Herstellung des rekombinanten Newcastle-Disease-Virus mit hohem Titer aus Allantoic Fluid

Zusammenfassung

Hier stellen wir ein detailliertes Verfahren zur Herstellung, Reinigung und Quantifizierung des rekombinanten Newcastle-Krankheitsvirus mit hohem Titer zur Verfügung. Dieses Protokoll ergibt durchweg > 6 × 10⁹ plaquebildende Einheiten/ml und liefert Virusmengen, die für In-vivo-Tierversuche geeignet sind. Zusätzliche Qualitätskontrollassays zur Gewährleistung der Sicherheit in vivo werden beschrieben.

Zusammenfassung

Das Newcastle-Disease-Virus (NDV), auch bekannt als Vogelorthoavulavirus-Serotyp-1, ist ein einzelsträngiges RNA-Virus mit negativem Sinn, das sowohl als onkolytisches Virus als auch als viral-vektorisierter Impfstoff entwickelt wurde. NDV ist aufgrund seines gut etablierten reverse-genetischen Systems, seiner starken immunstimulierenden Eigenschaften und seines ausgezeichneten Sicherheitsprofils ein attraktives therapeutisches und prophylaktisches Mittel. Bei der Verabreichung als onkolytisches Virus oder viral-vektorisierter Impfstoff löst NDV eine robuste Antitumor- oder Antigen-spezifische Immunantwort aus, die sowohl den angeborenen als auch den adaptiven Arm des Immunsystems aktiviert.

Angesichts dieser wünschenswerten Eigenschaften wurde NDV in zahlreichen klinischen Studien untersucht und ist eines der am besten untersuchten onkolytischen Viren. Derzeit gibt es zwei registrierte klinische Studien mit NDV: eine zur Bewertung eines rekombinanten NDV-vektorisierten Impfstoffs für SARS-CoV-2 (NCT04871737) und eine zweite zur Bewertung eines rekombinanten NDV, das Interleukin-12 kodiert, in Kombination mit Durvalumab, einem AntiPD-L1-Antikörper (NCT04613492). Um die Weiterentwicklung dieses vielversprechenden viralen Vektors zu erleichtern, sind vereinfachte Methoden zur Erzeugung von rekombinantem NDV (rNDV) mit hohem Titer-, In-vivo-Grad erforderlich.

Dieses Papier beschreibt ein detailliertes Verfahren zur Amplifikation von rNDV in spezifizierten pathogenfreien (SPF) embryonierten Hühnereiern und zur Reinigung von rNDV aus Allantoikflüssigkeit mit Verbesserungen zur Verringerung des Verlusts während der Reinigung. Ebenfalls enthalten sind Beschreibungen der empfohlenen Qualitätskontrollassays, die durchgeführt werden sollten, um den Mangel an Kontaminanten und die Virusintegrität zu bestätigen. Insgesamt ermöglicht dieses detaillierte Verfahren die Synthese, Reinigung und Speicherung von hochtiteren, in vivo gradigen, rekombinanten, lentogen und mesogenen NDV für den Einsatz in präklinischen Studien.

Einleitung

Newcastle Disease Virus, auch bekannt als Avian Orthoavulavirus-1, ist ein umhülltes aviäres Paramyxovirus mit dem Potenzial, sowohl als onkolytisches Virus als auch als viral-vektorisierter Impfstoff 1,2,3,4,5,6,7 verwendet zu werden. In jüngster Zeit wurde NDV, das zur Expression des Spike-Proteins von SARS-CoV-2 entwickelt wurde, als wirksamer intranasales Impfstoff in den Maus- und Hamster-Challenge-Modellen ^7,8,9 charakterisiert. Wenn es als Krebsimmuntherapie verwendet wird, führt es zur Rekrutierung angeborener Immunzellen, insbesondere natürlicher Killerzellen, zur Produktion von Typ-I-Interferon und zur Erzeugung von antitumorspezifischen T-Zellen^10,11,12,13. Zusätzlich zu diesen starken immunstimulierenden Eigenschaften hat NDV ein starkes Sicherheitsprofil und ein gut etabliertes umgekehrtes Genetiksystem^14,15. Diese wünschenswerten Eigenschaften haben zur Bewertung von NDV in zahlreichen präklinischen und humanklinischen Studien geführt (NCT04871737, NCT01926028, NCT04764422)^16,17. Um diesen vielversprechenden, immunstimulierenden viralen Vektor weiter voranzubringen, sind detaillierte Methoden zur Herstellung und Reinigung von hochtiterem, hochreinem NDV erforderlich, das sicher in vivo verabreicht werden kann.

Da NDV ein Vogelparamyxovirus ist, wird es am häufigsten in embryonierten Hühnereiern amplifiziert. Während es zellbasierte Systeme zur Vermehrung von NDV gibt, waren die meisten nicht in der Lage, Titer zu produzieren, die denen ähneln, die in embryonierten Hühnereiern¹⁸ erreicht wurden. Dennoch gibt es einige Nachteile bei der Herstellung von NDV in Eiern, einschließlich der Tatsache, dass die Produktion auf Eibasis langwierig und nicht leicht skalierbar ist, die Beschaffung großer Mengen von SPF-Hühnereiern problematisch sein kann und das Potenzial für eine Kontamination mit Eiallergenen besteht^13,18,19,20 . Kürzlich hat eine Gruppe gezeigt, dass Vero-Zellen, die in Suspension in serumfreiem Medium gezüchtet wurden, die Replikation von NDV zu Titern unterstützen können, die mit denen vergleichbar sind, die in Eiern vor der Reinigung^{erreicht wurden 21}. Dies erforderte jedoch eine serielle Übertragung des Virus, um das Virus an Vero-Zellen anzupassen, und die Optimierung einer Methode zur Reinigung von NDV aus Suspensions-Vero-Zellen ist immer noch erforderlich²¹.

Wie bereits erwähnt, variieren die Methoden zur Reinigung von High-Titer-In-vivo-Viren je nach dem betreffenden Virus²². Für die Erzeugung rekombinanter NDV steht ein gut etabliertes System der umgekehrten Genetik zur Verfügung. Dieser Prozess, bei dem ein cDNA-Klon, Helferplasmide und ein Helfervirus verwendet werden, das die T7-RNA-Polymerase exprimiert, wurde zuvor ausführlich beschrieben ^15,23. Dieses Protokoll kann entweder auf lentogene oder mesogene NDV angewendet werden. Das in diesem Protokoll beschriebene Virus ist ein rekombinantes mesogenes NDV, das für das grün fluoreszierende Protein (GFP) aus der Qualle Aequorea victoria kodiert, das zwischen viralen P- und M-Genen als individuelle Transkriptionseinheit eingefügt wurde, da dies zuvor als optimaler Ort für die Insertion von Fremdtransgenen beschrieben wurde²⁴.

Geschlossene Methoden beschreiben die Reinigung von NDV basierend auf seiner Größe, die von 100 bis 500 nm reicht, und seiner Dichte¹⁵. Dies ermöglichte die Erzeugung von In-vivo-haltigen, hochtiteren NDV-Beständen in etwa 3 Wochen, beginnend mit dem Empfang der Eier bis hin zu einem endgültigen Titer. Es werden Techniken beschrieben, die häufig bei der großtechnischen Produktion von Viren auf Eibasis verwendet werden, wie z. B. Tangentialflussfiltration, Tiefenfiltration und Dichtegradienten-Ultrazentrifugation, die die Übertragung dieser Methoden auf die Produktion in größerem Maßstab ermöglichen. Zuvor beschriebene Techniken zur Reinigung von NDV wurden durch den Einbau eines virusstabilisierenden Puffers, die Verwendung von Iodixanol während der Dichtegradienten-Ultrazentrifugation und die Beschreibung verschiedener Qualitätskontrollmaßnahmen zur Sicherstellung der In-vivo-Qualität ^{verbessert 15}. Dies hat die Reinigung von In-vivo-Qualität NDV ermöglicht, die Titer von bis zu 3 × 10¹⁰ PFU / ml von 0,8 bis 1,0 L Allantoikflüssigkeit erreicht.

Protokoll

Alle Arbeiten, die die Verwendung von Tieren beinhalten, wurden vom University of Guelph Animal Care Committee in Übereinstimmung mit dem Canadian Council on Animal Care genehmigt. Alle Arbeiten werden in einem Labor für BioSafety Level 2 (BSL2) in Kanada durchgeführt, in dem mesogene NDV ein Erreger der Risikogruppe 2 ist. Alle Schritte zur Amplifikation und Reinigung von NDV sollten aus Sicherheits- und Sterilitätsgründen in einer biologischen Sicherheitswerkbank vom Typ IIA durchgeführt werden.

1. Amplifikation von NDV unter Verwendung spezifizierter pathogenfreier embryonierter Hühnereier

1. Impfung von SPF embryonierten Hühnereiern
   HINWEIS: Typischerweise werden acht Dutzend SPF-embryonierte Hühnereier verwendet, um eine In-vivo-Charge von NDV zu erzeugen. Bestellen Sie ein oder zwei Dutzend zusätzliche Eier, um Schäden während des Versands sowie Schwankungen in der Lebensfähigkeit zu berücksichtigen. Embryonierte Hühnereier sind biologisches Material und sollten nach institutionellen Richtlinien gehandhabt werden. Da die Embryonen jedoch nicht geschlüpft sind, ist keine Genehmigung des institutionellen Tierpflegeausschusses erforderlich.
   1. Nach Erhalt von SPF-embryonierten Hühnereiern in einem Eierinkubator bei 37 ° C, 60% Luftfeuchtigkeit für 9 Tage inkubieren. Stellen Sie sicher, dass der Inkubator so eingestellt ist, dass er die Eier stündlich automatisch schaukelt / dreht.
      HINWEIS: Eier können bei Raumtemperatur für bis zu 24 h oder 4 °C für bis zu 72 h gelagert werden; Dies kann jedoch die Lebensfähigkeit des Embryos verringern.
   2. Nach 8-11 Tagen Inkubation (idealerweise am 9. Tag) die Eier mit einer Kerze versehen, um die Lebensfähigkeit des Embryos zu bestimmen. Suchen Sie nach netzartigem Gefäßsystem (Abbildung 1A) und Embryobewegung als Indikatoren für lebensfähige Embryonen. Eier ohne diese Merkmale zu entsorgen (Abbildung 1B).
   3. Markieren Sie auf den lebensfähigen Eiern die Schnittstelle zwischen dem Luftsack und dem Embryo mit Bleistift mit einem "X" (Abbildung 1A). Stellen Sie sicher, dass diese Injektionsstelle keine Perforation des Gefäßsystems verursacht. Geben Sie die markierten Eier in den Inkubator zurück, während das Inokulum vorbereitet ist.
   4. Berechnen Sie die Virusmenge, die erforderlich ist, um alle SPF-embryonierten Hühnereier zu injizieren. Stellen Sie sicher, dass jedes Ei 100 PFU Virus in einem Volumen von 100 μL erhält; das Virus in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) auf eine Konzentration von 1 × 10³ PFU/ml verdünnen. Bereiten Sie zusätzliche 20% des Inokulums vor, um Ungenauigkeiten bei der Virusverabreichung zu berücksichtigen.
   5. Reinigen Sie mit einem antistatischen Tuch die Spitzen der markierten Eier mit einer 10% igen Jodlösung, die in 70% igem Ethanol verdünnt ist. Warten Sie ca. 1-2 Minuten, bis die Lösung getrocknet ist.
   6. Durchbohren Sie die Schale vorsichtig mit einer sterilen scharfen Pinzette. Desinfizieren Sie die Pinzette in 70% Ethanol zwischen den Eiern.
   7. Mit einer 1-ml-Spritze und einer 25-G-Nadel werden 100 μL des in Schritt 1.1.4 hergestellten Inokulums in die chorioallantoische Höhle injiziert (Abbildung 1C). Nähern Sie sich mit der Nadel in einem Winkel von fast 90° zum Ei. Führen Sie die Nadel direkt in die Oberseite der chorioallantoischen Membran ein.
   8. Verwenden Sie nach der Impfung Nagellack, um die Einstoßstelle abzudecken und die Eier in den Inkubator zurückzubringen. Stellen Sie sicher, dass die Schaukeleinstellung bis 24 Uhr nach der Impfung eingeschaltet ist.
   9. Überprüfen Sie die Lebensfähigkeit der Eizellen 24 Stunden nach der Impfung. Entsorgen Sie tote Eier, denen das Gefäßsystem in der chorioallantoischen Membran und die Bewegung des Embryos fehlen (Abbildung 1B).
      HINWEIS: Diese Eier sind aufgrund des Impfprozesses und nicht durch NDV gestorben.
   10. Geben Sie die Eier in den Inkubator zurück, wobei die Wippe OFF setzt, um eine Kontamination der Allantoikflüssigkeit mit Eiproteinen zu verhindern.
   11. Überprüfen Sie die Eier alle 12-24 Stunden, wie in Schritt 1.1.9 beschrieben, um tote Eier zu identifizieren. Bewegen Sie die Eier, die nach 24 Stunden nach der Inokulation absterben, auf 4 ° C, um die Autolyse zu minimieren. Ernten Sie die Allantoikflüssigkeit innerhalb von 2-12 Stunden nach dem Abkühlen.
   12. Bebrüten Sie die Eier für mindestens 72 h.
       HINWEIS: Bei der Ausbreitung eines mesogenen NDV-Stammes beträgt die optimale Inkubationszeit 60-72 h, da längere Inkubationszeiten den Reinigungsprozess aufgrund der verminderten Klarheit der Allantoikflüssigkeit beeinträchtigen können. Dieses Problem ist bei der Vermehrung lentogener NDV-Stämme nicht so wichtig, da sie viel länger brauchen, um den Embryo abzutöten.
   13. Nach der entsprechenden Inkubationszeit die verbleibenden Eier für 2-12 h auf 4 ° C stellen, bevor Sie die Allantoikflüssigkeit ernten.
2. Ernte von NZV-haltiger Allantoenflüssigkeit
   1. Bringen Sie die gekühlten Eier in die Biosicherheitskabine. Reinigen Sie die Spitzen der Eier mit 70% Ethanol.
   2. Verwenden Sie eine sterile Pinzette und eine chirurgische Schere, um die apikale Seite des Eies aufzubrechen, auf der sich der Luftsack befindet.
   3. Entfernen Sie die Schale, um die chorioallantoische Membran freizulegen (Abbildung 1D).
   4. Durchstechen Sie vorsichtig die Membran und ziehen Sie sie zurück, um die Allantoikhöhle freizulegen (Abbildung 1E). Stellen Sie sicher, dass der Dottersack nicht versehentlich durchstochen wird, da dies das Ei verdirbt.
   5. Verwenden Sie stumpfe Pinzetten, um den Embryo zu greifen und den embryonalen Sack zu öffnen.
      HINWEIS: Die Flüssigkeit im Inneren des Embryonalsacks enthält auch NDV.
   6. Drücken Sie den Embryo mit der Pinzette und sammeln Sie die Allantoikflüssigkeit mit einer serologischen 10-ml-Pipette.
   7. Lagern Sie die allantoische Flüssigkeit auf Eis in 15 ml konischen Röhrchen bis zur Klärung.
      HINWEIS: Wenn die Allantoikflüssigkeit gelb ist, wurde der Dottersack kompromittiert und die Allantoikflüssigkeit sollte verworfen werden.
   8. Zentrifugieren Sie die konischen Röhrchen mit der allantoischen Flüssigkeit bei 1.500 × g für 10 min bei 4 °C.
   9. Pausenpunkt: Aliquot die geklärte Allantoikflüssigkeit in 50 ml konische Röhrchen und lagern Sie sie bei -80 °C für die Langzeitlagerung (z. B. Wochen bis Monate), wobei die Flüssigkeit mit Saccharose bis zu einer Endkonzentration von 5% ergänzt wird, um das Virus vor den harten Auswirkungen von Frosttauwetter zu schützen. Alternativ können Sie zur kurzfristigen Lagerung (z. B. 1-3 Tage) die Allantoinflüssigkeit mit Saccharose (letzte 5%) oder mit 3x Mannitol-Lysin (ML) Puffer (15% Mannitol, 3% Lysin; siehe Zusatztabelle S1 für Pufferrezepte) ergänzen, um eine Endkonzentration von 1x (5% Mannitol, 1% Lysin) vor der Lagerung bei 4 °C zu erhalten.

2. Reinigung von NDV aus Allantoikflüssigkeit

1. Tiefenfiltration von Allantoikflüssigkeit
   1. Lagern Sie die geklärte Allantoinflüssigkeit bei -80 °C und tauen Sie sie in der Nacht vor der Reinigung bei 4 °C auf.
   2. Stellen Sie in einer biologischen Sicherheitswerkbank den Schlauch und die Peristaltikpumpe wie in Abbildung 2 dargestellt auf.
   3. Falls noch nicht durchgeführt, kombinieren Sie die Allantoinflüssigkeit mit 3x ML-Puffer zu einer Endkonzentration von 1x.
   4. Bevor Sie den Tiefenfilter anbringen, sterilisieren Sie den Schlauch, indem Sie 50 ml 0,5 M NaOH durch das System in ein Abfallbehälter leiten.
   5. Spülen Sie den Schlauch ab, indem Sie 100 ml steriles, molekulares Wasser durch das System und in den Abfallbehälter leiten.
      HINWEIS: Da NaOH NDV inaktiviert, ist es wichtig, dass die Leitungen ausreichend gewaschen werden, bevor die virushaltige Allantoikflüssigkeit eingeführt wird.
   6. Bereiten Sie das System vor, indem Sie 50 ml PBS durch es laufen lassen und die Pumpe stoppen, wenn sich noch etwa 5 ml PBS im Rohr befinden.
   7. Befestigen Sie den Tiefenfilter mit einer Festigkeitsrate von 1-3 μM am Schlauch und entfernen Sie die zweite Kappe auf der apikalen Seite des Tiefenfilters, um den Filter zu entlüften. Beginnen Sie mit dem Betrieb von zusätzlichen 50 ml PBS durch das System.
   8. Sobald PBS beginnt, durch die Entlüftung an der Oberseite des Filters zu fließen, schließen Sie den Anschluss und fahren Sie fort, PBS durch die Leitungen zu fließen.
      HINWEIS: Kleinere Luftblasen sind akzeptabel, aber das Vorhandensein großer Luftmengen erfordert, dass der Filter erneut entlüftet wird, wie in den Schritten 2.1.7 und 2.1.8 beschrieben.
   9. Stoppen Sie die Pumpe, wenn noch ca. 5 ml PBS im Rohr vorhanden sind.
   10. Ersetzen Sie das Abfallgefäß durch ein neues steriles Sammelgefäß und beginnen Sie, allantoische Flüssigkeit durch den Tiefenfilter zu führen.
       HINWEIS: Der Druck sollte 10 psi nicht überschreiten, da dies zu einer Scherung des Virus führt. Der Druck kann manipuliert werden, indem der Durchfluss der Pumpe verringert oder erhöht wird. Wenn der Druck beginnt, 10 psi zu überschreiten und der Durchfluss nicht weiter verringert werden kann, sollte ein neuer Tiefenfilter verwendet werden. In diesem Fall sollten die Schritte 2.1.6-2.1.8 durchgeführt werden, bevor der Fluss der Allantoikflüssigkeit wieder aufgenommen wird.
   11. Sobald die gesamte Allantoikflüssigkeit den Filter passiert hat, führen Sie 50 ml 1x ML-Puffer durch die Leitungen, um die Viruswiederherstellung zu maximieren.
   12. Sammeln Sie die Flüssigkeit, bis die Linien trocken sind. Lagern Sie das Virus über Nacht oder bis zu 36 h bei 4 °C.
       HINWEIS: Sobald das Virus tiefengefiltert wurde, setzen Sie den Reinigungsprozess innerhalb von 36 Stunden nach Abschluss der Tiefenfiltration fort.
   13. Trennen Sie den Tiefenfilter und desinfizieren Sie den Schlauch, indem Sie 100 ml 0,5 M NaOH, 400 PPM Bleichmittel, das vor der Lagerung in 0,5 M NaOH auf 42 °C vorgewärmt ist, durch das System laufen lassen.
2. Tangentialströmungsfiltration für die Konzentration von NDV
   1. Montieren Sie die Komponenten der Kassette, wie in Abbildung 3A (und wie zuvor²⁵ gezeigt) in einer biologischen Sicherheitswerkbänke.
      HINWEIS: Der Verteiler und die Endplatte sollten vor Gebrauch im Waschmittel gewaschen und getrocknet werden. Die Siliziumdichtungen sind wiederverwendbar und sollten in 0,5 M NaOH mit der Kassette gelagert werden.
   2. Richten Sie das TFF-System (Tangential Flow Filtration) (auch Cross-Flow-Filtration genannt) in einer "offenen" Konformation ein (Abbildung 3B).
      1. Wenn Sie zum ersten Mal eine Kassette verwenden, montieren Sie die TFF-Kassette in der Elution-Konformation und spülen Sie sie mit 100 ml sterilem, molekularem Wasser (Abbildung 3C).
      2. Sobald nur noch 5 ml Wasser im Reservoirtank vorhanden sind, halten Sie die Pumpe an und ändern Sie die TFF-Systemeinrichtung auf eine geschlossene Konformation (Abbildung 3D).
      3. Fügen Sie dem Reservoir 100 ml 0,5 m NaOH, 400 ppm Bleichmittel, das auf 42 °C vorgewärmt ist, hinzu und durchlaufen Sie das System für 30-60 min.
      4. Pausieren Sie den Durchfluss und bringen Sie das TFF-System zum Elutionsaufbau zurück, wobei der Fluss wieder aufgenommen wird, um die Reinigungslösung zu eluieren.
      5. Wenn sich noch ca. 5 ml im Reservoir befinden, pausieren Sie die Pumpe und fügen Sie 100 ml steriles, molekulares Wasser hinzu, um das System zu spülen.
      6. Wenn sich noch ca. 5 ml im Reservoir befinden, halten Sie die Pumpe an und setzen Sie das TFF-System in die offene Konformation (Abbildung 3B). Fahren Sie mit Schritt 2.2.3 fort.
   3. Sterilisieren Sie die Kassette und den Schlauch, indem Sie 100 ml 0,5 M NaOH mit der Peristaltikpumpe durch das System leiten. Stellen Sie sicher, dass der Druck 30 psi nicht überschreitet, um die Integrität der Kassette aufrechtzuerhalten.
   4. Pausieren Sie die Pumpe, wenn sich noch ca. 5 ml 0,5 M NaOH im Reservoir befinden.
   5. Geben Sie 100 ml steriles, molekulares Wasser in das Reservoir und setzen Sie das Passieren der Flüssigkeit durch die Kassette fort. Schwenken Sie das Reservoir, um das gesamte NaOH von den Seiten des Reservoirs zu waschen, um eine Inaktivierung des Virus zu verhindern. Wiederholen Sie den Reservoir-Waschschritt.
   6. Wenn sich noch etwa 5 ml steriles, molekulares Wasser im Reservoir befinden, pausieren Sie die Pumpe.
   7. Geben Sie 100 ml PBS in das Reservoir und wirbeln Sie, um sicherzustellen, dass das sterile, molekulare Wasser von den Seiten gewaschen wird. Nehmen Sie den Flüssigkeitsfluss durch die Kassette wieder auf.
   8. Wenn sich noch etwa 5 ml im Reservoir befinden, pausieren Sie die Pumpe, fügen Sie dem Reservoir tiefengefilterte Allantoikflüssigkeit hinzu und setzen Sie den Pumpenfluss fort.
   9. Überwachen Sie das Manometer 1 (Abbildung 3B), um sicherzustellen, dass es 10 psi nicht überschreitet, um eine Scherung des Virus zu verhindern. Verwenden Sie eine Kombination aus der Geschwindigkeit der Peristaltikpumpe und der Verwendung von C-Klemmen, um die Elution zu Abfall zu erhöhen.
      HINWEIS: Die Kombination der Drehzahl der Peristaltikpumpe und der C-Klemmen führt zu einem erhöhten Druck.
   10. Wenn sich noch 50-100 ml allantoische Flüssigkeit im Reservoir befinden, pausieren Sie die Pumpe, um einen Pufferaustausch durchzuführen, indem Sie 150-200 ml Puffer hinzufügen.
   11. Setzen Sie den Pumpendurchfluss fort und überwachen Sie erneut das Manometer 1 (Abbildung 3B), um sicherzustellen, dass es 10 psi nicht überschreitet.
   12. Wenn sich noch 5-10 ml im Reservoir befinden, pausieren Sie die Pumpe.
   13. Schließen Sie mit zwei C-Klemmen die beiden Waste-Linien, wie in Abbildung 3C dargestellt.
   14. Entkoppeln Sie die Retentatleitung, die das Reservoir speist, und führen Sie es in ein konisches 50-ml-Rohr ein (Abbildung 3C).
   15. Nehmen Sie den Durchfluss der Pumpe wieder auf und halten Sie an, wenn sich noch ein paar Tropfen Flüssigkeit im Reservoirtank befinden.
   16. Entfernen Sie die C-Klemmen aus den Abfallleitungen, und befestigen Sie die Retentatzufuhrleitung wieder am Behältertank (Abbildung 3B).
   17. Fügen Sie 20-25 ml 1x ML-Puffer hinzu und nehmen Sie den Pumpenfluss wieder auf, bis sich noch ca. 5 ml im Reservoirtank befinden.
   18. Wiederholen Sie die Schritte 2.2.13 bis 2.2.16.
       HINWEIS: Eine 3.^Elution kann durch Wiederholen der Schritte 2.2.17 und 2.2.13 bis 2.2.16 durchgeführt werden, um die Virusausbeute zu erhöhen. Der größte Teil des Virus ist jedoch in den ersten beiden Elutions vorhanden.
   19. Nachdem Sie die Elutions beendet haben, legen Sie das Virus auf Eis oder bei 4 ° C.
   20. Um die Leitungen zu reinigen, richten Sie das System so ein, dass es sich um ein geschlossenes Kreislaufformat handelt (Abbildung 3D), bei dem die Abfallleitungen in das Reservoir zurückfließen, wie in Abbildung 3D dargestellt.
   21. Fahren Sie mit der Reinigung des Systems fort, indem Sie 250 ml 0,5 m NaOH, 400 ppm Bleichmittel hinzufügen, das auf 42 °C vorgewärmt ist.
   22. Lassen Sie die Reinigungslösung über Nacht durch das System fließen.
       HINWEIS: Während der Umwälzung der Reinigungslösung, wenn die Pumpe mit einer Geschwindigkeit von 50 ml/min betrieben wird, sollte ein Druck von etwa 5 psi beobachtet werden. Wenn der Druck dies überschreitet, ist die Kassette verschmutzt, und die Reinigungslösung sollte ersetzt und der Vorgang wiederholt werden.
   23. Eluten Sie die Reinigungslösung, indem Sie sowohl Abfalllinien als auch die Retentatlinie in einen Abfallbehälter leiten.
   24. Geben Sie 400-500 ml steriles Wasser in das Reservoir und lassen Sie es durch das System und in die Abfallbehälter fließen.
   25. Wenn ungefähr 5 ml im Reservoir verbleiben, pausieren Sie die Pumpe und fügen Sie 100-200 ml 0,5 M NaOH in den Reservoirtank hinzu, wobei Sie die Lösung zum Waschen des Reservoirbehälters verwirbeln.
   26. Sobald das Reservoir fast leer ist, wiederholen Sie Schritt 2.2.23 zwei weitere Male.
   27. Zerlegen Sie das TFF-Setup und lagern Sie die TFF-Kassette und die Dichtungen in einem kleinen Volumen von 0,5 M NaOH in einem wiederverschließbaren Plastikbeutel bei 4 °C.
       HINWEIS: Schläuche können bei Raumtemperatur unter 0,5 m NaOH gelagert werden.
3. Iodixanol-Dichtegradienten-Ultrazentrifugation
   1. Schalten Sie die Ultrazentrifuge ein und stellen Sie sie auf 4 °C vorkühlen. Kühlen Sie den gewünschten Rotor ebenfalls bei 4 °C vor (siehe Materialtabelle).
      HINWEIS: Rotoren sollten bei 4 °C gelagert werden.
   2. Verwenden Sie die 60% ige Iodixanollösung (Konzentration zum Zeitpunkt des Kaufs), um 40%, 20% und 10% Iodixanollösungen zu erzeugen, indem Sie mit PBS und 3x ML Buffer auf eine 1x Endkonzentration von ML Buffer verdünnen.
   3. In einem 13,2 ml offenen, dünnwandigen Ultrazentrifugenröhrchen überlagern Sie 0,5 ml, 2,5 ml und 2,5 ml der 40%, 20 % bzw. 10 % igen Iodixanollösungen (Abbildung 4A).
      HINWEIS: Wenn Sie das Ultrazentrifugenröhrchen auf die Seite kippen und die Lösung langsam ausstoßen, wird das Risiko einer Vermischung der beiden Gradientenschichten erheblich verringert. Die Trennung jeder Schicht sollte offensichtlich sein, mit einem "Heiligenschein", der zwischen jeder Schicht des Farbverlaufs sichtbar ist.
   4. Verwenden Sie einen Markerstift, um die Schnittstellen der verschiedenen Verlaufsebenen zu markieren.
   5. Schicht 6-6,5 ml des eluierten Virus aus dem TFF-Verfahren über den Dichtegradienten. Fügen Sie den Virus vorsichtig hinzu, wie in Schritt 2.3.3 beschrieben, um eine Störung des Dichtegradienten zu vermeiden.
   6. Laden Sie die Ultrazentrifugenröhrchen mit einer offenen Waage in die Einsätze für den schwingenden Schaufelrotor (siehe Materialtabelle), um die Einsätze innerhalb von 0,01 g zueinander auszugleichen. Verwenden Sie PBS oder zusätzlichen Viruseluenten, um die Gewichtsunterschiede zu berücksichtigen.
   7. Sobald die Rohre ausbalanciert sind, verschließen Sie die Rohre und laden Sie sie in den Rotor.
   8. Zentrifuge für 1,5 h bei 125.000 × g bei 4 °C.
      HINWEIS: Dies kann über Nacht durchgeführt werden, wenn eine Ultrazentrifuge mit Delay-Start-Funktion verfügbar ist.
   9. Entfernen Sie nach der Ultrazentrifugation die Röhrchen mit einer sterilen Pinzette. Suchen Sie nach dem Zielband – einem großen Band – zwischen den Gradienten von 10 % und 20 % (Abbildung 4B).
   10. Hängen Sie das Rohr mit einem Retortenständer über die Oberseite eines Becherglases.
   11. Befestigen Sie eine 18 G x 1,5 Zoll Nadel an einer 5 ml Spritze und punktieren Sie die Seite des Ultrazentrifugenröhrchens.
       HINWEIS: Das Rohr sollte leicht unterhalb des Zielbandes punktiert werden, wobei sich die Nadel in einem nach oben gerichteten Winkel befindet und so abgeschrägt wird, dass es in das Zielband wandert.
   12. Verlängern Sie langsam den Kolben, um das Zielband zu entfernen.
       HINWEIS: Bewegen Sie die Nadel innerhalb des Zielbandes, um das extrahierte Virus zu maximieren. Achten Sie darauf, dass andere Bänder oder Ablagerungen nicht mit dem Zielband vermischt werden, und vermeiden Sie die Einnahme von überschüssiger Lösung, da dies zur Verwendung von mehr Dialysekassetten führt.
   13. Sobald das Zielband extrahiert wurde, entfernen Sie die Nadel und lassen Sie die verbleibende Lösung in das Abfallbecherglas abtropfen. Dosieren Sie das Zielband in ein konisches 50-ml-Röhrchen, bis alle Bänder aus allen anderen Ultrazentrifugenröhrchen extrahiert sind.
   14. Wiederholen Sie die Schritte 2.3.10-2.3.13, bis alle Zielbänder aus allen Ultrazentrifugenröhrchen extrahiert wurden.
   15. Alternativer Ansatz zum Extrahieren der Zielbänder wie in den Schritten 2.3.10 bis 2.3.13 beschrieben
       1. Entfernen Sie langsam die Flüssigkeit, die das Zielband überlagert, mit einer Pipette. Sobald Sie sich am Zielband befinden, extrahieren Sie es mit einer Pipette und lagern Sie das Virus in einem 50 ml konischen Röhrchen.
          HINWEIS: Dadurch können die Ultrazentrifugenröhrchen wiederverwendet werden.
4. Entfernung von Iodixanol aus der Viruslösung
   HINWEIS: Das NDV-haltige Band erscheint bei einer Iodixanoldichte zwischen 15% und 16%. Die Konzentration von Iodixanol in der Lösung kann durch Messung der Absorption bei 340 nm in Bezug auf eine Standardkurve bestimmt werden (Ergänzende Abbildung S1). Dieser Schritt kann unterlassen werden, da bei der Verabreichung von Iodixanol-Lösungen dieser Konzentration an C57BL/6-Mäuse keine nachteiligen Wirkungen oder akute Toxizität beobachtet wurden.
   1. Prewet eine 0,5-3 ml 10 kDa Molekulargewichts-Cut-Off-Dialysekassette, indem Sie sie für 1 min in PBS tauchen.
      HINWEIS: Die Dialysemembran sollte von glatt zu einem gerüschten oder holprigen Aussehen wechseln. Wenn das Volumen des extrahierten Virus 10 ml übersteigt, sollten zwei 0,5-3 ml Dialysekassetten oder eine 5-12 ml Dialysekassette verwendet werden.
   2. Verwenden Sie gegebenenfalls entweder eine 5- oder 10-ml-Spritze und eine 18 G x 1,5-Zoll-Nadel mit stumpfer Füllung, um das Virus aus dem 50 ml konischen Röhrchen zu sammeln.
   3. Verwenden Sie die Spritze, um in die Dialysekassette einzudringen, achten Sie darauf, die Membran nicht zu durchstechen, und injizieren Sie das Virus.
      HINWEIS: Die Dialysekassette kann gedreht werden, um die Positionierung der Lufttasche in der Kassette zu manipulieren. Die Lufttasche sollte entfernt werden, bevor die Nadel von der Kassette entfernt wird.
   4. Füllen Sie ein 1 L Becherglas mit sterilem 1x PBS, legen Sie einen Rührstab und die Dialysekassette hinein und decken Sie es ab. Bei 4 °C unter leichtem Rühren inkubieren.
      HINWEIS: Verwenden Sie extrudierten Polystyrolschaum und ein elastisches Band, um die Dialysekassette so zu befestigen, dass sie im PBS schwimmt. Die Kassette kann aufgrund des ML-Puffers leicht anschwellen.
   5. Nach 1-2 h durch frisches 1x PBS ersetzen und bei 4 °C für weitere 8-10 h mit leichtem Rühren inkubieren.
      HINWEIS: Dies kann auch über Nacht erfolgen.
   6. Ersetzen Sie es erneut durch frisches 1x PBS und inkubieren Sie bei Raumtemperatur für 1-2 h.
5. Konzentration der Viruslösung
   1. Nehmen Sie die Dialysekassette aus dem Dialysepuffer (Abbildung 4C) und legen Sie sie in einen kleinen, verschließbaren Plastikbeutel. Fügen Sie 15-25 ml 40% 20.000 MW Polyethylenglykol hinzu, so dass die Dialysekassette vollständig untergetaucht ist.
   2. Bei Raumtemperatur mit Schaukeln inkubieren. Überprüfen Sie das Virusvolumen in der Kassette regelmäßig mit einer 5- oder 10-ml-Spritze und einer 18 G x 1,5-Zoll-Nadel mit stumpfer Füllung.
      HINWEIS: Die Zeit, die benötigt wird, um das Virus zu konzentrieren, variiert je nach Startvolumen und gewünschtem Endvolumen. Typischerweise liegt das endgültige gewünschte Volumen zwischen 1 und 1,5 ml, unabhängig vom Ausgangsvolumen der Allantoikflüssigkeit. Achten Sie bei der Überprüfung des Volumes darauf, nicht denselben Port zu verwenden, da dies die Portintegrität beeinträchtigt und zur Vermischung der Polyethylenglykollösung und des Virus führen kann.
   3. Bevor Sie das konzentrierte Virus aus der Dialysekassette entfernen, spülen Sie die Kassette kurz in 1x PBS aus und füllen Sie eine 18 G x 1,5 Zoll große stumpfe Füllnadel mit Luft.
   4. Setzen Sie die luftgefüllte Spritze in die Dialysekassette ein und drücken Sie den Kolben. Drehen Sie das Gerät so, dass das konzentrierte Virus entfernt werden kann, ohne die eingebrachte Luft zu entfernen.
   5. Geben Sie das konzentrierte Virus in ein 50 ml konisches Röhrchen und notieren Sie das abgegebene Volumen.
   6. Injizieren Sie mit derselben Spritze und Nadel eine angemessene Menge 60% Saccharose in die Dialysekassette, so dass sie in Kombination mit dem zuvor entfernten Virus eine Endkonzentration von 5% Saccharose aufweist.
   7. Verwenden Sie behandschuhte Finger, um die Membran zu massieren, um Restviren zu entfernen, die möglicherweise an der Membran haften geblieben sind, und achten Sie darauf, sie nicht zu beschädigen. Entfernen Sie einen Teil der überschüssigen Luft in der Dialysekassette, um den Verdrängungsprozess zu erleichtern.
   8. Kombinieren Sie diese Wäsche mit dem Virus bereits in der 50 ml konischen Röhre.
      HINWEIS: Das Virus ist jetzt in 5% Saccharose und bereit, in 20 μL, 50 μL, 100 μL oder 200 μL Aliquots dosiert und bei -80 °C gelagert zu werden. Alternativ kann NDV zur Langzeitlagerung lyophilisiert und bei 4 °C gelagert werden, wie in Abschnitt 2.6 beschrieben.
6. Lyophilisation von NDV
   1. Lyophilisieren Sie das Virus alizitiert in 1,5 ml Zentrifugenröhrchen oder 15 ml konischen Röhrchen bei 44 × 10-3 MBAR und ^- 52 °C für 16 h.
   2. Lagern Sie die lyophilisierten Proben bei 4 °C ohne signifikante Verringerung des Virustiters.

3. Qualitätskontroll-Assays

1. Virale RNA-Isolierung und Reverse-Transkriptions-PCR zur Genombestätigung
   1. Tauen Sie ein 20-μL-Virus aliquot auf. Befolgen Sie das mit dem Kit gelieferte virale RNA-Isolationsprotokoll.
   2. Verwenden Sie die isolierte RNA sofort als Vorlage für die Rücktranskription PCR (RT-PCR) oder lagern Sie sie bei -80 °C.
   3. Bereiten Sie die Rücktranskriptionsreaktionen gemäß dem vom Hersteller bereitgestellten Protokoll vor.
   4. Verwenden Sie die resultierende cDNA als Vorlage für verschiedene PCR-Reaktionen der Qualitätskontrolle, um den NDV-Pathotyp (Tabelle 1, F-Proteinprimer-Set) und das Vorhandensein der erforderlichen Genkontrollelemente (Tabelle 1, Transgen-Primer-Set) zu bestätigen.
      HINWEIS: Primer sollten basierend auf der Dehnung des auszubreitenden NDV entworfen werden.
      1. Um die F-Proteinspaltungsstelle, die Hauptdeterminante des Pathotyps, zu sequenzieren, verwenden Sie das F-Protein-Primer-Set (Tabelle 1). Suchen Sie nach einem PCR-Produkt mit 435 Basenpaaren in der Länge.
         HINWEIS: Hier wurden die Primer auf Basis der LaSota-Sorte von NDV (Genbank accession AF077761.1) entwickelt. Es ist allgemein bekannt, dass eine optimale Transgenexpression auftritt, wenn ein fremdes Transgen zwischen den P- und M-Genen^{eingefügt wird 24}.
      2. Verwenden Sie das Transgen-Primer-Set, um die Integrität der Genstart- und Genendelemente des Transgens zu bestätigen. Sequenzieren Sie das PCR-Produkt, um die Integrität des Genstarts und der Genendsequenz zu bestätigen.
   5. Senden Sie die PCR-Produkte für die DNA-Sequenzierung und vergleichen Sie sie mit der Vorlage für die Homologie.
2. SDS PAGE und Coomassie-Färbung zum Nachweis kontaminierender Proteine
   1. Gießen Sie ein SDS PAGE-Gel mit Dichtegradienten, indem Sie zunächst 6% und 15% Polyacrylamidlösungen herstellen (Zusatztabelle S1). Verwenden Sie eine 10-ml-Pipette, um 5 ml der 15%igen Lösung zu entnehmen, gefolgt von 5 ml der 6%igen Lösung.
   2. Entfernen Sie die Pipette aus der Lösung und erzeugen Sie eine Luftblase, indem Sie kurz Luft ansaugen.
      HINWEIS: Wenn sich die Luftblase nach oben bewegt, wird die Lösung gemischt, um den SDS PAGE-Farbverlauf zu erzeugen.
   3. Verteilen Sie die Lösung in die Gießvorrichtung und lassen Sie sie 30 min erstarren.
   4. Kombinieren Sie in einem Endvolumen von 20 μL ein Aliquot des Virus mit einem 4x reduzierenden Puffer (Supplemental Table S1), so dass die Endkonzentration 1x beträgt, und kochen Sie für 10 min bei 95 ° C in einem Thermocycler. Laden Sie mindestens 1 × 10⁷ PFU des Virus.
   5. Tauchen Sie die SDS-SEITE in den laufenden Puffer (Supplemental Table S1) und laden Sie die Beispiele.
   6. Lassen Sie das Gel bei 120 V für 1-1,5 h laufen.
   7. Entfernen Sie das Gel aus dem laufenden Puffer und geben Sie es in einen kleineren Behälter.
   8. Fügen Sie Coomassie Färbelösung (Supplemental Table S1) hinzu, um das Gel abzudecken. Bei Raumtemperatur für 4-5 h inkubieren.
   9. Entfernen Sie die Färbelösung und fügen Sie Deflecklösung (Beistelltisch S1) hinzu, wobei Sie 4-8 h bei Raumtemperatur mit Rühren inkubieren. Ändern Sie die Destain-Lösung drei- bis viermal.
      HINWEIS: Das Gel sollte klar sein und seine Farbe sollte so sein, wie es vor der Färbung war.
   10. Stellen Sie das Gel auf einer kolorimetrischen Einstellung dar. Siehe Abbildung 5 für ein repräsentatives Bild eines Coomassie-gefärbten SDS-PAGE-Gels, das Proben aus Allantoikflüssigkeit und gereinigtem Virus enthält.
3. Quantifizierung des infektiösen viralen Titers durch mediane Gewebekultur-Infektionsdosis (TCID₅₀) und Immunfluoreszenz-Assay
   HINWEIS: Vero-Zellen können als Alternative zu DF1-Zellen verwendet werden. Die zytopathische Wirkung (CPE) ist jedoch in Vero-Zellen weniger ausgeprägt. NDV, das die L289A-Mutation beherbergt, die die Fusogenie erhöht, und die Expression von GFP zwischen den P- und M-Genen wird in diesem Assay verwendet.
   1. Samen Sie eine 96-Well-Platte mit DF1-Zellen bei 20.000 Zellen / Well in einem Volumen von 80 μL am Tag vor der Verwendung von DMEM, ergänzt mit 2% fetalem Rinderserum (FBS) und 125 μg / ml Trypsin. Inkubieren Sie die Zellen bei 37 °C und 5% CO₂.
   2. Am nächsten Tag tauen Sie ein 20 μL Aliquot Virus auf Eis auf.
   3. Verwenden Sie 1,5-ml-Röhrchen, um serielle Verdünnungen vorzubereiten. Beginnen Sie mit der Verdünnung von 10 μL des Virus mit 990 μL PBS, um eine ^{10-2-Verdünnung} vorzubereiten. Bereiten Sie alle anderen Verdünnungen bis mindestens 10-10 vor, die mit 900 μL PBS und der ^{Zugabe von 100} μL der vorherigen Verdünnung hergestellt werden.
      HINWEIS: Verwenden Sie eine neue Pipettenspitze, wenn Sie sich zwischen den Verdünnungen bewegen.
   4. Verwenden Sie 20 μL jeder Verdünnung, um jede Vertiefung der 96-Well-Platte zu infizieren, wie in Abbildung 6 dargestellt.
      HINWEIS: Das endgültige Volumen in jeder Vertiefung beträgt 100 μL.
   5. Die Platte wird mindestens 48 h lang bei 37 °C und 5 % CO₂ inkubiert, bevor auf CPE/GFP untersucht oder ein indirekter Immunfluoreszenztest (IFA) durchgeführt wird.
      HINWEIS: Unter diesen Kulturbedingungen ist CPE nach 10 h (Abbildung 7A-D) offensichtlich und steigt in den nächsten 24 h an (Abbildung 7E-H). Die Platte kann länger inkubiert werden, um die Intensität von CPE zu verbessern, wenn sie von GFP oder CPE bewertet wird.
      1. Wenn Sie nach CPE oder GFP bewertet werden und IFA NICHT durchführen, fahren Sie mit Schritt 3.3.18.1 fort.
   6. Wenn Sie IFA durchführen, spülen Sie die Zellen zweimal mit 100 μL 1x PBS.
   7. Fügen Sie 100 μL 4% in PBS verdünntes Paraformaldehyd zu jeder Vertiefung hinzu und inkubieren Sie für 15 Minuten bei Raumtemperatur.
   8. Waschen Sie die Zellen 3x 5 min mit je 100 μL 1x PBS, 0,1% Tween 20 (0,1% PBS-T).
   9. Permeabilisieren Sie die Zellen durch Zugabe von 100 μL von 0,1% NP-40 in PBS und inkubieren Sie sie bei Raumtemperatur für 10 Minuten.
   10. Waschen Sie die Zellen 3x 5 min mit 100 μL von 0,1% PBS-T.
   11. 100 μL Blockierpuffer hinzufügen, bestehend aus 5% (V/V) normalem Ziegenserum, verdünnt in 0,1% PBS-T für 1 h bei Raumtemperatur oder über Nacht bei 4 °C.
   12. 100 μL pro Vertiefung des primären Anti-NDV-Ribonukleoprotein-Antikörpers der Maus, verdünnt in 0,1% PBS-T bis 1 μg/ml, inkubieren für 1 h bei Raumtemperatur oder über Nacht bei 4 °C.
   13. Waschen Sie die Zellen 3x für 5 min in 100 μL von 0,1% PBS-T.
   14. Fügen Sie 100 μL eines AlexaFluor 488 Goat Anti-Maus-Sekundärantikörpers, verdünnt in 0,1% PBS-T bis 2 μg/ml, hinzu. 1 h bei Raumtemperatur inkubieren.
   15. Waschen Sie die Zellen 3x für 5 min in 100 μL von 0,1% PBS-T.
   16. Nach der letzten Wäsche lassen Sie die Zellen in 100 μL von 0,1% PBS-T.
   17. Stellen Sie die Vertiefungen mit einem invertierten Fluoreszenzmikroskop dar.
   18. Achten Sie bei der Durchführung der IFA auf eine Fluoreszenz, die größer ist als die in den Negativkontrollbohrungen beobachtete, was darauf hindeutet, dass die Vertiefung positiv für NDV ist, wie in Abbildung 8 gezeigt.
       1. Achten Sie auf das Vorhandensein von Synzytie und großen, abgerundeten Zellen, die NDV CPE charakterisieren. Wenn Sie Brunnen bewerten, die mit einem Virus infiziert sind, der GFP exprimiert, achten Sie auf das Vorhandensein von GFP.
   19. Geben Sie die entsprechenden Informationen in den Spearman-Karber-Titerrechner²⁶ ein, um die PFU/ml des Virus zu bestimmen (Tabelle 2). In Abbildung 6 finden Sie ein Beispiel für eine TCID_{50-Titerplatte.}
4. Quantifizierung des viralen Titers mittels quantitativer real-time PCR (qRT-PCR)
   HINWEIS: Ein einstufiges qRT-PCR-Kit wird empfohlen, um Zeit zu sparen und die Manipulation der Proben zu reduzieren. Ein sondenbasierter Assay wird verwendet, um die Spezifität der Erkennung von Virussequenzen zu erhöhen.
   1. Erstellen Sie eine Standardkurve einer bekannten Menge der Virussequenzen (Ergänzende Abbildung S2A,B).
      HINWEIS: Dies kann durch den Kauf eines synthetischen 500 bp doppelsträngigen DNA-Fragments des NDV L-Gens erfolgen. Die Sequenz für ein 500 bp Fragment des NDV L-Gens ist in Supplemental Figure S2C zu sehen.
   2. Konvertieren Sie die Menge des Virus-DNA-Fragments (normalerweise von den Herstellern als Nanogramm oder Femtomole zur Verfügung gestellt) in die Anzahl der Moleküle oder Kopien des DNA-Fragments, indem Sie die Avogadro-Zahl und die Formel Mole zu Molekülen verwenden (Eq (1)).
      (1)
   3. Bereiten Sie die Standardkurvenproben vor, indem Sie eine zehnfache Verdünnungsreihe bekannter Virus-DNA-Fragmentkopien vorbereiten, beginnend mit 1,00 ×¹⁰ 10 Kopien bis hin zu 1,00 ×^{10 0} Kopien.
   4. Um die Menge an NDV-RNA in unbekannten Proben zu bestimmen, extrahieren Sie NDV-RNA mit einem RNA-Extraktionskit. Befolgen Sie das mit dem Kit gelieferte Protokoll. Sobald die RNA extrahiert ist, fahren Sie mit dem empfohlenen Protokoll fort, das im einstufigen qRT-PCR-Kit bereitgestellt wird.
   5. Führen Sie die Reaktionen in einem real-time PCR-Gerät mit den folgenden Temperatur- und Zyklusbedingungen durch: 1) ein Zyklus der umgekehrten Transkription bei 55 °C für 10 min; 2) ein Zyklus der anfänglichen Denaturierung bei 95 °C für 1 min; und 3) 40 Zyklen der Denaturierung (95 °C für 10 s), Erweiterung (60 °C für 30 s) und Fluoreszenzsignalerfassung.
   6. Sobald der qRT-PCR-Assay abgeschlossen ist, generieren Sie die Standardkurve basierend auf den Standardkurvenproben mit der Echtzeit-PCR-Instrumentensoftware (Ergänzende Abbildung S2A,B).
      HINWEIS: Die Software berechnet auch die Menge an NDV-RNA in unbekannten Proben basierend auf der Standardkurve.
5. Sicherheitsprüfung auf akute Toxizität bei Mäusen
   1. Injizieren Sie 1 ×¹⁰ 8 PFU Virus intravenös über die Schwanzvene in drei 8 Wochen alte BALB/C-Mäuse, um die akute Toxizität zu beurteilen.
   2. Überwachen Sie die Mäuse auf unerwünschte Ereignisse wie Gewichtsverlust (>20%), gebeugte Haltung, gerüschte Mäntel, Lethargie und Veränderungen der Atmung. Bewerten Sie drei- bis viermal täglich über die ersten 48 h. Da sich die Mäuse nach 48 h zu erholen beginnen sollten, überwachen Sie sie ein- bis zweimal täglich, bis sie sich vollständig erholt haben.
      1. Verabreichen Sie Kochsalzlösung subkutan und unterstützende Pflege nach Bedarf. Ergänzen Sie zum Beispiel mit Recovery-Diät-Gel, Erdnussbutter oder verwenden Sie Hitze-Pucks. Euthanasieren Sie Mäuse, die Endpunktkriterien erreicht haben, wie in den institutionellen Leitlinien für die Tierpflege beschrieben, durch Isofluran-Überdosierung, gefolgt von zervikaler Dislokation.

Ergebnisse

Ernte von Allantoikflüssigkeit
Da Allantoikflüssigkeit aus embryonierten Hühnereiern gewonnen wird, sollte sie klar und transparent erscheinen. Wenn die Flüssigkeit undurchsichtig und gelb erscheint, deutet dies auf das Vorhandensein von Verunreinigungen hin. Die Einbeziehung dieser allantoischen Flüssigkeit während der Reinigung behindert den Reinigungsprozess, da der Druck schnell ansteigt und 10 psi überschreitet, was zur Scherung des Virus und zum Verlust des infektiösen Virus führt. Alla...

Diskussion

Viren, die in präklinischen Studien als Therapeutika verwendet werden, müssen bei der Verabreichung in vivo¹⁵ stark gereinigt werden, um Toxizität zu vermeiden. Wenn zufällige Agenzien oder Verunreinigungen nicht entfernt werden, kann dies zu schweren Nebenwirkungen führen, die die therapeutische Wirkung des viralen Wirkstoffs^{zunichte machen 28}. Da NDV in embryonierten Hühnereiern hergestellt wird, gibt es mehrere kontaminierende Eiproteine wie Eieralbumin, d...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.25% Trypsin	HyClone	SH30042.02
1 mL Slip-Tip Syringe	BD	309659
10 mL Luer-Lok Syringe	BD	302995
10% Povidone Iodine Solution	LORIS	109-08
15 mL Conical Tubes	Thermo-Fisher	14955240
18G x 1 1/2 in Blunt Fill Needle	BD	305180
18G x 1 1/2 in Precision Glide Needle	BD	305196
25 G x 5/8 in Needle	BD	305122
2-Mercaptoethanol	Thermo-Fisher	03446I-100
30% Acrylamide/Bis Solution 37.5:1	BioRad	1610158
4% Paraformaldehyde-PBS	Thermo-Fisher	J19943-K2
5 mL Luer-Lok Syringe	BD	309646
96 Well Tissue Culture Plate - Flat Bottom	Greiner Bio One	655180
Acetic Acid, Glacial	Thermo-Fisher	A38-212
Agarose	Froggabio	A87-500G
Alexa-Fluor 488 Goat-Anti-Mouse	Invitrogen	A11001
Allegra X-14 Centrifuge	Beckman Coulter	B08861
Ammonium Persulfate	BioRad	161-0700
Bleach (5%)	Thermo-Fisher	36-102-0599
Broad, unserrated tipped forceps	Thermo-Fisher	09-753-50
Bromophenol Blue	Sigma-Aldrich	114405-25G
Centramate Cassette Holder	PALL	CM018V
ChemiDoc XRS+	BioRad	1708265
CO2 Incubator	Thermo-Fisher
Coomassie Brilliant Blue R-259	Thermo-Fisher	BP101-50
DF1 Cells	ATCC	CRL-12203
Diet Gel Recovery	ClearH2O, INC	72-01-1062
Digital 1502 Sportsman Egg Incubator	Berry Hill	1502W
D-Mannitol	Sigma-Aldrich	M4125-500G
Egg Candler	Berry Hill	A46
Ethanol (70%)	Thermo-Fisher	BP82031GAL
Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) solution, pH 8.0, 0.5 M in H2O	Thermo-Fisher	BP2482-500
Female Threaded Tee fittings, nylon, 1/8 in NPT(F)	Cole-Parmer	06349-50
Fetal Bovine Serum	Gibco	12483-020
Fine Point High Precision Forceps	Thermo-Fisher	22-327379
Fluorescent Microscope	ZEISS AXIO		Not necessary if not performing IFA or if NDV does not encode a fluorescent protein
Freeze Dry System Freezone 4.5	LABCONCO
GiBOX Gel Imager	Syngene		Imaging of Agarose Gels
Glycerol	Thermo-Fisher	G33-1
Glycine	Thermo-Fisher	BP381-5
High Capacity cDNA Reverse Transcriptase Kit	Thermo-Fisher	4368814
High Glucose Dulbecco's Modified Essential Medium	Cytiva	SH30022.01
Humidity Kit	Berry Hill	3030
Iodixanol	Sigma-Aldrich	D1556	60% (w/v) solution of iodixanol in water (sterile)
L-Lysine Monohydrochloride	Sigma-Aldrich	62929-100G-F
Male and Female Luer-Lok a 1/8 in national pipe thread, NPT	Cole-Parmer	41507-44
Masterflex L/S Digital Drive	Cole-Parmer	RK-07522-20	Peristaltic Pump with digital display
Masterflex L/S Easy Load Pump Head for Precision Tubing	Cole-Parmer	RK-07514-10
Masterflex Silicon tubing (Platinum) L/S 16	Cole-Parmer	96420-16	BioPharm Platinum-Cured Silicone
MC Pro 5 Thermocycler	Eppendorf	EP950040025
Methanol	Thermo-Fisher	A412-4
Mini Protean Tetra Cell	BioRad	1658000EDU	SDS-PAGE cast and running appartus
Mouse-Anti-NDV	Novus Biologicals	NBP2-11633	Clone 6H12
Normal Goat Serum	Abcam	AB7481
NP-40	Thermo-Fisher	85124
Omega Membrane LV Centramate Cassette, 100K	PALL	OS100T02
Optima XE-90 Ultracentrifuge	Beckman Coulter	A94471
OWL Easycast B1A Mini Gel Electrophoresis System	Thermo-Fisher	B1A
PBS 10X Solution	Thermo-Fisher	BP399-20
Poly(Ethylene Glycol) Average Mn 20,000	Sigma-Aldrich	81300-1KG
PowePac 300	BioRad		Model 1655050 - for Agarose gel electrophoresis
Q5 High Fidelity 2X Master Mix	New England Biolabs	M0492S
QIA Amp Viral RNA Mini Kit	Qiagen	52904
RedSafe	Thermo-Fisher	50999562
Slide-a-lyzer Dialysis Cassette (Extra Strength), 10,000 MWCO 0.5-3 mL	Thermo-Fisher	66380
Sodium Dodecyl Sulfate	Thermo-Fisher	BP166-500
Sodium Hydroxide (Pellets)	Thermo-Fisher	S318-10
Specific pathogen free eggs	CFIA	NA	Supplier will vary depending on location
Sucrose	Thermo-Fisher	S5-3
Supracap 50 Depth Filter	PALL	SC050V100P
Surgical Scissors	Thermo-Fisher	08-951-5
Sw41Ti Rotor	Beckman Coulter	331362	Used in protocol step 2.3.1, 2.3.6, 2.3.7
SX4750 Rotor	Beckman Coulter	369702
SxX4750 Adaptor for Concial-Bottom Tubes	Beckman Coulter	359472
TEMED	Invitrogen	15524-010
Thin-Wall Ultraclear centrifuge tubes (9/16 in x 3 1/2 in)	Beckman Coulter	344059
Tris Base	Thermo-Fisher	BP152-5
Tubing Screw Clamp	PALL	88216
Tween 20	Sigma-Aldrich	P1379-1L
Utility Pressure Gauges	Cole-Parmer	68355-06