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  • 摘要
  • 摘要
  • 引言
  • 研究方案
  • 结果
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  • 披露声明
  • 致谢
  • 材料
  • 参考文献
  • 转载和许可

摘要

在这里,我们提出了一种完成小鼠中枢和周围神经系统解剖的方案。解剖的组织在下游应用中进一步分析,例如拍摄大体照片或组织学。

摘要

动物模型代表了神经科学领域的主力军。尽管如此,今天仍然没有分步协议来解剖完整的啮齿动物神经系统,也没有免费提供的完整示意图来表示它。只有采集大脑、脊髓、特定背根神经节和坐骨神经(单独)的方法可用。在这里,我们提供了中枢和外周小鼠神经系统的详细图片和示意图。更重要的是,我们概述了一个强大的程序来执行其解剖。30 分钟的解剖前步骤允许隔离椎骨内的完整神经系统,肌肉没有内脏和皮肤。在显微解剖显微镜下进行 2-4 小时的解剖,以暴露脊髓和胸神经,最后将整个中枢和周围神经系统从尸体上剥离。该协议代表了全球研究神经系统解剖学和病理生理学的重要一步。例如,来自神经纤维瘤病 I 型小鼠模型的解剖背根神经节可以进一步处理用于组织学,以揭示肿瘤进展的变化。

引言

这种方法的总体目标是将小鼠的中枢和周围神经系统隔离成一个整体。目前还没有解剖啮齿动物整个神经系统以在全球范围内对其进行研究的方案。神经科学家通常使用坐骨神经作为任何周围神经1 的替代物,使用 L3 到 L5 神经节2 作为任何神经节的替代物。使用这些方法,无法得出结果是否特定于特定神经/神经节的结论。众所周知,至少一些神经病变不会平等地影响所有神经和神经节 3,4,5,必须开发一种技术来允许分离完整的啮齿动物神经系统以在全球范围内对其进行研究。

多年来,我们开发并完善了一种解剖小鼠完整中枢和周围神经系统的方法。第一步基本上是对小鼠进行粗略解剖,为解剖显微镜下的显微解剖步骤做准备。在第 2 步到第 4 步中,暴露脊髓和胸神经,解剖大脑,并将整个脊髓和周围神经从尸体上剥离。

当与成像或组织学相结合以记录任何宏观或微观变化时,这种方法非常强大 6,7,8,9。对调查全球变化或进行非假设驱动实验感兴趣的神经科学家应该使用这种方法来调查全球神经系统。

研究方案

本研究中使用的方案已获得加拿大动物护理委员会认证机构 Comité Institutionnel des Animaux de l'Université de Sherbrooke 的批准。

1. 显微解剖的准备工作(pre-dissection)

  1. 用 5% 异氟醚进行麻醉,然后用 2% 异氟醚和 10 psi 的 CO2 进行安乐死,直到没有生命体征。
    注意: 不要进行颈椎脱位,因为这会损坏脊髓和颈神经节。
  2. 将安乐死的小鼠面朝上(前视图)放在解剖垫上,并用 70% 乙醇喷洒皮毛。
  3. 然后,固定上肢和下肢,在解剖过程中使用四个小直径针将鼠标固定在适当的位置。
  4. 使用手术剪刀,从下腹部切开到喉咙的皮肤。
  5. 剥去皮肤以露出内部器官,并使用额外的针钉在暴露腹腔的同时保持每一侧的皮肤。
  6. 切开胸腔,露出心脏和肺。
  7. 使用一对标准解剖钳,夹住食管和气管,然后在镊子上方切割。
  8. 然后,开始以颅尾到尾部的方式剥离所有内脏器官。为此,请沿脊柱切开隔膜,将所有内脏器官一体去除。
  9. 解开鼠标的固定,在水槽中冲洗掉腹腔中多余的小鼠血液。
  10. 将鼠标正面朝下放置(后视图)。固定上肢和下肢,在解剖过程中使用四个销钉将鼠标固定到位。
  11. 使用手术剪刀,剥去从头部到后肢的皮肤。
  12. 暴露左坐骨神经(下肢)。
    1. 切开左下肢下部的肌肉。
    2. 通过去除坐骨神经周围的肌肉来定位并暴露坐骨神经。
    3. 小心切开腓神经、胫神经和腓神经分支的坐骨神经,并保留血管。
    4. 继续使用标准解剖钳和超细波恩剪刀隔离坐骨神经,直到它与脊柱平行,留下约 2 厘米的游离神经。
    5. 平行于脊髓插入手术剪刀,然后剪断臀部。
    6. 用手指拉开骶骨和股骨,使髋关节脱臼。
      注意:在此过程中,需要经常停下来,用镊子轻轻拉动坐骨神经,以免中断。
    7. 最后,小心翼翼地将后肢从小鼠尸体上撕下来,留下一条长约 4 厘米的坐骨神经。
      注意:在此过程中,找到 L2 神经,并将其从后肢梳理出来,以避免损伤 L2。对右侧重复步骤 1.12。
  13. 暴露肱神经(上肢)。
    1. 用手作鼠标尸体,而不是在平坦的表面(解剖垫)上作。
    2. 通过梳理左腋窝的脂肪和肌肉来定位左臂丛神经。
    3. 找到后,用超细波恩剪刀剪断尺骨周围的臂丛神经主要分支(桡骨、腋窝、肩胛上)及其子分支,留下约 1.5 厘米的游离神经。轻轻地从左上肢剥离神经丛。
    4. 左上肢脱臼;确保它是无神经的。对右侧重复步骤 1.13。
  14. 暴露大脑。
    1. 现在,将鼠标正面朝上(前视图)
    2. 将一把超细波恩剪刀的刀片插入嘴里,然后将下颌骨从喉咙切开。
    3. 从脸颊到喉咙进一步切开,取下下颌骨。
    4. 然后,切开从一只耳朵到另一只耳朵的颅骨。
      注意:小心避免太深而损坏大脑。
    5. 切开并去除上颚和鼻骨以打开颅骨。
    6. 切开颅底的 C1 椎骨,释放小脑和脊髓的起点。
    7. 最后,将头骨横向切开到眼睛,然后取出头骨碎片以露出大脑。
      注意:将大脑保持在其腔中,直到神经被剥落。
  15. 去除胴体上多余的脂肪或肌肉。将胴体在室温 (RT) 下放入 10% 福尔马林中 15 分钟,然后短暂的 1x 磷酸盐缓冲盐水 (PBS) 洗涤,直到不再有固定剂气味,然后进行下一步。
    注意:如果在接下来的 2 周内解剖神经系统,请将其储存在 4 °C 的 PBS 中。否则,请将其无限期储存在 10% 福尔马林中。作福尔马林时,请始终使用化学罩。

2. 脊髓暴露

  1. 要暴露脊髓,请使用颅侧到尾侧入路。要去除上面的每个椎骨及其肌肉层,请使用 Vannas 弹簧剪刀在腹侧的 10 点钟和 2 点钟位置剪开。使用 Dumont 迷你镊子削掉椎骨。通过颈椎和胸椎继续此过程。
  2. 对于腰椎部分,切开椎骨两侧的横突。然后,将一把 Vannas 弹簧剪刀的刀片插入椎管,在 2 点钟和 10 点钟位置进行切割。去除组织,注意有时粘在骨骼上的神经。
  3. 对尾部进行类似的作。

3. 胸神经暴露

  1. 将尸体放在解剖显微镜下,以观察前侧。
  2. 使用 Vannas 弹簧剪刀,沿每根肋骨(从胸骨到下肢)剪断,露出周围神经。
  3. 接下来,切开神经节两侧(外侧)的椎骨,露出神经节。

4. 周围神经剥落

  1. 为了剥离脊髓并进一步移位周围神经,请使用 Dumont 微型镊子轻轻滚动脊髓并逐个拉出神经,从脊髓的尾部开始。
    注:剥离前,可在 RT 下用 10% 福尔马林额外固定 15 分钟,然后短暂的 1x PBS 洗涤,直到不再有固定剂气味,如步骤 1.15 所示。
  2. 对于胸部部分,以 90° 角(垂直于脊髓)拉动神经。
  3. 对于臂丛神经,切开神经旁边的椎骨,为神经腾出空间。
    注意:臂丛神经不能像在胸部区域那样从椎骨下方通过。
  4. 去除多余的肌肉以清理神经。
  5. 在 4 °C 的 PBS 中储存长达 2 周,或在室温下无限期地储存在 10% 福尔马林中。

结果

啮齿动物有助于我们理解神经系统生物学和病理生理学10。有趣的是,没有方法可以完整解剖啮齿动物的中枢和周围神经系统,以评估实时模型中的解剖结构和病理变异 1,2,11图 1 概述了第 1 步到第 4 步(显微解剖、脊髓暴露、胸神经暴露和周围神经剥离的准?...

讨论

为防止肌肉和神经干燥,应每 10 分钟将尸体浸泡在 PBS 中。当下肢脱臼时(步骤 1.12.6),重要的是要始终看到坐骨神经丛和 L2,以避免损坏/撕裂它。解剖大脑时(步骤 1.14.4),避免太深以免损伤大脑,这一点至关重要。在解剖背根神经节和周围神经时,使用高质量(未损坏)的 Dumont 微型镊子以避免损坏神经结构至关重要。

与 Chen 等人 5 中 4% 多聚?...

披露声明

作者声明没有利益冲突。

致谢

JPB 是 FRSQ J1 研究学者,也是美国国防部早期研究者研究奖的获得者。LQL 拥有 Burroughs Wellcome Fund 颁发的医学科学家职业奖和 Thomas L. Shields 医学博士皮肤病学教授职位。

材料

NameCompanyCatalog NumberComments
Dumont mini-forcepsFine Science Tools#11200-10
Extra Bonn scissorsFine Science Tools#14084-08
Formalin 10%Fischer Scientific#22-046-361
PBS 1xBioShopCanada#PBS404.500
Standard anatomical forcepsFine Science Tools#91100-12
Surgical scissorsFine Science Tools#140001-12
Vannas spring scissorsKent Scientific#INS600124

参考文献

  1. Bala, U., Tan, K. L., Ling, K. H., Cheah, P. S. Harvesting the maximum length of sciatic nerve from adult mice: a step-by-step approach. BMC Reserach Notes. 7, 714 (2014).
  2. Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia. BMC Reserach Notes. 9, 82 (2016).
  3. Ikram, A., Rehman, A. Paraganglioma. StatPearls. , (2022).
  4. Ehara, Y., Koga, M., Imafuku, S., Yamamoto, O., Yoshida, Y. Distribution of diffuse plexiform neurofibroma on the body surface in patients with neurofibromatosis 1. The Journal of Dermatology. 47 (2), 190-192 (2020).
  5. Plotkin, S. R., et al. Updated diagnostic criteria and nomenclature for neurofibromatosis type 2 and schwannomatosis: An international consensus recommendation. Genetics in Medicine. 24 (9), 1967-1977 (2022).
  6. Brosseau, J. P., et al. NF1 heterozygosity fosters de novo tumorigenesis but impairs malignant transformation. Nature Communications. 9 (1), 5014 (2018).
  7. Chen, Z., et al. Spatiotemporal loss of NF1 in Schwann cell lineage leads to different types of cutaneous neurofibroma susceptible to modification by the hippo pathway. Cancer Discovery. 9 (1), 114-129 (2019).
  8. Liao, C. P., et al. Contributions of inflammation and tumor microenvironment to neurofibroma tumorigenesis. The Journal of Clinical Investigation. 128 (7), 2848-2861 (2018).
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  11. Chen, Z., et al. Cells of origin in the embryonic nerve roots for NF1-associated plexiform neurofibroma. Cancer Cell. 26 (5), 695-706 (2014).
  12. Rigaud, M., et al. Species and strain differences in rodent sciatic nerve anatomy: implications for studies of neuropathic pain. Pain. 136 (1-2), 188-201 (2008).
  13. Brosseau, J. P., et al. The biology of cutaneous neurofibromas: Consensus recommendations for setting research priorities. Neurology. 91, 14-20 (2018).
  14. Wu, J., et al. Preclincial testing of sorafenib and RAD001 in the Nf(flox/flox);DhhCre mouse model of plexiform neurofibroma using magnetic resonance imaging. Pediatric Blood & Cancer. 58 (2), 173-180 (2012).

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