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  • Resumen
  • Resumen
  • Introducción
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discusión
  • Divulgaciones
  • Agradecimientos
  • Materiales
  • Referencias
  • Reimpresiones y Permisos

Resumen

The protocol for fabrication and operation of field dewetting devices (Field-DW) is described, as well as the preliminary studies of the effects of electric fields on droplet contents.

Resumen

Digital microfluidics (DMF), a technique for manipulation of droplets, is a promising alternative for the development of “lab-on-a-chip” platforms. Often, droplet motion relies on the wetting of a surface, directly associated with the application of an electric field; surface interactions, however, make motion dependent on droplet contents, limiting the breadth of applications of the technique.

Some alternatives have been presented to minimize this dependence. However, they rely on the addition of extra chemical species to the droplet or its surroundings, which could potentially interact with droplet moieties. Addressing this challenge, our group recently developed Field-DW devices to allow the transport of cells and proteins in DMF, without extra additives.

Here, the protocol for device fabrication and operation is provided, including the electronic interface for motion control. We also continue the studies with the devices, showing that multicellular, relatively large, model organisms can also be transported, arguably unaffected by the electric fields required for device operation.

Introducción

La miniaturización de los dispositivos que funcionan con líquidos es de suma importancia para el desarrollo de plataformas de "lab-on-a-chip". En este sentido, las dos últimas décadas han sido testigos de un avance significativo en el campo de la microfluídica, con una variedad de aplicaciones. 5.1 En contraste con el transporte de fluidos en los canales cerrados (canal de microfluidos), DMF manipula gotitas en matrices de electrodos. Uno de los méritos más atractivas de esta técnica es la ausencia de partes móviles para el transporte de fluidos, y el movimiento se detiene al instante apagando señales eléctricas.

Sin embargo, el movimiento de gotitas depende de su contenido de gota, sin duda una característica indeseable para una plataforma universal "lab-on-a-chip". Las gotitas que contienen proteínas y otros analitos se adhieren a las superficies de dispositivos, convirtiéndose en inamovible. Sin duda, ésta ha sido la principal limitación para ampliar el alcance de las aplicaciones de DMF; 6-8alternativas para minimizar el ensuciamiento superficie no deseado implican la adición de especies químicas adicionales a la gota o sus alrededores, lo que podría afectar el contenido de las gotas.

Anteriormente, nuestro grupo desarrolló un dispositivo para permitir el transporte de células y proteínas en DMF, sin aditivos adicionales (aparatos de campo-DW). 9 Esto se logró mediante la combinación de una superficie basada en el hollín vela, 10 con una geometría del dispositivo que favorece la gotita de laminación y conduce a una fuerza hacia arriba en la gotita, disminuyendo aún más la interacción de gotitas en la superficie. En este enfoque, el movimiento gotita no está asociado con humectación de la superficie. 11

El objetivo del método detallado se describe a continuación es producir un dispositivo de DMF capaz de transportar gotitas que contienen proteínas, células y organismos enteros, sin aditivos adicionales. Los dispositivos de campo-DW allanan el camino para las plataformas de trabajo totalmente controladas en gran medida independiente de farmacia gotary.

Aquí, también presentes simulaciones que muestran que, a pesar de la alta tensión necesaria para el funcionamiento del dispositivo, la caída de voltaje a través de la gotita es una pequeña fracción de la tensión aplicada, lo que indica efectos insignificantes en bioanalytes dentro de la gotita. De hecho, las pruebas preliminares con Caenorhabditis elegans (C. elegans), un nematodo utilizado para una variedad de estudios de la biología, muestran que los gusanos nadan sin perturbaciones como se aplican voltajes.

Protocolo

NOTA: En los procedimientos que se describen a continuación, las pautas de seguridad de laboratorio siempre se deben seguir. De particular importancia es la seguridad cuando se trata de alto voltaje (> 500 V) y manipulación de productos químicos.

1. Recubrimiento de un sustrato conductor con la vela hollín

  1. Cortar en rectángulos de metal de cobre (75 x 43 mm, 0,5 mm de espesor). Limpie cada sustrato de cobre por inmersión en solución de ataque de cobre durante unos 30 segundos, lavar con agua del grifo durante unos 20 segundos, y secar con papel.
    NOTA: Si se utiliza el método 1 a continuación, cambie las dimensiones de 75 x 25 mm para encajar en la máquina.
  2. Barrer una vela de parafina iluminada bajo el substrato de cobre durante 30-45 segundos, para obtener un recubrimiento de hollín aproximadamente uniforme (alrededor de 40 m de espesor). Mantenga el sustrato a ~ 1 cm dentro de la llama. No toque la superficie de hollín frágil.

2. La protección de la capa de hollín con Recubrimiento

NOTA: La capa de hollín es muy frágil, Y debe ser cubierto para la protección. Dos alternativas simples (métodos 1 y 2 a continuación) se sugieren aquí, pero los protocolos más robustos están actualmente en desarrollo.

  1. Método 1
    1. Cargar la muestra en el evaporador de metal o sistema de pulverización catódica. Siguiendo los procedimientos de operación del sistema, evacuar la cámara y comenzar la deposición controlada de oro sobre la capa de hollín (150-200 nm). Deje que el dispositivo se enfríe a temperatura ambiente.
    2. Dip-revestir el sustrato metalizado en una solución de 1-dodecanotiol (1% v / v, en etanol al 95%, grado ACS / USP), durante 10 minutos dentro de una campana química. Entonces, sostiene el dispositivo en un ángulo cercano a 60 °, lavar suavemente la superficie con varias gotas de etanol sólo. Deje que los dispositivos seca, durante la noche.
  2. Método 2
    1. En una campana química, inmediatamente después de revestir el sustrato con hollín y mientras el sustrato está todavía caliente de la llama de la vela, depositar algunas gotas de líquido fluorado en un lado de lasustrato, e inclinar el sustrato a un ángulo próximo a 90 °. Deposite más gotas, y dejar que ellos ruedan sobre la superficie entera de hollín.
      NOTA: Cuando la gota cae en un punto, el hollín se lavará lejos de esa zona. Dejar que las gotitas de líquido fluorado propagación tanto como sea posible.
    2. Hornear el sustrato sobre una placa caliente (160 ° C durante 15 min) dentro de una campana química.
    3. Deje que el sustrato reposar toda la noche a temperatura ambiente antes de su uso. Almacenar indefinidamente.

3. Fabricación de electrodos superiores (Adaptado de Abdelgawad et al. 12)

  1. Dibuje los electrodos utilizando software de diseño gráfico. Cada electrodo es de 2 mm de largo, 0,3 mm de ancho, y la brecha entre los electrodos es de 0,3 mm. La brecha entre los contactos (para encajar en el conector, ver más abajo) es de 2,3 mm (Figura 1).
  2. Recorte un laminado flexible de cobre (35 micras de espesor) en el formato Monarch (3,87 x 7,5 pulgadas). Utilice otros tamaños if compatible con la impresora. Cargue el laminado en la bandeja de alimentación manual de una impresora a color.
  3. Asegúrese de utilizar "negro rico", o "registro negro", cuando se imprime en la hoja de cobre (ver Abdelgawad et al. 12 para más detalles) para permitir que una capa más densa de tinta negro sobre el sustrato de cobre, protegiendo el patrón impreso durante el grabado . Deje secar completamente el sustrato impreso, durante la noche.
  4. Dentro de una campana química, caliente (40 ° C) un vaso de precipitados con 50 ml de reactivo de ataque de cobre. Sumerja el laminado impreso en el vaso de precipitados, y agítelo suavemente en la solución durante unos 10 minutos. Tiempo de grabado depende de la solución de grabado de cobre. Cada pocos minutos, comprobar la corrosión y ver si el patrón está intacto.
  5. Lave cuidadosamente la lámina con agua, y eliminar el recubrimiento con acetona y etanol en la campana química. Lavar una vez más, y seque con cuidado el laminado con una toalla de papel.
  6. Conecte con cuidado el laminado con electrodos a un gladiapositiva ss (75 x 25 mm, ~ 1 mm de espesor), utilizando cinta de doble cara. Evite las bolsas de aire.
  7. Adjunte una película de perfluoroalcoxi PFA a los electrodos utilizando cinta. Esto sirve para evitar el contacto accidental de los electrodos con la gota, que daña electrodos superiores debido a cortocircuito.

4. La interfaz electrónica (circuito de la Figura 2)

  1. Soldar los relés y los condensadores C a una placa de circuito universal.
  2. Montar el resto de los controladores de relé 10 en un circuito sin soldadura para circuitos electrónicos.
  3. Cable de entrada de cada conductor del relé a un canal en el tablero de control.
  4. Romper con cuidado los electrodos superiores en un conector (Figura 3). Cada cable de salida del controlador de relés a un electrodo superior, como se muestra en la figura. Tenga en cuenta que hay un contacto del conector a tierra entre un par de cables de relés, para minimizar el ruido eléctrico.
    NOTA: El conector se asienta sobre una plataforma ajustable para controlar la tque la distancia (0,1-0,5 mm) entre el sustrato (hollín-revestido) superior e inferior.
  5. Utilice un programa para controlar el tiempo para la aplicación de alta tensión (HV) (alrededor de 0,8 seg) para 4 electrodos al mismo tiempo, desplazando 1 electrodo en la dirección del movimiento (es decir, para 0,8 seg, 1234 accionar, a continuación, 2345, 3456, etc ., 0,8 seg para cada grupo, y luego hacia atrás, se mueve de modo de gotitas en la dirección opuesta también).

5. Visualización de la gotita y Manipulación

  1. Para grabar el movimiento de las gotas, utilizar el sistema de visualización, que se compone de un 24X - conjunto de magnificación 96X combinado con una cámara CCD. Conecte la grabadora de vídeo a la cámara mediante S-vídeo.
  2. Pipetear una gota de 4 l que contiene C. elegans en los medios de comunicación en la parte inferior del sustrato recubierto de hollín.
  3. Traiga los electrodos superiores a ~ 0,3 mm por encima de la gota. La gota debe estar cerca de la mitad, justo por debajo del quinto electrodo, para facilitar la operación.
  4. Encienda la interfaz electrónica y alta tensión (500 V RMS), y ajustar la distancia de la parte superior del electrodo a la gota hasta que comienza a moverse. No deje que los electrodos superiores tocan la gota.
  5. Recopilar datos mediante el registro del número de transferencias exitosas de gotitas en el dispositivo en respuesta a impulsos eléctricos. Un experimento exitoso se caracteriza por al menos 700 transferencias de gotitas, es decir, una transferencia después de cada pulso eléctrico.
  6. Recopilar datos continuamente, hasta que la gota no se mueve más en respuesta a 5 a 10 pulsos.
    NOTA: Cuando la superficie comienza a degradarse, el movimiento podría ser restaurado por traer los mejores electrodos cerca de la gota.

Resultados

Anteriormente, hemos utilizado dispositivos Field-DW para permitir el movimiento de las proteínas en DMF. En particular, las gotitas con albúmina de suero bovino (BSA) se pueden mover a una concentración 2.000 veces mayor que lo reportado previamente por otros autores (sin aditivos). Esto era debido a la reducción de la interacción entre las gotitas y superficie; La figura 4 muestra una gotita que contiene marcado con fluorescencia-BSA (ver Freire et al 9 para más información ...

Discusión

El paso más importante del protocolo es la protección de la capa de hollín, directamente relacionado con el éxito en gotas en movimiento. Metalizar la capa de hollín (método 1 anterior) permite cerca de 100% de éxito de fabricación. Sin embargo, el tiempo máximo de funcionamiento es de aproximadamente 10 min; posiblemente, las fracciones de gotitas están mojando el hollín a través de agujeros en la capa de metal. El recubrimiento de la capa de hollín con el líquido fluorado es la alternativa más fácil y ...

Divulgaciones

The authors declare that they have no competing financial interests.

Agradecimientos

Damos las gracias a la Fundación Lindbäck de apoyo financiero, y el Dr. Alexander Sidorenko y Elza Chu para un debate fructífero y asistencia técnica, y el profesor Robert Smith para obtener ayuda con la C. ensayos elegans.

Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
Paraffin candleAny paraffin candle
Sputtering systemDenton Vacuum, Moorestown, NJSputter coater Desk V HP equipped with an Au target. 
1-dodecanethiolSigma-Aldrich471364
TeflonDupontAF-1600
Fluorinert FC-40Sigma-AldrichF9755Fluorinated liquid: Prepare Teflon-AF resin in Fluorinert FC-40, 1:100 (w/w), to create the hydrophobic coating.
Graphic design software -Adobe IllustratorAdobe SystemsOther softwares might be used as well.
Copper laminateDupontLF9110
Laser PrinterXeroxPhaser 6360 or similarCheck for the compatibility with "rich black" or "registration black" (see text).
Copper EtchantTranseneCE-100
Perfluoroalkoxy (PFA) filmMcMaster-Carr84955K22
BreadboardAllied Electronics70012450 or similarLarge enough to allow the assemble of 10 drivers.
Universal circuit boardAllied Electronics70219535 or similar
ConnectorAllied Electronics5145154-8 or similar
Control board and control program (LabView software)National InstrumentsNI-6229 or similar
High-voltage amplifierTrekPZD700
Capacitors C and C1, 100 nF, 60 VAllied 8817183
Transistor T, NPNAllied 9350289
Diode D, 1N4007Allied 2660007
Relay Allied 8862527
Visualization systemEdmund OpticsVZM 200i or similarSystem magnification 24X – 96X. It is combined with a Hitachi KP-D20B 1/2 in CCD Color Camera.
RecorderSonyGV-D1000 NTSC or similarIt is connected to the camera by an S-video cable.
SimulationsCOMSOL MultiphysicsV. 4.4

Referencias

  1. Fair, R. B. Digital microfluidics: is a true lab-on-a-chip possible. Microfluid Nanofluid. 3 (3), 245-281 (2007).
  2. Gupta, S., Alargova, R. G., Kilpatrick, P. K., Velev, O. D. On-Chip Dielectrophoretic Coassembly of Live Cells and Particles into Responsive Biomaterials. Langmuir. 26 (5), 3441-3452 (2009).
  3. Shih, S. C., et al. Dried blood spot analysis by digital microfluidics coupled to nanoelectrospray ionization mass spectrometry. Anal Chem. 84 (8), 3731-3738 (2012).
  4. Gorbatsova, J., Borissova, M., Kaljurand, M. Electrowetting-on-dielectric actuation of droplets with capillary electrophoretic zones for off-line mass spectrometric analysis. J Chromatogr. 1234, 9-15 (2012).
  5. Qin, J., Wheeler, A. R. Maze exploration and learning in C. elegans. Lab Chip. 7 (2), 186-192 (2007).
  6. Koc, Y., de Mello, A. J., McHale, G., Newton, M. I., Roach, P., Shirtcliffe, N. J. Nano-scale superhydrophobicity: suppression of protein adsorption and promotion of flow-induced detachment. Lab Chip. 8 (4), 582-586 (2008).
  7. Perry, G., Thomy, V., Das, M. R., Coffinier, Y., Boukherroub, R. Inhibiting protein biofouling using graphene oxide in droplet-based microfluidic microsystems. Lab Chip. 12 (9), 1601-1604 (2012).
  8. Kumari, N., Garimella, S. V. Electrowetting-Induced Dewetting Transitions on Superhydrophobic Surfaces. Langmuir. 27 (17), 10342-10346 (2011).
  9. Freire, S. L. S., Tanner, B. Additive-Free Digital Microfluidics. Langmuir. 29 (28), 9024-9030 (2013).
  10. Deng, X., Mammen, L., Butt, H. -. J., Vollmer, D. Candle Soot as a Template for a Transparent Robust Superamphiphobic Coating. Science. 335, 67-70 (2011).
  11. Kang, K. H. How Electrostatic Fields Change Contact Angle in Electrowetting. Langmuir. 18 (26), 10318-10322 (2002).
  12. Abdelgawad, M., Watson, M. W. L., Young, E. W. K., Mudrik, J. M., Ungrin, M. D., Wheeler, A. R. Soft lithography: masters on demand. Lab Chip. 8 (8), 1379-1385 (2008).
  13. Barbulovic-Nad, I., Yang, H., Park, P. S., Wheeler, A. R. Digital microfluidics for cell-based assays. Lab Chip. 8 (4), 519-526 (2008).
  14. Brenner, S. The genetics of Caenorhabditis elegans. Genetics. 77 (1), 71-94 (1974).

Reimpresiones y Permisos

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