首先，将芯片和芯片载体放入位于无菌组织培养皿中的芯片支架中，并在制备芯片活化试剂时将其放在组织培养罩中。将一毫升 CR2 溶液加入含有 CR1 粉末的小瓶中。将溶液从小瓶转移到用铝箔包裹的 15 毫升管中。
重复此过程，直到四次冲洗和四毫升 CR2 通过 CR1 小瓶冲洗。最后一次冲洗时，盖上小瓶盖并将其倒置以去除残留的粉末。接下来，将 6 毫升 CR2 添加到含有 CR1 的 15 毫升管中。
用移液管混合最终的 10 毫升溶液，不要引入气泡。使用 200 微升移液器吸头，将 20 微升 CR1 溶液加入芯片的底部通道入口，直到溶液开始离开底部通道出口。通过顶部通道入口加入 50 微升 CR1 溶液，直到溶液开始离开顶部通道出口。
然后，将芯片置于紫外线下 15 分钟。暴露后，从顶部和底部通道中取出任何 CR1 溶液。用 100 微升 CR2 溶液洗涤两个通道。
然后，用 100 微升 DPBS 洗涤两次。为芯片的顶部和底部通道准备细胞外基质溶液。向底部通道入口加入 50 微升细胞外基质溶液，直到液滴出现在出口上。
然后，向顶部通道入口添加 50 微升，直到入口上出现液滴。将 DPBS 添加到芯片底座储液槽中。将盖子放在板上，将芯片在 37 摄氏度和 5% 二氧化碳培养箱中孵育过夜。
第二天，用 100 微升预热的芯片膨胀介质冲洗芯片的上皮或顶部通道。然后，用 100 微升预热的 HIMEC 培养基冲洗内皮或底部通道。计数后，向内皮通道中加入 10 微升 HIMECs。
如果需要，将类器官生长培养基或芯片扩增培养基添加到上皮通道中，并检查HIMEC的接种密度。接下来，将芯片倒置到放置在细胞培养皿中的芯片支架中，将DPBS添加到芯片支架中的储液器中，并将芯片置于37摄氏度下两到三个小时，让HIMEC附着在芯片膜上。孵育后，将芯片支架放回直立位置。
用 100 μL 温热的 HIMEC 培养基轻轻洗涤内皮通道，用类器官生长培养基或芯片扩增培养基洗涤上皮通道，将培养基留在通道中。对于收获肠样，轻轻吸出培养基并用 500 微升温热的 DPBS 洗涤含有细胞培养基质水凝胶的孔。向每个孔中加入 250 微升冷细胞回收溶液，并用新鲜的移液器吸头刮擦每个孔的底部以破坏细胞培养基质水凝胶。
将破碎的细胞悬液加入冰上的冷 15 毫升管中，孵育 45 分钟。孵育后，离心悬浮液并除去上清液。然后，向沉淀中加入两毫升温热的肠溶解离培养基，并将试管置于 37 摄氏度的水浴中。
接下来，在 60 到 120 秒内，向试管中加入 10 毫升冷组织洗涤介质。然后，离心并除去上清液，然后将沉淀重悬于200微升芯片膨胀培养基中。使用P200移液管，解离肠样体并将悬浮液加入1.5毫升微量离心管中。
对细胞进行计数并调整芯片扩增介质的体积，以达到每毫升6个细胞的浓度为10的6倍。然后，将 30 微升重悬的细胞悬液添加到芯片的顶部通道中。将芯片放回芯片支架后，将 DPBS 添加到储液器中，并在 37 摄氏度和 5% 二氧化碳下孵育芯片过夜。
第二天，用 100 微升芯片扩增培养基冲洗上皮通道两次，用 100 微升 HIMEC 培养基冲洗内皮通道。然后，将 2 毫升的芯片膨胀介质添加到顶部通道入口储液器中，将 300 微升添加到顶部通道出口储液器中。将 2 毫升 HIMEC 介质添加到底部通道入口储液器中，将 300 微升添加到底部通道出口储液器中。
给豆荚打底，然后将薯片添加到豆荚中。然后将 Pod 添加到区域性模块。将流速设置为每小时 30 微升并启动循环。
利用新生儿肠道在芯片上生长的肠上皮细胞形成汇合的细胞单层，随后发育成成熟的三维绒毛状结构。在芯片模型上将患有严重坏死性小肠结肠炎的新生儿的菌群失调微生物组添加到新生儿肠道中，显示与对照组相比，TNF-α的表达增加。
