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摘要

一种小鼠手术模型，用于在保持通气和避免缺氧的同时产生左肺缺血再灌注 （IR） 损伤。

摘要

缺血再灌注 （IR） 损伤通常由涉及短暂的血流中断的过程引起。在肺中，孤立的IR允许通过持续的肺泡通气对这一特定过程进行实验研究，从而避免缺氧和肺不张的复合有害过程。在临床环境中，肺缺血再灌注损伤（也称为肺IRI或LIRI）由许多过程引起，包括但不限于肺栓塞，复苏性出血性创伤和肺移植。目前，LIRI的有效治疗选择有限。在这里，我们提出了肺IR的可逆手术模型，包括首先耳廓气插管，然后是单侧左肺缺血和再灌注，保留肺泡通气或气体交换。小鼠接受左开胸术，通过该切开术，左肺动脉暴露，可视化，隔离和使用可逆滑结压缩。然后在缺血期间关闭手术切口，唤醒动物并拔管。随着小鼠自主呼吸，通过释放肺动脉周围的滑结来建立再灌注。这种临床相关的生存模型允许评估肺IR损伤，消退阶段，对肺功能的下游影响，以及涉及实验性肺炎的两次命中模型。虽然技术上具有挑战性，但这种模式可以在几周到几个月内掌握，最终生存率或成功率为80%-90%。

引言

缺血再灌注 （IR） 损伤可能发生在中断一段时间后恢复到器官或组织床的血流。在肺中，IR 可单独发生或与其他损伤过程相关，例如感染、缺氧、肺不张、容积伤（机械通气期间潮气量增加）、气压伤（机械通气期间出现峰值或持续压力）或钝性（非穿透性）肺挫伤1，2，3.我们对LIRI的机制以及并发过程（例如感染）对LIRI结局的影响的认识仍然存在一些差距，而且LIRI的治疗选择也很有限。需要纯LIRI的体内模型来单独识别肺IR损伤的病理生理学，并研究其对任何多命中过程的贡献，其中肺损伤是其组成部分。

鼠肺 IR 模型可用于研究多个过程的肺特异性病理生理学，包括肺移植3、肺栓塞4 和复苏后出血性创伤后的肺损伤5。目前使用的模型包括外科肺移植6，肺门钳夹7， 离体 肺灌注8和通气肺IR9。在这里，我们为无菌性肺损伤的小鼠通气肺IR模型提供了详细的方案。这种方法有多种好处（图2），包括它诱导最小的缺氧和最小的肺不张，并且它是一种允许长期研究的生存手术模型。

选择这种LIRI模型而不是其他模型（如肺门钳夹和 离体 灌注模型）的原因如下:该模型最大限度地减少了肺不张，机械通气和缺氧的炎症贡献;它保留了周期性通风;它保持完整的 体内 循环免疫系统，可以对IR损伤做出反应;最后，作为一种生存程序，它允许对继发性损伤产生（2次命中模型）和损伤消退的机制进行长期分析。总体而言，我们相信这种通气肺IR模型提供了可以通过实验研究的"最纯净"形式的IR损伤。

其他出版物描述了使用小鼠的口腱插管进行IT注射或安装10，11，但不像该模型那样作为生存手术的起点。口腔导管的放置允许通过允许手术肺塌陷来进行肺部手术。它还允许在手术结束时重新充气肺，这对于气胸和小鼠在手术结束时恢复自主通气的能力至关重要。最后，移除固定的口腔导管是一个简单的程序，与侵入性气管切开术不同，它与生存手术兼容。这允许长期研究，重点是了解LIRI和相关疾病的进展和解决，以及创建慢性损伤模型。

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研究方案

下面描述的所有程序和步骤均已获得加州大学旧金山分校机构动物护理和使用委员会（IACUC）的批准。可以使用任何小鼠品系，尽管与其他菌株相比，某些菌株具有更强烈的肺IR炎症反应12。大约12-15周龄（30-40g）或更大的小鼠比年轻小鼠更好地耐受和存活肺IR手术。雄性和雌性小鼠都可用于这些手术。

1. 小鼠插管方案

  1. 麻醉和插管准备
    1. 用乙醇棉签擦拭小鼠腹部。用腹膜内注射三溴乙醇（250-400mg / kg）麻醉小鼠。通过缺乏踏板撤回反射来评估适当的麻醉深度。现在或稍后放置眼部润滑软膏（步骤2.1.4）。
      注意:对于此程序，三溴乙醇（和依托咪酯作为替代选择）提供稳定的麻醉平面，而不会影响该手术所需的血流动力学条件。这种麻醉剂仅使用一次，以避免腹膜粘连的风险。也可以使用异氟醚，但我们在这里不使用它。从业者可以自由使用他们认为合适的任何麻醉配方。
    2. 将麻醉小鼠仰卧放在插管架或塑料支架上，由其上门牙悬挂在两个支撑锚上的环形 4-0 缝合线（丝绸或其他）上。
    3. 为了在插管过程中保持鼠标固定，请将胸部下部（或上肢两侧）松散地粘在平台上。
    4. 将光纤柔性灯轻轻地放在鼠标的气管上，略低于声带。调整照明水平，以便在观察小鼠口咽时仅可见暗场，但从声带下方发出的红光除外，从而显示最终放置气管插管的目标。请注意，声带运动应该用肉眼可见，或者如果需要，在放大镜下可见。
  2. 插管程序
    1. 用惯用手握住镊子，用它们轻轻握住舌头并将舌头从口腔中拉出。
    2. 使用非惯用手握住的镊子打开下颌，然后将镊子推入喉部以轻轻抬起会厌。此时，从镊子中松开舌头。
    3. 寻找声带。它们应该根据每次呼吸打开和关闭。在预装导丝的情况下握住套管，将导丝的尖端插入声带。
    4. 非常小心不要通过握住套管外但声带上方的一部分来移动导线，拔出套管，只留下导线，其远端在气管内。
    5. 此时，对声带进行第二次可视化，以确认钢丝远端尖端仍然穿过发光的声带并进入气管，并且不在未点燃的食道中。
    6. 用左手弯曲的镊子将导线放在嘴外，稳定在坚硬的表面上，然后小心地将带有胶带翅膀的 20G 导管推进到导线上。
    7. 一旦导线的远端从 20G 导管或气管插管的后端出来，用弯曲的镊子握住该端，并将 20G 导管平稳地推进到气管中。
    8. 用弯曲的镊子小心地从20G导管的远端取下电线，不要移开导管的位置。
    9. 在固定之前，将导管短暂连接到呼吸机，以确认正确放置在气管而不是食道中。通过观察机械通气依赖性双侧胸壁运动和无胃充气来确认气管放置。
  3. 插管后
    1. 断开导管与呼吸机的连接。使用4-0 vicryl缝合线将胶带翅膀（连接到导管）固定通过小鼠的下唇，以在所有后续程序/操作中将气管插管（ETT）牢固地固定在小鼠上。
      注意:或者，可以使用丝带或其他胶带来固定 ETT，但应注意避免在动物从插管雪橇移动到手术表面的过程中 ETT 移位。
    2. 小心地将鼠标从插管雪橇上取下。将导管短暂连接到设定为潮气量 0.2-0.225 mL 和呼吸频率为 120-150 次/分钟呼吸的呼吸机，以确认口腔导管的正确气管位置，然后断开与小鼠通过口腔导管自主呼吸的连接。
    3. 从这一点开始，不要让动物无人看管，直到它恢复足够的意识以在手术结束时保持胸骨卧位。

2. 肺缺血和再灌注（IR）手术方案

  1. 镇痛和手术部位的准备
    1. 用乙醇拭子擦拭小鼠腹部，腹膜内注射丁丙诺啡（0.05-0.1mg / kg）。
    2. 剃掉左胸区至左肩胛骨的毛发。使用酒精棉签去除多余的剃光头发。
      注意:步骤2.1.1和2.1.2也可以在插管前进行，如果担心用丝带固定时ETT脱落。
    3. 将鼠标放在左侧或 3/4 转身位置的加热垫上，并以 0.2-0.225 mL （~8 mg/kg） 的潮气量和每分钟 120-150 次呼吸的呼吸频率连接呼吸机上的气管插管。请勿在此过程中使用辅助氧气。
    4. 用无菌棉签涂抹眼部润滑剂。将鼠标转向左侧 3/4，并用实验室胶带固定所有四肢和尾巴。
    5. 用聚维酮碘消毒剃光的皮肤区域和周围的皮毛，等待溶液干燥。然后用无菌布料或透明塑料薄膜覆盖手术区域，并在悬垂或塑料薄膜上为手术区域创建一个矩形开口。
  2. 手术
    1. 通过测试对脚趾捏的反应来确认适当的麻醉水平（如前所述由三溴乙醇和丁丙诺啡的给药提供）。
    2. 使用一把锋利的剪刀和一对较大的镊子（窄型镊子或类似物），在左外侧胸肩胛骨下角下方做一个 2 cm 的横向皮肤切口。使用剪刀和一对更细的镊子（超细的格雷夫镊子或类似）切入肌肉层并解剖到肋骨。
    3. 识别第二个肋间隙，并用超细镊子握住第二根肋骨。向上拉肋骨，使用无菌 #11 或 #12（弯曲）手术刀刀片（无需手柄）通过分离并切开第 2-3间隙的肋间肌肉进入胸膜腔。考虑暂停通气以减少左肺尖损伤。
    4. 插入三个灭菌的牵开器。沿肋骨方向使用最小/最窄的牵开器头，沿第 2 肋向左侧使用中等大小的牵开器，沿第 3 肋骨表面向右使用最大的牵开器。
    5. 使用弹性牵开器绳索缓慢而渐进地回缩胸部。用无菌棉尖拭子移开左肺尖，暴露并识别左肺动脉 （PA）。
    6. 使用微镊子、右手的超细镊子和左手的 PA 或血管扩张钳，轻轻地暴露并创建左 PA 和支气管都可见的视野。
    7. 使用PA钳，拿起左侧PA并轻轻但牢固地向上拉动，头部以可视化下面的透明支气管。此时将解剖显微镜的放大倍率（有关更多详细信息，请参阅设备列表）增加到最大值（2x）。
      注意:使用前对所有设备进行消毒。此外，为了保持无菌，只有手术器械的尖端才能进入无菌手术区域。
    8. 在将PA从支气管上收回时，小心地将闭合的超细钳子穿过左PA和支气管之间的空间。然后，使用这些镊子握住并拉动 7-0 或 8-0通过左肺动脉（上图）和支气管（下图）之间的空间缝合前凸。
    9. 通过打一个滑结在 PA 中形成遮挡来包围左侧 PA。血流中断在显微镜下很容易看到。这标志着缺血期的开始。
    10. 使用 24G-28G 针通过左前胸的不同入口点将结的自由端外部化，并用一小块胶带固定缝合线的末端，以便以后更容易识别。
    11. 使用啮齿动物呼吸机上的PEEP瓣膜/管路重新充气肺，以尽可能多地将空气排出胸腔。然后，用两条中断的 4-0 尼龙缝合线关闭胸腔。
    12. 用运行4-0尼龙缝合线关闭肌肉和皮下层。然后在切口处涂抹两到三滴局部布比卡因（0.5%）。使用4-0尼龙缝合线用流动缝合线闭合皮肤层。
  3. 术后护理
    1. 恢复自主通气后，断开气管插管与呼吸机的连接并拔管小鼠。
    2. 将鼠标放在加热垫上，以在麻醉后恢复的早期保持体温。
    3. 仔细监测鼠标，同时从全身麻醉中恢复。在缺血期结束时（30分钟或1小时）轻轻拉动外化的滑结。
    4. 一旦鼠标出现恢复迹象，将鼠标从加热垫移到笼子上:自我扶正和/或移动。
    5. 再灌注期（1小时或3小时）后，对动物实施安乐死，并通过心脏穿刺和肺组织收集血液以进行进一步分析。对于1小时再灌注，收集血浆进行ELISA分析，组织用于RNA和蛋白质分析;对于3小时再灌注，另外收集组织进行组织学。

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结果

单侧通气无菌肺缺血再灌注（IR）损伤引起的炎症:缺血1小时后，我们观察到ELISA和qRT-PCR在再灌注后1小时血清和肺组织中的细胞因子水平升高，在再灌注后12-24小时内迅速恢复到基线13。对于再灌注后3小时收集的样品，我们观察到左肺组织内的强烈中性粒细胞浸润，并注意到炎症的强度取决于所使用的小鼠菌株（图1）。值得注意的是，在没有共存或随后的?...

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讨论

这份手稿详细介绍了执行由 Dodd-o 等人开发的通气肺 IR 模型所涉及的步骤9。该模型有助于确定参与分离肺IR的炎症产生和解决的分子途径14，15，16，17，肺IR与共存感染的结合18，以及肺IR与肠 - 肺轴的关系以及肠道微生物组的贡献13，18，

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披露声明

提交人声明，他们没有相互竞争的经济利益。

致谢

这项工作由加州大学旧金山分校和旧金山综合医院麻醉和围手术期护理系的部门支持以及NIH R01奖（AP）:1R01HL146753资助。

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材料

NameCompanyCatalog NumberComments
Equipment
Fiber Optic Light PipeCole-ParmerUX-41720-65Fiberoptic light pipe
Fiber Optic Light SourceAmScopeSKU: CL-HL250-BLight source for fiberoptic lights
Germinator 500Cell Point Scientific, Inc.No.5-1450Bead Sterilizer
Heating PadAIMS14-370-223Alternative option
Lithium.Ion Grooming Kits(hair clipper)WAHL home productsSKU 09854-600BTo remove mouse hair on surgical site
MicroscopeNikonSMZ-10Other newer options available at the company website
MiniVent VentilatorHavard ApparatusModel 845Mouse ventilator
Ultrasonic CleanerCole-ParmerUX-08895-05Clean tools that been used in operation
Warming PadKent ScientificRT-0501To keep mouse warm while recovering from surgery
Weighing ScaleCole-ParmerUX-11003-41Weighing scale
Surgery Tools
4-0 Silk SutureEthicon683GFor closing muscle layer
7-0 Prolene SutureEthicon IndustryEP8734HUsing for making a slip knot of left pulmonary artery
Bard-Parker (11) Scalpel (Rib-Back Carbon Steel Surgical Blade, sterile, single use)Aspen Surgical372611For entering thoracic cavity (option 1)
Bard-Parker (12) ScalpelAspen Surgical372612For entering thoracic cavity (option 2)
Extra Fine Graefe ForcepsFST11150-10Muscle/rib holding forceps
Magnetic Fixator Retraction SystemFST1. Base Plate (Nos. 18200-03)
2. Fixators (Nos. 18200-01)
3. Retractors (Nos. 18200-05 through 18200-12)
4. Elastomer (Nos.18200-07) 5. Retractor(No.18200-08)		Small Animal Retraction System
Monoject Standard Hypodermic NeedleCOVIDIEN05-561-20For medication delivery IP
Narrow Pattern ForcepsFST11002-12Skin level forceps
Needle holder/Needle driverFST12565-14for holding needles
NeedlesBD30511026 gauge needle for externalizing slipknot (24 or 26 gauge needle okay too)
PA/Vessel Dilating forcepsFST00125-11To hold PA; non-damaging gripper
ScissorsFST14060-09Used for incision and cutting into the muscular layer durging surgery
Ultra Fine Dumont micro forcepsFST11295-10 (Dumont #5 forceps, Biology tip, tip dimension:0.05*0.02mm,11cm)For passing through the space between the left pulmonary artery and bronchus
Reagents
0.25% BupivacaineHospira, Inc.0409-1159-02Topical analgesic used during surgical wound closure
Avertin (2,2,2-Tribromoethanol)Sigma-AldrichT48402-25GAnesthetic, using for anesthetize the mouse for IR surgery, the concentration used in IR surgery is 250-400 mg/kg.
BuprenorphineCovetrus North America59122Analgesic: concentration used for surgery is 0.05-0.1 mg/kg
Eye LubricantBAUSCH+LOMBSoothe Lubricant Eye OintmentRelieves dryness of the eye
Povidone-Iodine 10% SolutionMEDLINE INDUSTRIES INCSKU MDS093944H (2 FL OZ, topical antiseptic)Topical liquid applied for an effective first aid antiseptic at beginning of surgery
Materials
Alcohol SwabBD brand BD 326895for sterilzing area of injection and surgery
Plastic filmKIRKLANDStretch-Tite premiumAlternative for covering the sterilized surgical field (more cost effective)
Rodent Surgical DrapesStoelting50981Sterile field or drape for surgical field
Sterile Cotton Tipped ApplicationPwi-Wnaps703033used for applying eye lubricant
Top SpongesDukal CorporatonReorder # 5360Stopping bleeding from skin/muscle

参考文献

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