将溶液存放在4°C 的塑料瓶中。
  3. 脂肪组织消化用胶原酶溶液
    1. 在500毫升的 PBS 中溶解2.5 克牛血清白蛋白 (BSA), 以获得0.5% 的 bovine pbs。
    2. 在 0.5% BSA/pbs 的 10 ml 中溶解 74.5 g 的 ccl2, 得到 10 Mm ccl2 溶液.
    3. 用 10 mm Ccl 2 pbs 在 0.5% BSA 的每个 mL 中添加1毫克的胶原酶 ii 型 (见材料表).
    4. 每 g 脂肪组织样本制备3毫升胶原酶消化液。为每次分离准备新鲜的胶原酶溶液。
  4. 胶原酶溶液用于肝脏组织消化
    1. 在500ml 中溶解2.5 克 BSA, 得到0.5% 的 Bsa HBSS。
    2. 在 0.5% BSA/hbss 的500毫升中加入10毫升的 FCS, 得到2% 的 FCS 0.5% BSA/HBSS。
    3. 在 2% fcs 0.5% BSA/HBSS 的每毫升中加入0.5 毫克的胶原酶 iv 型 (见材料表)。
    4. 加入0.02 毫克的 DNASE 每毫升 2% fcs 0.5% BSA/HBSS 胶原酶溶液。
    5. 每肝组织样本制备13毫升胶原酶消化液。
    6. 为每次分离准备新鲜的胶原酶溶液。

3. 单细胞悬浮液的产生

  1. 脂肪组织消化
    1. 通过异氟烷麻醉对小鼠进行安乐死, 然后进行宫颈脱位。用70% 的乙醇喷洒胸部。小心地做一个5-6 厘米的中央切口, 通过整个肋骨笼子的长度的内膜和腹壁, 以暴露胸膜腔和心脏。
      请注意:不要损坏底层器官, 并保持剪刀尖端。
    2. 使用 26 G 针在左心室先端注入至少10毫升的0.9% 盐水溶液。
      请注意:肝的漂白是注意到成功的灌注。
    3. 用剪刀打开腹腔, 用精细弯曲的剪刀将两侧的腹膜脂肪垫剪掉。用精细弯曲的剪刀解剖性腺组织, 并称称脂肪组织。
    4. 在4°C 的培养皿中, 用剪刀进行机械解离, 并将脂肪组织切割成细粒。将脂肪组织转移到50毫升锥形离心管, 用 0.5% bsa/pbs 的1毫升冲洗培养皿。
    5. 每克脂肪组织加入3毫升脂肪组织消化液 (如步骤2.3 所示)。在轻度晃动 (200 转/分) 下, 在37°c 下培养脂肪组织溶液20分钟。
    6. 每克脂肪组织加入5毫升 0.5% BSA/pbs, 放在冰上。用10毫升血清式移液器多次对溶液进行示踪, 并借助柱塞将其通过过滤器 (100μm)。
    7. 在4°C 下以 500 x g 离心10分钟。
    8. 通过移液去除漂浮的脂肪细胞分数。在1毫升的 ACK 裂解缓冲液中重新选择细胞颗粒 (基质血管部分) (见材料表)。添加10% 毫升的 2% FCS PBS。
    9. 在4°C 下以 500 x g 离心10分钟。
    10. 在 250μl 2% FCS PBS 中的上清液和再悬浮细胞颗粒。
    11. 用 Trypan 蓝色排除来计算血细胞仪上活细胞的数量。
  2. 肝脏组织消化
    1. 将肝脏存放在装满 PBS 的锥形离心管中, 并在冰上运输。
    2. 在4°C 的培养皿中使用注射器标记进行机械分离。将解剖的肝脏组织放入含有10毫升温暖肝脏消化液的50毫升锥形离心管中。用3毫升的肝脏消化液冲洗培养皿。
    3. 在轻度晃动 (200 转/分) 下, 在37°c 下培养肝脏组织溶液20分钟。
    4. 添加20毫升的 HBSS。用10毫升血清式移液器多次对溶液进行示踪, 并借助柱塞将其通过过滤器 (100μm)。
    5. 在4°C 下以 500 x g 离心10分钟。在 HBSS 20 毫升中分解上清液并重新悬浮细胞颗粒。
    6. 在室温下以 30 x 克离心 1分钟, 去除肝细胞基质。丢弃电池颗粒。
    7. 在4°C 条件下, 以 500 x g离心10分钟。在 HBSS 中, 将颗粒在10毫升中的33% 低粘度密度梯度介质溶液中 (见材料表) 重新用于离心 (800 x克; 30分钟; 室温; 无刹车)。
    8. 将颗粒在1毫升的 ACK 裂解缓冲液中再拔, 在室温下孵育4分钟。然后加入10毫升的 HBSS。
      请注意:用转移移液器非常小心地丢弃上清液吸气与间相 (肝细胞) (尽可能不服用带有免疫细胞和红细胞的颗粒)。
    9. 在500Xg 的温度下, 在 500 x 克的温度下通过15毫升锥形离心管和离心机中的 30 微米过滤器将细胞通过10分钟。在 250μl 2% FCS PBS 中的上清液和再悬浮细胞颗粒。
    10. 用 Trypan 蓝色排除来计算血细胞仪上活细胞的数量。

4. 表面染色

  1. 如表 1和表 2所示, 为 t 细胞亚群 (第1小组) 和先天免疫细胞 (第2小组) 准备抗体混合物。针对一个样本 (100μl) 对抗体浓度进行了优化。
    请注意:淋巴细胞和先天免疫细胞存在自体荧光的差异, 应单独分析。
  2. 在聚苯乙烯流式细胞仪管中使用高达 3 x 10 6 的100微米 l 中的细胞进行表面染色。阻断 Fc 受体加入10μl 抗 ccccd32 抗体 (稀释 1:100), 在冰上孵育10分钟。使用未染色的负对照样本来调整侧向散射 (SSC) 和向前散射 (FSC), 以确定负细胞群的位置。
  3. 涡流, 并为第1小组和第2小组添加适当体积的抗体混合物。在每个样品中添加1Μl 的活力染料, 以允许活细胞和死细胞的歧视。在4°C 下孵化 20分钟, 不受光线影响。
  4. 用 2% FCS PBS 的2毫升和 300 x g 的离心机在4°c 下清洗5分钟。
  5. 将细胞颗粒重新装入300Μl 的 2% FCS PBS, 并储存在 4°c, 直到流式细胞仪分析。
    请注意:在开始测量之前, 细胞通过30μm 的电池过滤器进入聚苯乙烯流式细胞仪管和涡旋。流式细胞仪对在4°c 下储存在 2% FCS PBS 中的标记细胞进行流式细胞术, 时间为1-3 小时, 应尽快对细胞进行分析, 以获得最佳结果。

5. 流式细胞仪补偿、采集和测量

  1. 运行未染色的负对照样品, 设置 FSC 和 SSC, 调整流式细胞仪的电压, 以检测白细胞群, 并区分碎片和活细胞。排除碎片和死细胞。
    请注意:由于增加了密度分离步骤, 肝细胞悬浮液的活力可能低于从盖氏脂肪组织中产生的细胞悬浮液的活力。
  2. 运行单染色控制样品, 进行多色补偿。
    请注意:如果感兴趣的细胞群的细胞数量太低, 无法使用细胞进行补偿, 也可以使用抗体捕获珠来调整光谱重叠。为了检测每个抗体的细胞荧光减 1 (FMO) 对照可能的自体荧光信号, 建议使用, 但未在本协议中应用。
  3. 开始测量, 收集适当数量的事件 (至少 50, 000个事件), 并记录实验数据。
  4. 导出 FCS 数据文件进行分析, 并设置门控策略。在 CD45+白细胞上的门, 以确定随后的细胞群。

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

结果

所描述的协议允许在饮食诱导的 NASH 模型中表征从小鼠外侧脂肪组织和肝脏中分离出的先天和适应性免疫细胞的表面标记。在这种模型中, NASH 是由 HFD 加蔗糖的给药诱导的 (6%)在 c57bl过来6j 小鼠的饮用水中摄入 7至15周, 如先前报道的 13周。重要的是, 小鼠被安置在半无菌条件下, 因此在整个实验过程中接触环境抗原。HFD 喂养的是生活在 SPF 条件下的老鼠, 而在 SPF 和非 spf 条件下的?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

讨论

脂肪性肝炎与代谢异常 (如肥胖、胰岛素抵抗和血脂异常 15) 有很强的联系。多项研究表明, 脂肪组织炎症会推动2型糖尿病的发病机制, 包括先天免疫系统和适应性免疫系统细胞水平的改变 4,5,16,17.此外, 人们还发现, 肥胖调节免疫途径的激活, 可导致肝脏并发症 18.由?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

披露声明

作者没有什么可透露的。

致谢

我们感谢安克管辖、戴安娜·沃勒纳、凯瑟琳·威特博士和科内莉亚·赫克曼博士在实验程序方面的协助, 并感谢 Biolegend 的 Benjamin Tiburzy 对门控策略的有益评论。J. s. 得到了赫尔姆霍兹·格兰特 (ICMED) 的支持。这项研究得到了柏林卫生研究所临床研究股的赠款、德国联邦教育和研究部以及爱因斯坦基金会的 "bcrt 赠款" 的支持。K. S.-B。和 h. d. v. 由 FOR2165 提供资金。

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

材料

NameCompanyCatalog NumberComments
100 µm cell strainers Falcon352340
1 mL syringe BD  309659
26 G x 5/8 needles BD 305115
35 mm Petri Dishes Falcon353001
40 µm cell strainers Falcon352340
ACK lysis buffer GIBCOA1049201
Alexa Fluor 700 anti-mouse CD45Biolegend 103127AB_493714 (BioLegend Cat. No. 103127)
Analysis software FlowJo 10.0.8 software
APC anti-mouse CD11c AntibodyBiolegend 117309AB_313778 (BioLegend Cat. No. 117309)
APC anti-mouse KLRG1 (MAFA) AntibodyBiolegend 138411AB_10645509 (BioLegend Cat. No. 138411)
BV421 anti-mouse CD127 AntibodyBiolegend 135023AB_10897948 (BioLegend Cat. No. 135023)
BV421 anti-mouse F4/80 AntibodyBiolegend 123131AB_10901171 (BioLegend Cat. No. 123131)
BV605 anti-mouse CD279 (PD-1) AntibodyBiolegend 135219AB_11125371 (BioLegend Cat. No. 135219)
BV605 anti-mouse NK-1.1 AntibodyBiolegend 108739AB_2562273 (BioLegend Cat. No. 108739)
BV650 anti-mouse/human CD11b AntibodyBiolegend 101239AB_11125575 (BioLegend Cat. No. 101239)
BV711 anti-mouse/human B220 AntibodyBiolegend 103255AB_2563491 (BioLegend Cat. No. 103255)
BV785 anti-mouse CD8a AntibodyBiolegend 100749AB_11218801 (BioLegend Cat. No. 100749)
C57Bl/6J mice, male, 5 weeks old Forschungseinrichtungen für experimentelle Medizin (FEM)
CaCl2 Charité - Universitätsmedizin BerlinA119.1 
Collagenase NB 4G Proved Grade SERVA 11427513
Collagenase Typ I Worthington LS004197
Conical centrifuge tube 15mL Falcon352096
Conical centrifuge tube 50 mL Falcon352070
DNAse  Sigma-Aldrich 4716728001
Fetal bovine serum BiochromS0115
Filter 30µm Celltrics 400422316
FITC anti-mouse CD3 AntibodyBiolegend 100203AB_312660 (BioLegend Cat. No. 100203)
Flow cytometry BD-LSR Fortessa 
Forceps Sigma-Aldrich F4142-1EA
HBSS Bioanalytic GmBH 085021-0500 
High-fat diet SSNIFE15741–34 60 kJ% from fat, 19 kJ% from proteins, and 21 kJ% from carbohydrates
micro dissecting scissors Sigma-Aldrich S3146used for dissection purposes 
PE anti-mouse CD25 AntibodyBiolegend 101903AB_312846 (BioLegend Cat. No. 101903)
PE/Cy7 anti-mouse CD62L AntibodyBiolegend 104417AB_313102 (BioLegend Cat. No. 104417)
PE/Cy7 anti-mouse I-A/I-E (MHCII) AntibodyBiolegend 107629AB_2290801 (BioLegend Cat. No. 107629)
PE/Dazzle 594 anti-mouse CD4 AntibodyBiolegend 100565AB_2563684 (BioLegend Cat. No. 100565)
Percoll solution BiochromL6115
PerCP/Cy5.5 anti-mouse CD44 AntibodyBiolegend 103031AB_2076206 (BioLegend Cat. No. 103031)
PerCP/Cy5.5 anti-mouse Gr-1 AntibodyBiolegend 108427AB_893561 (BioLegend Cat. No. 108427)
Phosphate buffered saline Gibco12559069
Round-Bottom Tubes with cell strainer capSTEMCELL Technologies 38030
TruStain fcX anti-mouse CD16/32Biolegend 101301AB_312800 (BioLegend Cat. No. 101301)
Trypan Blue Sigma-Aldrich T6146
Zombie NIR Fixable Viability KitBiolegend 423105viablity stain 

参考文献

  1. Guh, D. P., et al. The incidence of co-morbidities related to obesity and overweight: A systematic review and meta-analysis. BMC Public Health. 9, 88(2009).
  2. Prentki, M. Islet β cell failure in type. J Clin Invest. 116 (7), 1802-1812 (2006).
  3. Shoelson, S. E., Lee, J., Goldfine, A. B. Inflammation and insulin resistance. Journal of Clinical Investigation. 116 (7), 1793-1801 (2006).
  4. Kahn, S. E., Hull, R. L., Utzschneider, K. M. Mechanisms linking obesity to insulin resistance and type 2 diabetes. Nature. 444, 840(2006).
  5. Exley, M. A., Hand, L., O'Shea, D., Lynch, L. Interplay between the immune system and adipose tissue in obesity. Journal of Endocrinology. 223 (2), R41-R48 (2014).
  6. Ferrante, A. W. Macrophages, fat, and the emergence of immunometabolism. Journal of Clinical Investigation. 123 (12), 4992-4993 (2013).
  7. Winer, D. A., et al. B cells promote insulin resistance through modulation of T cells and production of pathogenic IgG antibodies. Nature Medicine. 17, 610(2011).
  8. Onodera, T., et al. Adipose tissue macrophages induce PPARγ-high FOXP3(+) regulatory T cells. Scientific Reports. 5, (2015).
  9. Lackey, D. E., Olefsky, J. M. Regulation of metabolism by the innate immune system. Nature Reviews Endocrinology. 12, 15(2015).
  10. Calle, E. E., Kaaks, R. Overweight, obesity and cancer: epidemiological evidence and proposed mechanisms. Nature Reviews Cancer. 4, 579(2004).
  11. Ibrahim, S. H., Hirsova, P., Malhi, H., Gores, G. J. Animal Models of Nonalcoholic Steatohepatitis: Eat, Delete, and Inflame. Digestive Diseases and Sciences. 61 (5), 1325-1336 (2016).
  12. Beura, L. K., et al. Recapitulating adult human immune traits in laboratory mice by normalizing environment. Nature. 532 (7600), 512-516 (2016).
  13. Sbierski-Kind, J., et al. Distinct Housing Conditions Reveal a Major Impact of Adaptive Immunity on the Course of Obesity-Induced Type 2 Diabetes. Frontiers in Immunology. 9 (1069), (2018).
  14. Japp, A. S., et al. Wild immunology assessed by multidimensional mass cytometry. Cytometry Part A. 91 (1), 85-95 (2017).
  15. Benedict, M., Zhang, X. Non-alcoholic fatty liver disease: An expanded review. World Journal of Hepatology. 9 (16), 715-732 (2017).
  16. McNelis, J. C., Olefsky, J. M. Macrophages, Immunity, and Metabolic Disease. Immunity. 41 (1), 36-48 (2014).
  17. Ferrante, A. W. The Immune Cells in Adipose Tissue. Diabetes, Obesity & Metabolism. 15, 34-38 (2013).
  18. Bertola, A., et al. Hepatic expression patterns of inflammatory and immune response genes associated with obesity and NASH in morbidly obese patients. PloS One. 5 (10), e13577(2010).
  19. Turnbaugh, P. J., Bäckhed, F., Fulton, L., Gordon, J. I. Diet-Induced Obesity Is Linked to Marked but Reversible Alterations in the Mouse Distal Gut Microbiome. Cell Host & Microbe. 3 (4), 213-223 (2008).
  20. Singh, R. K., et al. Influence of diet on the gut microbiome and implications for human health. Journal of Translational Medicine. 15 (1), 73(2017).
  21. Müller, V. M., et al. Gut barrier impairment by high-fat diet in mice depends on housing conditions. Molecular Nutrition & Food Research. 60 (4), 897-908 (2016).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

转载和许可

请求许可使用此 JoVE 文章的文本或图形

请求许可

探索更多文章

146

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

政策

使用条款

隐私

联系我们

向图书馆推荐

JoVE 新闻简报

科研

教育

发表

图书馆员

关于 JoVE

版权所属 © 2025 MyJoVE 公司版权所有，本公司不涉及任何医疗业务和医疗服务。