Mehrkanalige extrazelluläre Aufzeichnung bei frei beweglichen Mäusen

Zusammenfassung

Das Protokoll beschreibt die Methodik der extrazellulären Aufzeichnung im motorischen Kortex (MC), um extrazelluläre elektrophysiologische Eigenschaften in frei beweglichen bewussten Mäusen aufzudecken, sowie die Datenanalyse von lokalen Feldpotentialen (LFPs) und Spikes, die für die Bewertung der neuronalen Netzwerkaktivität nützlich ist, die dem interessierenden Verhalten zugrunde liegt.

Zusammenfassung

Das Protokoll zielt darauf ab, die Eigenschaften des neuronalen Feuerns und der lokalen Feldpotentiale (LFPs) in sich verhaltenden Mäusen aufzudecken, die bestimmte Aufgaben ausführen, indem die elektrophysiologischen Signale mit spontanem und/oder spezifischem Verhalten korreliert werden. Diese Technik stellt ein wertvolles Werkzeug dar, um die neuronale Netzwerkaktivität zu untersuchen, die diesen Verhaltensweisen zugrunde liegt. Der Artikel bietet ein detailliertes und vollständiges Verfahren für die Elektrodenimplantation und die daraus resultierende extrazelluläre Aufzeichnung in frei beweglichen bewussten Mäusen. Die Studie umfasst eine detaillierte Methode zur Implantation der Mikroelektrodenarrays, die Erfassung der LFP- und neuronalen Spiking-Signale im motorischen Kortex (MC) mit einem Mehrkanalsystem und die anschließende Offline-Datenanalyse. Der Vorteil der Mehrkanalaufzeichnung bei bewussten Tieren besteht darin, dass eine größere Anzahl von Spiking-Neuronen und neuronalen Subtypen erhalten und verglichen werden kann, was die Bewertung des Zusammenhangs zwischen einem bestimmten Verhalten und den damit verbundenen elektrophysiologischen Signalen ermöglicht. Insbesondere die in der vorliegenden Studie beschriebene Mehrkanal-extrazelluläre Aufzeichnungstechnik und das Datenanalyseverfahren können bei der Durchführung von Experimenten an sich verhaltenden Mäusen auch auf andere Hirnareale angewendet werden.

Einleitung

Das lokale Feldpotential (LFP), ein wichtiger Bestandteil extrazellulärer Signale, spiegelt die synaptische Aktivität großer Populationen von Neuronen wider, die den neuronalen Code für mehrere Verhaltensweisen bilden¹. Spikes, die durch neuronale Aktivität erzeugt werden, tragen zum LFP bei und sind wichtig für die neuronale Kodierung². Es wurde nachgewiesen, dass Veränderungen in Spikes und LFPs verschiedene Gehirnerkrankungen wie Alzheimer sowie Emotionen wie Angst usw. ^{vermitteln.3,4}. Es ist erwähnenswert, dass viele Studien gezeigt haben, dass sich die Spike-Aktivität bei Tieren signifikant zwischen wachem und anästhesiertem Zustand unterscheidet⁵. Obwohl Aufzeichnungen in anästhesierten Tieren die Möglichkeit bieten, LFPs mit minimalen Artefakten in hochdefinierten kortikalen Synchronisationszuständen zu beurteilen, unterscheiden sich die Ergebnisse bis zu einem gewissen Grad von dem, was bei wachen Probanden zu finden ist ^6,7,8. Daher ist es sinnvoller, neuronale Aktivität über lange Zeitskalen und große räumliche Skalen bei verschiedenen Erkrankungen im Wachzustand des Gehirns mit Hilfe von Elektroden zu erfassen, die in das Gehirn implantiert werden. Dieses Manuskript enthält Informationen für Anfänger, wie man das Mikroantriebssystem herstellt und die Parameter mit gängiger Software einstellt, um die Spike- und LFP-Signale schnell und unkompliziert zu berechnen, um mit der Aufzeichnung und Analyse zu beginnen.

Obwohl die nicht-invasive Aufzeichnung von Gehirnfunktionen, wie z. B. durch die Verwendung von Elektroenzephalogrammen (EEGs) und ereigniskorrelierten Potentialen (ERPs), die von der Kopfhaut aufgezeichnet werden, in großem Umfang in Studien an Menschen und Nagetieren eingesetzt wurde, haben EEG- und ERP-Daten geringe räumliche und zeitliche Eigenschaften und können daher nicht die präzisen Signale erfassen, die durch die nahe gelegene dendritische synaptische Aktivität in einem bestimmten Hirnareal erzeugt^{werden 1}. Derzeit kann durch die Nutzung der Mehrkanalaufzeichnung bei bewussten Tieren die neuronale Aktivität in den tieferen Schichten des Gehirns chronisch und progressiv aufgezeichnet werden, indem ein Mikroantriebssystem während mehrerer Verhaltenstests in das Gehirn von Primaten oder Nagetieren implantiert wird 1,2,3,4,5,6,7,8,9 . Kurz gesagt, Forscher können ein Mikroantriebssystem konstruieren, das für die unabhängige Positionierung der Elektroden oder Tetroden verwendet werden kann, um verschiedene Teile des Gehirns anzusprechen^10,11. Zum Beispiel beschrieben Chang et al. Techniken zur Aufzeichnung von Spikes und LFPs bei Mäusen durch Zusammenbau eines leichten und kompakten Mikroantriebs¹². Darüber hinaus sind mikrobearbeitete Siliziumsonden mit kundenspezifischen Zubehörkomponenten für die Aufzeichnung mehrerer einzelner Neuronen und LFPs in Nagetieren während Verhaltensaufgaben¹³ kommerziell erhältlich. Obwohl verschiedene Konstruktionen für die Montage von Mikroantriebssystemen verwendet wurden, haben diese in Bezug auf die Komplexität und das Gewicht des gesamten Mikroantriebssystems immer noch begrenzten Erfolg. Zum Beispiel zeigten Lansink et al. ein mehrkanaliges Mikroantriebssystem mit einer komplexen Struktur für die Aufzeichnung aus einer einzelnen Gehirnregion¹⁴. Sato et al. berichteten über ein Mehrkanal-Mikroantriebssystem, das eine automatische hydraulische Positionierungsfunktion¹⁵ aufweist. Die Hauptnachteile dieser Mikroantriebssysteme sind, dass sie für Mäuse zu schwer sind, um sich frei zu bewegen, und für Anfänger schwer zu montieren sind. Obwohl sich die mehrkanalige extrazelluläre Aufzeichnung als geeignete und effiziente Technologie zur Messung der neuronalen Aktivität bei Verhaltenstests erwiesen hat, ist es für Anfänger nicht einfach, die von dem komplexen Mikroantriebssystem erfassten Signale aufzuzeichnen und zu analysieren. Angesichts der Tatsache, dass es schwierig ist, den gesamten Betriebsprozess der mehrkanaligen extrazellulären Aufzeichnung und Datenanalyse in frei beweglichen Mäusen in Gang zu bringen^16,17, stellt dieser vorliegende Artikel vereinfachte Richtlinien vor^, um den detaillierten Prozess der Herstellung des Mikroantriebssystems unter Verwendung allgemein verfügbarer Komponenten und Einstellungen vorzustellen; Die Parameter in der gängigen Software zur schnellen und unkomplizierten Berechnung der Spike- und LFP-Signale werden ebenfalls bereitgestellt. Darüber hinaus kann sich die Maus in diesem Protokoll durch die Verwendung eines Heliumballons frei bewegen, was dazu beiträgt, das Gewicht der Kopfbühne und des Mikroantriebssystems auszugleichen. Im Allgemeinen beschreiben wir in der vorliegenden Studie, wie man auf einfache Weise ein Mikroantriebssystem aufbauen und die Prozesse der Aufzeichnung und Datenanalyse optimieren kann.

Protokoll

Alle Mäuse wurden kommerziell gewonnen und in einem 12-stündigen Licht-/12-Stunden-Dunkelzyklus (Licht an um 08:00 Uhr Ortszeit) bei einer Raumtemperatur von 22-25 °C und einer relativen Luftfeuchtigkeit von 50%-60% gehalten. Die Mäuse hatten Zugang zu einer kontinuierlichen Versorgung mit Nahrung und Wasser. Alle Versuche wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren der South China Normal University durchgeführt und von der institutionellen Tierethikkommission genehmigt. Für die Experimente wurden männliche C57BL/6J-Mäuse im Alter von 3-5 Monaten verwendet.

1. Montage des Mikroantriebssystems

1. Verbinden Sie zwei computerkonstruierte Platinen mit zwei Stulls und einer Schraube, die das bewegliche Mikrolaufwerk hält, und befestigen Sie den Steckverbinder an einer Platine (Abbildung 1A, Bi-iii). Treiben Sie den Mikroantrieb an, indem Sie eine Schraube (0,5 mm/Kreis) drehen.
2. Stellen Sie sicher, dass der Mikroantrieb zwei Sätze von acht Führungsrohren (~3 cm lang, ~50 μm Innendurchmesser, ~125 μm Außendurchmesser) für jede Seite des MC-Bereichs tragen kann, und schneiden Sie ihn dann auf die gleiche Länge (mindestens 15 mm; Abbildung 1Biv, v).
3. Schneiden Sie 16 Ni-Chrom-Drähte (~5 cm lang) mit einem Durchmesser von 35 μm ab und laden Sie sie dann nacheinander in die Führungsrohre, gefolgt von einem Klebstoff, um sie zu fixieren (Abbildung 1Bi, vi, vii).
4. Isolieren Sie die Drahtisolierung, verflechten Sie nacheinander jeden freiliegenden Draht mit jedem Stift vom Steckverbinder gemäß der Kanalzuordnung sowie die Referenz- und Masseelektroden und tragen Sie dann langsam leitende Farbe auf jeden Stift auf (Abbildung 1Bviii-x).
5. Decken Sie die Stifte mit Epoxidharz ab (Abbildung 1Axi, xii) und führen Sie dann eine Vergoldung mit einem Impedanztester durch, um die Impedanz der Elektrodenspitzen auf ~350 kOhm zu reduzieren (Abbildung 1Bxiii, xiv). Stellen Sie die Parameter des Impedanzprüfers wie folgt ein: −10,08 μA Gleichstrom für 1 s mit Vergoldungslösung, einschließlich 5 mM PtCl₄.
6. Zum Schluss schieben Sie das Mikrolaufwerk durch Drehen einer Schraube nach oben. Überprüfen Sie die Gesamtgröße des Mikroantriebssystems, das wie in Abbildung 1A dargestellt modifiziert wurde (ca. 15 mm lang, 10 mm breit, 20 mm hoch, ~1 g Gewicht). Überprüfen Sie die detaillierten Spezifikationen der computerentworfenen Platine und der beweglichen Komponente in Abbildung 1Ai, ii.

2. Implantation des Elektrodenarrays

1. Sterilisieren Sie die OP-Kits, tragen Sie sterile Handschuhe und ziehen Sie vor Beginn der Operation den sterilen weißen Kittel eines Arztes an.
2. Um die Schmerzen zu lindern, verwenden Sie eine subkutane (s.c.) Injektion von Meloxicam injizierbar (5 mg/kg) für die Maus in einer Induktionskammer. Anschließend wird die Maus durch eine intraperitoneale (i.p.) Injektion von Pentobarbital (80 mg/kg) in eine Induktionskammer anästhesiert^18,19. Wenden Sie eine zusätzliche Dosis Pentobarbital (20 mg/kg/h) an, wenn der Zehenklemmreflex noch vorhanden ist.
3. Befestigen Sie die Maus in einem stereotaktischen Gerät und halten Sie ihre Rektaltemperatur mit Hilfe eines Temperaturreglers bei 37 °C.
4. Tragen Sie die Tetracyclin-Augensalbe auf beide Augen der Maus auf und wechseln Sie die sterilen Handschuhe vor der Operation erneut.
5. Rasieren Sie das Fell der Maus und desinfizieren Sie die Operationsstelle mit drei abwechselnden Runden Betadin-Peeling und Alkohol mit einem sterilen Applikator mit Wattespitze in konzentrischen Kreisen, beginnend in der Mitte und nach außen (Abbildung 2i, ii). Machen Sie einen kleinen Schnitt in der Mittellinie (~15 mm), um den Schädel freizulegen. Tragen Sie das 1%ige Lidocain sofort lokal auf die Nackenmuskulatur auf, um Schmerzen zu lindern. Entfernen Sie dann das restliche Gewebe mit einer Schere und reinigen Sie den Schädel mit mit Kochsalzlösung beschichteten Wattestäbchen (Abbildung 2iii).
6. Markieren Sie mit einer mit Tinte gefüllten Glasmikroelektrode die gewünschten Stellen des bilateralen MC für die Implantation (Abbildung 2iv, v). Basierend auf einer früheren Studie²⁰ sind die Lokalisationen des bilateralen MC wie folgt: 0,74 mm vor dem Bregma und 1,25 mm lateral der Mittellinie.
7. Implantieren Sie vier Edelstahlschrauben (0,8 mm Durchmesser), um das Mikroantriebssystem zu schützen, und verbinden Sie dann alle Schrauben mit den Referenz- und Erdungselektroden, gefolgt von der Abdeckung mit gemischtem Dentalzement, um Wände zu bilden (Abbildung 2vi-xi).
8. Bohren Sie vorsichtig zwei kleine Löcher (~1,5 mm²) mit einem Schädelbohrer sowohl auf der linken als auch auf der rechten Seite des koordinierten Schädels in den MC-Regionen (Abbildung 2xii). Verwenden Sie die stereotaktischen Koordinaten des bilateralen MC: 0,74 mm vor dem Bregma, 1,25 mm lateral zur Mittellinie und 0,5 mm ventral zur Dura.
9. Entfernen Sie die Dura mater vorsichtig mit einer feinen Pinzette aus den Löchern (Abbildung 2xiii).
10. Setzen Sie das Mikroantriebssystem mit einem Mikromanipulator bei 10 μm/s in die Mitte der Bohrungen ein (Abbildung 2xiv-xvii).
11. Füllen Sie die Vaseline in die Dentalzementwände, nachdem Sie das Einsetzen des Mikroantriebssystems abgeschlossen haben (Abbildung 2xviii).
12. Verbinden Sie die Bodenplatte des Mikroantriebssystems und die Dentalzementwände mit dem gemischten Dentalzement (Abbildung 2xix)
13. Waschen Sie den Einschnitt mit Kochsalzlösung, gefolgt von einer lokalen Behandlung mit einem Gel, das Lincomycinhydrochlorid und Lidocainhydrochlorid enthält, um die postoperativen Schmerzen zu lindern.
14. Wickeln Sie das leitfähige Kupferfolienband um das implantierte Mikroantriebssystem (Abbildung 2xx).
15. Bringen Sie die Maus in einen Käfig, der bei 31-33 °C gehalten wird, und überwachen Sie die Erholung der Maus von der Narkose.
16. Lassen Sie die Mäuse 1 Woche lang mit separater Fütterung erholen. Kontrollieren und behandeln Sie den Einschnitt mit 3 Tagen kontinuierlicher Anwendung eines Gels, das Lincomycinhydrochlorid und Lidocainhydrochlorid enthält.

3. Mehrkanal-Aufzeichnung im bilateralen MC bei frei beweglichen Mäusen

1. Halten Sie den Kopf einer wachen Maus leicht und vorsichtig. Bewegen Sie die Elektrodenarrays (~0,1 mm Tiefe) nach unten, indem Sie die Schraube am beweglichen Teil des Mikroantriebssystems (Abbildung 1Aii) mindestens 1 Tag im Voraus drehen.
2. Halten Sie den Kopf der wachen Maus leicht und vorsichtig. Verbinden Sie die Mitte der Kopfstufe mit einem Heliumballon (gefüllt mit ca. 0,02 l Helium) mit einem Gewinde, um das Gewicht der Kopfstufe und des Mikroantriebssystems auszugleichen (Abbildung 3A, B).
3. Erfassen Sie Rohsignale mit den Aufzeichnungselektroden und Mehrkanalsystemen durch Abtastung bei 30 kHz in der Aufzeichnungssoftware und digitalisieren Sie dann mit einem Digital-Analog-Wandler (DA) von den Mehrkanalsystemen.
4. Extrahieren Sie die LFP-Signale aus den Rohdaten, indem Sie in der Aufnahmesoftware bei 10 kHz neu abtasten, und verwenden Sie dann einen Notch-Filter aus der Aufnahmesoftware, um das 50-Hz-Zeilenrauschen zu entfernen.
5. Zeichnen Sie Rohdaten in einem stabilen Zustand von einer frei beweglichen Maus für mindestens 60 Sekunden auf. Entfernen Sie nach Beendigung der Aufnahme langsam die Verbindung zwischen der Kopfbühne und dem Mikrolaufwerk und setzen Sie die Maus wieder in ihren Ausgangskäfig ein.
6. Speichern Sie die aufgezeichneten Daten im Computer und analysieren Sie sie offline (Abbildung 4 und Abbildung 5).
7. Nach Beendigung des Experiments führen Sie die Euthanasie gemäß den Richtlinien des Instituts durch und bestätigen Sie dann die Positionen der Elektroden, indem Sie das Netzteil am 3-V-Ausgang verwenden, um eine 1-minütige elektrolytische Läsion durchzuführen, gefolgt von einer histologischen Analyse. Schneiden Sie das Gehirn der Maus mit einem Gefriermikrotom in 30-μm-Schichten, sammeln Sie die MC-Abschnitte und nehmen Sie dann die Bilder mit einem Mikroskop auf (Abbildung 3C, D).

4. Sortierung und Analyse von Spikes

1. Klicken Sie in der Spike-Sortiersoftware auf Datei > > Nev-Dateien öffnen, um die mit 30 kHz abgetasteten Spike-Daten zu öffnen (Abbildung 4Ai).
2. Klicken Sie auf Info, um den unsortierten Kanal auszuwählen, und wählen Sie dann Sortieren > Sortiermethode ändern > K-Mittel verwenden. Drücken Sie die Taste Valley-Seeking Sort > K-Means Sorting , um die sortierten Einheiten zu erhalten (Abbildung 4Aii, iii).
3. Klicken Sie auf Datei > Speichern unter, speichern Sie die sortierten Spitzendaten mit der Dateinamenerweiterung .nev, und wählen Sie Datei > Export Pro-Waveform Data aus, um die PCA-Ergebnisse mit der Dateinamenerweiterung .txt zu exportieren (Abbildung 4Aiv).
4. Klicken Sie in der Software für die neurophysiologische Datenanalyse auf Datei > Daten > Blackrock-Datei importieren , um die sortierte Spike-Datei zu öffnen (Abbildung 4Bi).
5. Klicken Sie auf Analyse > Autokorrelogramme, um das Autokorrelogram für die ausgewählte Einheit zu erhalten, und stellen Sie dann die Parameter wie folgt ein: den X-Minimalwert bei −0,05 s, den X-Maximalwert bei 0,05 s und den Bin-Wert bei 0,001 (Abbildung 4Bii, iii).
6. Laden Sie die sortierten Spike-Daten, klicken Sie auf Analyse > Interspike-Intervall-Histogramme, um das Inter-Spike-Intervall-Histogramm zu erhalten, und legen Sie dann die Parameter wie folgt fest: den Min.-Intervallwert bei 0 s, den Max.-Intervallwert bei 0,1 s und den Bin-Wert bei 0,001 (Abbildung 4Biv, v).
7. Klicken Sie auf Analyse > Kreuzkorrelogramme, um das Kreuzkorrelogramm zwischen zwei sortierten Einheitsereignissen zu erhalten, und stellen Sie dann die Referenzereignisse und Parameter wie folgt ein: den X-Minimalwert bei −0,1 s, den X-Maximalwert bei 0,1 s und den Bin-Wert bei 0,001 (Abbildung 4Bvi, vii).
8. Klicken Sie auf Ergebnisse > Numerische Ergebnisse, um die Ergebnisse des Autokorrelogramms, des Histogramms zwischen den Spitzenintervallen und des Kreuzkorrelogramms mit .xls Dateinamenerweiterungen zu speichern (Abbildung 4Bviii, ix). Analysieren Sie die Daten, und zeichnen Sie das Diagramm.

5. LFP-Analyse

1. Klicken Sie in der Software für die neurophysiologische Datenanalyse auf File Import Data > Blackrock File , um die kontinuierlichen Signaldaten zu öffnen, die bei 10 kHz abgetastet wurden (Abbildung 5Ai).
2. Klicken Sie auf Analysis > Spectrum for Continuous , um das Leistungsspektrum für den LFP des ausgewählten Kanals zu analysieren. Stellen Sie die Parameter wie folgt ein: die Anzahl der Frequenzwerte auf 8.192, den Wert für die Mehrfachverjüngung auf 3-5, die Normalisierung des Prozentsatzes der spektralen Gesamtleistungsdichte (PSD) und den Frequenzbereich von 1 Hz bis 100 Hz (Abbildung 5Aii, iii).
3. Klicken Sie auf Analysis > Coherence for Continuous , um die Kohärenz für zwei LFPs von der linken und rechten Seite des MCs zu analysieren. Stellen Sie den Referenzkanal und die Parameter wie folgt ein: Berechnen Sie die Anzahl der Frequenzwerte bei 8.192, den Mehrfachverjüngungswert bei 3-5 und den Frequenzbereich von 1 Hz bis 100 Hz (Abbildung 5Aiv, v).
4. Klicken Sie auf Analyse > Korr. mit Forts. Variablen , um die Korrelation zwischen zwei LFPs von der linken und rechten Seite des MC zu analysieren. Stellen Sie den Referenzkanal (LFP-Daten) und die Parameter wie folgt ein: den X-Minimalwert bei −0,1 s, den X-Maximalwert bei 0,1 s und den Bin-Wert bei 0,001 (Abbildung 5Avi, vii).
5. Klicken Sie auf Ergebnisse > Numerische Ergebnisse, um die Ergebnisse der PSD, Kohärenz und Korrelation mit einer .xls Dateinamenerweiterung zu speichern (Abbildung 5Aviii, ix).
6. Wählen Sie den Kanal aus, für den die repräsentativen Kurven für jedes Frequenzband extrahiert werden müssen, klicken Sie auf Bearbeiten > digitale Filterung kontinuierlicher Variablen, um jedes Frequenzband zu erhalten, und stellen Sie dann die Parameter wie folgt ein: die Filterfrequenzantwort als Bandpass, die Filterimplementierung bei unendlicher Impulsantwort (IIR) Butterworth und den Wert für die Filterreihenfolge bei 2. Legen Sie abschließend den interessierenden Frequenzbereich fest (Abbildung 5Bi-iv).
   HINWEIS: Die hier verwendeten Frequenzbereiche waren wie folgt: Delta (δ, 1-4 Hz), Theta (θ, 5-12 Hz), Beta (β, 13-30 Hz), niedrige Gamma (niedrige γ, 30-70 Hz) und hohe Gamma (hohe γ, 70-100 Hz) Oszillationen.
7. Analysieren Sie die Daten und zeichnen Sie das Diagramm.

6. Korrelationen zwischen dem Spike und LFP

1. Klicken Sie in der Software für die neurophysiologische Datenanalyse auf Datei > Daten importieren > Blackrock-Datei , um die kontinuierlichen Signaldaten und Spike-Daten zu öffnen.
2. Klicken Sie auf Analyse > Kohärenzanalyse, um die Kohärenz zwischen den Spikes und LFP aus dem ausgewählten Kanal zu analysieren. Stellen Sie die Referenzvariable (Spike-Timing) und die Parameter wie folgt ein: Berechnen Sie die Kohärenzwerte, die Anzahl der Frequenzwerte bei 512, den Mehrfachverjüngungswert bei 3-5 und den Frequenzbereich von 1 Hz bis 100 Hz (Abbildung 5Ci, ii).
3. Klicken Sie auf Ergebnisse > Numerische Ergebnisse , um das Ergebnis der Spike-Feldkohärenz mit einer .xls Dateinamenerweiterung zu speichern (Abbildung 5Ciii, iv).
4. Analysieren Sie die Daten und zeichnen Sie das Diagramm.

Ergebnisse

Ein Hochpassfilter (250 Hz) wurde angewendet, um die Multi-Unit-Spikes aus den Rohsignalen zu extrahieren (Abbildung 6A). Des Weiteren wurden die aufgezeichneten Einheiten aus dem MC einer normalen Maus, sortiert nach PCA, verifiziert (Abbildung 7A-D), und die Talbreite und Wellenformdauer der Einheiten im MC der Maus wurden aufgezeichnet. Die Ergebnisse zeigten, dass sowohl die Talbreite als auch die Wellenformdauer der mutmaß...

Diskussion

Die Mehrkanalaufzeichnung in frei beweglichen Mäusen wurde in neurowissenschaftlichen Studien als nützliche Technologie angesehen, aber für Anfänger ist es immer noch eine ziemliche Herausforderung, die Signale aufzuzeichnen und zu analysieren. In der vorliegenden Studie stellen wir vereinfachte Richtlinien für die Herstellung von Mikroantriebssystemen und die Durchführung von Elektrodenimplantationen sowie vereinfachte Verfahren zur Erfassung und Analyse der elektrischen Signale mittels Spike-Sortiersoftw...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
2.54 mm pin header	YOUXIN Electronic Co., Ltd.	1 x 5	Applying for the movable micro-drive which can slide on its stulls.
Adobe Illustrator CC 2017	Adobe	N/A	To optimize images from GraphPad.
BlackRock Microsystems	Blackrock Neurotech	Cerebus	This systems includes headsatge, DA convert, amplifier and computer.
Brass nut	Dongguan Gaosi Technology Co., Ltd.	M0.8 brass nut	The nut fixes the position of screw.
Brass screw	Dongguan Gaosi Technology Co., Ltd.	M0.8 x 11 mm brass screw	A screw that hold the movable micro-drive.
C57BL/6J	Guangdong Zhiyuan Biomedical Technology Co., LTD.	N/A	12 weeks of age.
Centrifuge tube	Biosharp	15 mL; BS-150-M	To store mice brain with sucrose sulutions.
Conducting paint	Structure Probe, Inc.	7440-22-4	To improve the lead-connecting quality between connector pins and Ni-wires.
Conductive copper foil tape	3M	1181	To reduce interferenc.
Connector	YOUXIN Electronic Co., Ltd.	2 x 10P	To connect the headtage to micro-drive system.
DC Power supply	Maisheng	MS-305D	A power device for  electrolytic lesion.
Dental cement	Shanghai New Century Dental Materials Co., Ltd.	N/A	To fix the electrode arrays on mouse's skull after finishing the implantation.
Digital analog converter	Blackrock	128-Channel	A device that converts digital data into analog signals.
Epoxy resin	Alteco	N/A	To cover pins.
Excel	Microsoft	N/A	To summarize data after analysis.
Eye scissors	JiangXi YuYuan Medical Equipment Co.,Ltd.	N/A	For surgery or cutting the Ni-chrome wire.
Fine forceps	JiangXi YuYuan Medical Equipment Co.,Ltd.	N/A	For surgery.
Forceps	JiangXi YuYuan Medical Equipment Co.,Ltd.	N/A	For surgery or assembling the mirco-drive system.
Freezing microtome	Leica	CM3050 S	Cut the mouse’s brain into slices
Fused silica capillary tubing	Zhengzhou INNOSEP Scientific Co., Ltd.	TSP050125	To  serve as the guide tubes for Ni-chrome wires.
Glass microelectrode	Sutter Instrument Company	BF100-50-10	To mark the desired locations for implantation using the filled ink.
GraphPad Prism 7	GraphPad Software	N/A	To analyze and visualize the results.
Guide-tube	Polymicro technologies	1068150020	To load Ni-chrome wires.
Headstage	Blackrock	N/A	A tool of transmitting signals.
Helium balloon	Yili Festive products Co., Ltd.	24 inch	To offset the weight of headstage and micro-drive system.
Ink	Sailor Pen Co.,LTD.	13-2001	To mark the desired locations for implantation.
Iodine tincture	Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd.	N/A	To disinfect mouse's scalp.
Lincomycin in Hydrochloride and Lidocaine  hydrochloride gel	Hubei kangzheng pharmaceutical co., ltd.	10g	A drug used to reduce inflammation.
Meloxicam	Vicki Biotechnology Co., Ltd.	71125-38-7	To reduce postoperative pain in mice.
Micromanipulators	Scientifica	Scientifica IVM Triple	For electrode arrays implantation.
Microscope	Nikon	ECLIPSE Ni-E	Capture the images of brain sections
nanoZ impedance tester	Plexon	nanoZ	To measure impedance or performing electrode impedance spectroscopy (EIS) for multichannel microelectrode arrays.
NeuroExplorer	Plexon	NeuroExplorer	A tool for analyzing the electrophysiological data.
NeuroExplorer	Plexon, USA	N/A	A software.
Ni-chrome wire	California Fine Wire Co.	M472490	35 μm Ni-chrome wire.
Offline Sorter	Plexon	Offline Sorter	A tool for sorting the recorded multi-units.
PCB board	Hangzhou Jiepei Information Technology Co., Ltd.	N/A	Computer designed board.
Pentobarbital	Sigma	P3761	To anesthetize mice.
Pentobarbital sodium	Sigma	57-33-0	To anesthetize the mouse.
Peristaltic pump	Longer	BT100-1F	A device used for perfusion
Polyformaldehyde	Sangon Biotech	A500684-0500	The main component of fixative solution for fixation of mouse brains
PtCl4	Tianjin Jinbolan Fine Chemical Co., Ltd.	13454-96-1	Preparation for gold plating liquid.
Saline	Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd.	N/A	To clean the mouse's skull.
Silver wire	Suzhou Xinye Electronics Co., Ltd.	2 mm diameter	Applying for ground and reference electrodes.
Skull drill	RWD Life Science	78001	To drill carefully two small holes on mouse's skull.
Stainless steel screws	YOUXIN Electronic Co., Ltd.	M0.8 x 2	To protect the micro-drive system and link the ground and reference electrodes.
Stereotaxic apparatus	RWD Life Science	68513	To perform the stereotaxic coordinates of bilateral motor cortex.
Sucrose	Damao	57-50-1	To dehydrate the mouse brains  after perfusion.
Super glue	Henkel AG & Co.	PSK5C	To fix the guide tube and Ni-chrome wire.
Temperature controller	Harvard Apparatus	TCAT-2	To maintain mouse's rectal temperature at 37°C
Tetracycline eye ointment	Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd.	N/A	To protect the mouse's eyes during surgery.
Thread	Rapala	N/A	To link ballon and headstage.
Vaseline	Unilever plc	N/A	To cover the gap between electrode arrays and mouse's skull.