首先，制备含有 10 微摩尔 Y-27632 和 2.5 微摩尔 CHIR-99021 的类器官培养基。将 ECM 涂覆在芯片上后，断开出口管与上部微通道的连接，同时保持上部微通道的旁路管打开。使用活页夹，固定下微通道的入口和出口。
使用P100微量移液器，将20微升细胞悬液加入上微通道的出口孔中。使用活页夹固定上微通道的旁路和入口管。将出口管重新连接到上微通道的出口孔，确保管在整个过程中保持打开状态。
完成后，使用粘合夹逐渐固定上微通道的出口管。接下来，在显微镜下，验证细胞是否均匀分布在整个上微通道中。将肠道芯片设备和加湿的二氧化碳培养箱置于 37 摄氏度。
将连接到芯片上微通道的注射器连接到放置在培养箱内的注射器泵。将流速设置为每小时 30 微升，并开始上微通道的座介质连续流动。在此期间，保持下微通道夹紧。
就座后的第二天，用仅含有A-83-01的类器官培养基替换培养基。一旦为上微通道建立了单层，启动连续的座介质流向下微通道。接下来，将类器官培养基引入上微通道和下微通道中，以启动芯片中三维形态发生的发展。
将流速提高到每小时 50 微升，以在芯片上肠道设计中实现每平方厘米 0.02 餐的纯粹应力。使用计算机调节的生物反应器，将 10% 的循环应变和 0.15 赫兹频率施加到在芯片上肠道设备上培养的细胞两到三天以建立三维形态发生。在培养基流速 6 至 9 天后，在整个微通道中观察到犬肠上皮细胞的三维形态发生偶有聚集。
免疫荧光染色评估了微流控芯片中类器官衍生的单层和绒毛样结构的三维结构。TEER测量的肠道屏障功能在培养的第5天显示TEER值稳定。
