El análisis fenotípico y funcional de las células reguladoras T activadas Aislado de la coriomeningitis linfocítica crónica por el virus ratones infectados

Resumen

Here, we describe a protocol to analyze the phenotype of regulatory T (T_reg) cells isolated from naïve and chronic lymphocytic choriomeningitis virus-infected mice. In addition, we provide a process to evaluate the suppressive activity of the T_reg cells.

Resumen

Células reguladoras T (T _reg), que expresan Foxp3 como un factor de transcripción, son subconjuntos de células T CD4 ^+. Células T _reg desempeñan papeles cruciales en la tolerancia inmune y el mantenimiento de la homeostasis mediante la regulación de la respuesta inmune. La función principal de las células T _reg es la de suprimir la proliferación de células T efectoras T _(FEP) y la producción de citoquinas tales como IFN-γ, TNF-α e IL-2. Se ha demostrado que la capacidad de las células T _reg 'para inhibir la función de las células T _eff es mayor durante la infección por patógenos persistente y el desarrollo del cáncer. Para aclarar la función de las células T _reg en condiciones de reposo o inflamadas, una variedad de ensayos de supresión in vitro utilizando células de ratón o de _reg T humanas se han ideado. El objetivo principal de este estudio es desarrollar un método para comparar las diferencias en el fenotipo y la función supresora de descanso entre y _reg T activadasCélulas. Para aislar _reg células T activadas, los ratones fueron infectados con el virus de la coriomeningitis linfocítica (LCMV) clon 13 (CL13), una cepa crónica de LCMV. Células T _reg aisladas del bazo de ratones infectados por LCMV CL13 exhiben tanto el fenotipo activado y actividad supresora mejorada en comparación con las células en reposo T _reg aisladas de ratones no tratados previamente. A continuación, se describe el protocolo básico para el análisis ex vivo fenotipo de distinguir _reg células T activadas de descansar células T _reg. Además, se describe un protocolo para la medición de la actividad supresora de las células T _reg totalmente activadas.

Introducción

Células T reguladoras _(Treg) expresan caja forkhead P3 (Foxp3) como un factor de transcripción para su desarrollo y función ^1. Además, las células T _reg expresan varias otras moléculas tales como CD25 ^2, el gen de activación de linfocitos 3 (LAG-3) ^3, inducida por glucocorticoides factor de necrosis tumoral receptor ^4, y linfocitos T citotóxicos asociada a la proteína 4 (CTLA-4) ⁵ en su superficie o región intracelular. Durante la infección crónica con diversos tipos de agentes patógenos tales como virus, bacterias ^{6,7 8,9,} y parásitos ^10-12, o en el curso del desarrollo del cáncer de ^13,14, las células T _reg se diferencian en células activadas, se presentan función de supresión mejorada células de orientación efectora CD4 ⁺ y T CD8 ^+. Varios trabajos han sugerido que las células T _reg expandidas y activadas contribuyen a los respons a alteraciones celulares T CD8 ⁺e durante amigo retrovirus (FV), la infección ^15-17. Células T _reg inducidas-FV inhiben IFN-γ o expresión de granzima B y reactividad citotóxica de las células T CD8 ^{+ 15-17.} Por otra parte, en un modelo de infección por el virus herpes simplex, se informó de que el agotamiento de células T CD4 ⁺ _reg ⁺ CD25 resultó en la expansión de células T CD8 ⁺ específicos del virus y daños graves en los tejidos por la infiltración de células T CD4 ⁺ inmunopatogénicos ^18-20.

Los ratones infectados crónicamente con la cepa clon 13 del virus de la coriomeningitis linfocítica (LCMV CL13) ^{21 a 24} han sido ampliamente utilizados para caracterizar el fenotipo y la función de las células T efectoras (T _eff) y células T _reg durante la infección crónica por virus. Durante la infección por LCMV persistente, las células T _eff específico del virus pierden progresivamente su función efectora y se convierten en células T agotados (T) _exh. Por otra parte, T_reg células refuerzan su capacidad para suprimir la respuesta de células T específica para el virus ^25. La disminución de la capacidad de funcionamiento de las células T _eff puede explicarse por varios factores tales como la regulación positiva de los receptores inhibidores sobre las células T _eff, función alterada de las células presentadoras de antígeno, la producción de citocinas inmunorreguladoras, y aumento de la frecuencia o el incremento de la función de T _reg ²⁶ células. Entre los factores implicados en la supresión de células T, la muerte celular programada proteína-1 (PD-1) que expresan las células _EXH T y las células T _reg han sido ampliamente considerado como las características de persistencia de antígeno y el medio ambiente de supresión. Recientemente, se informó de que el bloqueo de la vía de PD-1 y la ablación de células T _reg conducen a la función de células T mejorado y la disminución de la carga viral durante la infección crónica por LCMV ^27. Además, las células T _reg se activan durante la infección crónica de ratones con LCMV ^23,25 y su función supresora se fortalece ^25. PD-1 es altamente expresado en las células T _reg así como las células T _EXH, y el nivel de PD-1 expresada por _las células T _reg se correlaciona con la fuerza de su función supresora para inhibir la proliferación de células T ^25.

A continuación, se describe un método para comparar las características de las células T _reg activados aislados de ratones infectados con LCMV CL13 y _reg células T en reposo aislados de ratones no tratados previamente. Por otra parte, explicamos una serie de procesos para separar las _reg células T activadas y examinar su fenotipo ex vivo, así como medir su actividad supresora in vitro.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocolo

En este estudio, los ratones se mantuvieron en una instalación específica libre de patógenos del Centro de Investigación de Animales de Laboratorio de la Universidad de Yonsei de Yonsei. Todos los experimentos con animales se realizaron de acuerdo con las directrices de Corea Administración de Alimentos y Drogas utilizando los protocolos aprobados por el Comité Internacional de Cuidado y Uso de Animales del Centro de Investigación de Animales de Laboratorio de Yonsei en la Universidad de Yonsei.

1. Preparación de soluciones

1. Preparar 2% de medio RPMI diluyendo suero bovino fetal (FBS) al 2% y penicilina-estreptomicina al 1% en RPMI
2. Preparar medio RPMI completo. Para RPMI noticias agregar 10% de FBS, 1% de penicilina-estreptomicina, 1% de L-glutamina, y 50 mM 2-mercaptoetanol.
3. Prepare el buffer de fluorescencia de clasificación de células activadas (FACS). Para ello la solución salina es así, buffer fosfato suplemento (PBS) con 2% de FBS.
4. Preparar tampón de aislamiento de células T. Para ello, complementar PBS con 2% de SFB y 2 mM ethylenediaminetetraaácido ascético.

2. Aislamiento de linfocitos del bazo

1. Retire los bazos de los ratones no tratados previamente o infectados por el CL13 LCMV como se ha descrito previamente ¹⁹ y colocarlos en 60 mm x 15 mm placas de Petri que contenían 10 ml de 2% medio RPMI.
   NOTA: En estos experimentos de estudio, de 5 a 6 semanas de edad C57B1L / 6J hembra recibió 2 x 10 ⁶ unidades formadoras de placa (pfu) de LCMV CL13 a través de una inyección intravenosa a través de la vena de la cola. Sacrificar los ratones en el día 16 después de la infección (16 d pi) ^25. ratones ingenuos analizar emparejados-ge estaban en el mismo día.
2. Colocar un filtro de células en un tubo de 50 ml y enjuague con 2 ml de 2% de medio RPMI. Coloque el bazo en el filtro de células 70 micras y se muelen usando el émbolo de una jeringa. Enjuague el filtro de células con 2 ml de 2% medio RPMI y sacarlo de tubo de 50 ml.
3. Llenar el tubo con un 2% de medio RPMI y se centrifuga a 300 g durante 5 min a 4 ° C. Eliminar el sobrenadante y resuspender elsedimento celular en 1 ml de tampón de lisis ACK. Se incuban las muestras a temperatura ambiente (RT) durante 5 min.
   Nota: El volumen de tampón de lisis ACK indicado arriba es para un bazo. Ampliar el volumen en consecuencia para las muestras de bazo agrupadas.
4. Llenar el tubo con un 2% de medio RPMI y se centrifuga a 300 xg durante 10 min a 4 ° C. Eliminar el sobrenadante y volver a suspender las células a una densidad de 1 x 10 ⁷ células / ml en medio RPMI completo.
   NOTA: Para el recuento de células vivas, células de tinción con azul de tripano y cuenta sólo las células vivas que no están teñidas utilizando hemocitómetro.

3. Fenotipificación de esplénica convencional T (T _conv) Las células y las células T _reg

NOTA: Antes de aislamiento de células T _reg, examinar el fenotipo de linfocitos esplénicos aislados de los ratones no tratados previamente o infectados por tinción de las células con varios anticuerpos y análisis de los mismos por citometría de flujo.

1. Transferencia de 50 l de las células(5 x 10 ⁵ células) entre los linfocitos esplénicos totales en cada pocillo de una nueva placa de 96 pocillos de fondo en U y añadir 150 l de tampón FACS por pocillo. Centrifugar a 300 xg durante 2 minutos a 4 ° C.
2. Descartar el sobrenadante. Agitar el sedimento de células y añadir 200 l de tampón de FACS por pocillo. Centrifugar a 300 xg durante 2 minutos a 4 ° C (2 veces).
3. Preparar el cóctel de anticuerpos para marcadores de superficie celular de tinción en 50 l de tampón FACS por pocillo con los siguientes anticuerpos y reactivos. colorante Anti-CD4 violeta, colorante verde Anti-CD25, anti-PD-1 de colorante violeta, Anti-CD8-PerCP Cy5.5 reactivo de detección de tinte y la viabilidad celular en el infrarrojo cercano (IR) colorante reactivo fluorescente.
   NOTA: A fin de analizar el fenotipo de las células T _reg activados, anti-CD103 ^23,25 se puede añadir para la tinción de la superficie celular marcador.
4. Resuspender el sedimento celular con 50 l de cóctel de anticuerpo por pocillo. Incubar durante 20 minutos en la oscuridad a 4 ° C. Se lavan las células dos veces contampón FACS mediante centrifugación a 300 xg durante 2 minutos a 4 ° C.
5. Después de la etapa de lavado final, se decanta el sobrenadante y fijar las células durante 20 min en la oscuridad a 4 ° C con 100 l de tampón de fijación preparados de acuerdo con el protocolo del fabricante.
6. Lavar las células dos veces con el tampón de lavado de permeabilización (preparado de acuerdo con el protocolo del fabricante) por centrifugación a 300 xg durante 2 minutos a 4 ° C.
7. Preparar la solución de anticuerpos para la tinción intracelular Foxp3, y volver a suspender el sedimento celular con 50 l de solución de anticuerpo Anti-Foxp3.
   NOTA: Para analizar más a fondo los fenotipos de _conv T y las células T _reg, anti-CTLA se puede agregar en este paso.
8. Incubar durante 20 minutos en la oscuridad a 4 ° C y repetir el paso 3.6. Después de la etapa de lavado final, resuspender el sedimento celular en 200 l de tampón de FACS y examinar el fenotipo de las células por citometría de flujo ^25.
9. Puerta de la población de células vivasción. Para el análisis de los fenotipos de las células T durante la infección _conv LCMV CL13, examinar la frecuencia de Foxp3 ^- PD-1 ⁺ células entre las células CD4 ⁺ o T CD8 ^+.
   NOTA: En base a los resultados experimentales, el porcentaje de Foxp3 ^- PD-1 ⁺ es más del 50% en las poblaciones de células CD4 ⁺ y CD8 ⁺ a los 16 d pi con LCMV CL13.
   1. Para analizar la frecuencia y fenotipos de las células T _reg, examinar las frecuencias de Foxp3 ⁺ o Foxp3 ⁺ PD-1 ⁺ células entre las células T CD4 ^+.
      NOTA: En base a los resultados experimentales, el porcentaje de Foxp3 ⁺ o células Foxp3 ⁺ PD-1 ⁺ es más de 20% en la población de células T CD4 ^+, respectivamente.

4. Aislamiento de células _Treg CD4 ⁺ CD25 ⁺ T

NOTA: Los volúmenes de todos los reactivos indicados a continuación es para unaa partir del número de células de 1 x 10 ⁷ esplenocitos totales.

1. Preparar las células como se describe en la sección 2, utilizando ratones infectados crónicamente ingenuos y LCMV. Se lavan las células por adición de 10 ml de tampón de aislamiento de células T. Centrifugar a 300 xg durante 10 min a 4 ° C. Eliminar el sobrenadante por completo y volver a suspender el sedimento celular en 40 l de tampón.
2. Para el enriquecimiento de células T CD4 ⁺ utilizando el sistema de separación celular magnética, añadir 10 l de cóctel de biotina-anticuerpo y mezclar bien. Incubar durante 10 minutos a 4 ° C.
3. Añadir 30 l de tampón, 20 l de anti-biotina micro-perlas para el etiquetado de las células no CD4 ⁺ T y 10 l de anticuerpo CD25-PE para el etiquetado fluorescente de células CD25 ^+. Mezclar bien e incubar durante 15 minutos en la oscuridad.
4. Añadir 2 ml de tampón y pasar las células a través de un filtro de 40 micras de células en un nuevo tubo de 50 ml para eliminar los restos celulares. Se lavan las células por centrifugación a 300 xg durante 10 min a 4 ° C.Eliminar el sobrenadante por completo y volver a suspender el sedimento celular en 500 l de tampón a una densidad de hasta 1,25 x 10 ⁸ células.
5. Aplicar las células en la columna y recoger las células no marcadas que pasan a través de la columna. Lavar la columna mediante la adición de 2 ml de tampón y se centrifuga a 300 xg durante 10 min a 4 ° C. Eliminar el sobrenadante por completo y volver a suspender las células T CD4 ⁺ aisladas en 90 l de tampón.
6. Para el marcaje magnético de células CD25 ^+, añadir 10 l de microperlas anti-PE, mezclar bien e incubar durante 15 minutos en la oscuridad a 4 ° C.
7. Añadir 2 ml de tampón y se lavan las células por centrifugación a 300 xg durante 10 min a 4 ° C. Eliminar el sobrenadante por completo y volver a suspender el sedimento celular en 500 l de tampón a una densidad de células de hasta 1 x 10 ^8.
8. Para enriquecer los _reg células T CD4 ⁺ CD25 ^+, aplique las células en la columna de selección positiva, y se lava la column mediante la adición de 2 ml de tampón. Repita el lavado tres veces.
9. Cuando la columna está vacía después de la última etapa de lavado, añadir 1 ml de tampón en la columna, y expulsar el marcado magnéticamente CD4 ⁺ CD25 ⁺ células utilizando el émbolo.
10. Repita los pasos 4.8 a 4.9 para mejorar la pureza de los aislados _reg células CD4 ⁺ CD25 ⁺ T. Se lavan las células con tampón FACS mediante centrifugación a 300 xg durante 10 min a 4 ° C. Eliminar el sobrenadante y resuspender las células aisladas _reg CD4 ⁺ CD25 ⁺ T en una concentración de 2 x 10 ⁶ células / ml en medio RPMI completo.
11. Para comprobar la pureza de las células T _reg ⁺ aisladas-CD4 ⁺ CD25, utilizar 2 x 10 ⁵ células de los totales _reg células aisladas-CD4 ⁺ CD25 ⁺ T. Teñir las células con 50 l de tampón FACS que contiene anti-CD4 FITC y la viabilidad celular reactivo de detección de cerca-IR colorante reactivo fluorescente.
    NOTA: CD25 ya se marcó con PE durante el aislamiento.
12. Incubar durante 20 minutos en la oscuridad a 4 ° C. Se lavan las células con tampón FACS mediante centrifugación a 300 xg durante 2 minutos a 4 ° C. Después del lavado, resuspender el sedimento celular en 100 l de tampón de FACS y comprobar la pureza por citometría de flujo.
13. Puerta de la población de células vivas. Para analizar la pureza de las células T _reg, confirmar el porcentaje de células CD4 ⁺ CD25 ^+.
    NOTA: En base a los resultados experimentales, el porcentaje de células CD4 ⁺ CD25 ⁺ entre las células purificadas es por encima de aproximadamente 80%.

5. Aislamiento de células T CD8 ⁺ y etiquetado de las células T CD8 ⁺

NOTA: Los volúmenes de todos los reactivos se indican a continuación son para un número de células a partir de 1 x 10 ⁷ esplenocitos totales.

1. Preparar las células como se describe en la sección 2 utilizando ratones no tratados previamente. Se lavan las células mediante la adición de 10 ml de piel de ante de aislamiento de células Ter. Centrifugar a 300 xg durante 10 min a 4 ° C. Eliminar el sobrenadante por completo, y volver a suspender el sedimento celular en 40 l de tampón.
2. Para el aislamiento de células T CD8 ⁺ usando el sistema de separación celular magnética, añadir 10 l de cóctel de biotina-anticuerpo para el etiquetado ⁺ T cell no CD8 y mezclar bien. Incubar durante 5 min a 4 ° C.
3. Añadir 30 l de tampón y 20 l de microperlas anti-biotina. Mezclar bien e incubar durante 10 minutos a 4 ° C.
4. Aplicar las células en la columna y recoger las células no marcadas que pasan a través de la columna. Lavar la columna mediante la adición de 2 ml de tampón tres veces.
5. Centrifugar a 300 xg durante 10 min a 4 ° C. Eliminar el sobrenadante por completo y volver a suspender las células T CD8 ⁺ aisladas en 2 ml de tampón.
6. Para comprobar la pureza de las células aisladas, preparar 50 l de solución de anticuerpo en tampón FACS. Volver a suspender las 2 x 10 ⁵ células aisladas entre T CD8 ⁺ cells en 50 l de solución de anticuerpo.
   NOTA: Para preparar la solución de anticuerpo, añadir anti-CD8 FITC, y el reactivo de detección de la viabilidad celular (fluorescente cerca-IR colorante reactivo) en tampón de FACS.
7. Incubar durante 20 minutos en la oscuridad a 4 ° C. Se lavan las células con tampón FACS mediante centrifugación a 300 xg durante 2 minutos a 4 ° C. Después del lavado, resuspender el sedimento celular en 100 l de tampón FACS, y comprobar la pureza de las células mediante citometría de flujo.
8. Puerta de la población de células vivas. Para comprobar la pureza de las células T CD8 ^+, confirmar el porcentaje de células T CD8 ^+.
   NOTA: En base a los resultados experimentales, el porcentaje de células CD8 ⁺ entre las células purificadas es por encima de aproximadamente 90%.
9. Añadir PBS a las células T CD8 ⁺ aisladas. Centrifugar a 300 xg durante 10 min a 4 ° C. Descartar el sobrenadante. Resuspender las células T CD8 ⁺ aisladas a una concentración de 1 x 10 ⁷ células / ml en PBS.
10. Para etiquetar la ce T CD8 ⁺LLS para el ensayo de supresión in vitro, diluir la proliferación de células de colorante de seguimiento violeta en PBS para obtener una concentración de 5 mM a temperatura ambiente.
    NOTA: Los excitación y de emisión aproximados picos de la proliferación celular colorante guía violeta utilizado en el estudio son 405 y 450 nm, respectivamente.
11. Mezclar volúmenes iguales de bien la proliferación de células de colorante de seguimiento violeta (5 M) y la suspensión de células (1 x 10 ⁷ células / ml de células T CD8 ⁺⁾ en un tubo de 15 ml, y se incuba a 20 min a 37 ° C. Vortex el tubo cada 10 min.
12. Llenar el tubo con medio RPMI completo frío, y dejar el tubo durante 10 min a RT. Centrifugar a 300 xg durante 10 min a TA. Eliminar el sobrenadante por completo, y volver a suspender las células a una concentración de 2 x 10 ⁶ células / ml con medio RPMI precalentado completas. Se incuban las células durante 15 min a TA.

6. Configuración del ensayo de supresión in vitro utilizando células CD4 ⁺ CD25 ⁺ T _{Reg y células T CD8 ⁺}

1. Para preparar anti-CD3 / CD28 perlas recubiertas de, transferir el volumen apropiado de perlas magnéticas a una 15 ml de tubo (2,5 l / 1 x 10 ⁵ células). Añadir un volumen igual de PBS y mezclar. Lavar por centrifugación a 300 xg durante 2 min a 4 ° C y descartar el sobrenadante. Diluir las perlas magnéticas en medio completo (50 l / pocillo).
2. Alícuota de 50 l de _reg células ⁺ T CD4 ⁺ CD25 por pocillo de placa de 96 pocillos de fondo en U (1 x 10 ⁵ células / pocillo). Añadir 50 l de células T CD8 ⁺ como de respuesta T (T _resp) células por pocillo (1 x 10 ⁵ células / pocillo). Añadir 50 l de perlas de anti-CD3 / CD28 recubierto diluido en por pocillo.
   NOTA: En este paso, la etiqueta y configurar los pocillos de control de la siguiente manera: "Sólo no estimulada de células T CD8 ^+" sin perlas anti-CD3 / CD28-revestido; "Sólo las células T CD8 ^+" con anti-CD3 / CD28 perlas recubiertas con; Sólo "células T CD8 ⁺"Con perlas de CD28 con recubrimiento anti-CD3 /;". Células T _reg única "con-anti CD3 perlas / CD28 revestido con células T _reg pueden diluirse por medio completo y co-cultivadas con células T _resp en una proporción diferente de T _resp células: las células T _reg (1: 0,25-1: 1).
3. Añadir 50 l o volumen apropiado de medios de comunicación en todos los pocillos hasta un volumen total de 200 l. Cubrir la placa con papel de aluminio y se incuba en un incubador _{de CO2} a 37 ° C durante 72 horas.

7. Análisis de las células CD8 ⁺ T de proliferación celular y la producción de citoquinas de las células T CD8 ⁺

1. Para el análisis de la producción de citoquinas, después de 3 días de cultivo, separar el sobrenadante de cada pocillo a otra placa y realizar ensayo de inmunoabsorción ligado a enzimas (ELISA).
   NOTA: El sobrenadante puede alícuotas y se almacenó a -70 ° C. En este experimento, se utilizó la placa recubierta con anticuerpo anti-ratón de IFN-γ para detectar IFN-γ acuerdo produccióning el protocolo del fabricante s. Para determinar la producción de IFN-γ de la proliferación de células T CD8 ⁺ en un solo nivel celular, tinción intracelular de citoquinas se puede realizar.
2. Después de separar el sobrenadante de cada pocillo, se lava la placa que contiene las células con tampón FACS y se centrifuga a 300 xg durante 2 minutos a 4 ° C (3 veces).
3. Después del lavado, descartar el sobrenadante. Resuspender el sedimento celular con 50 l de cóctel de anticuerpos para la tinción de las células T CD8 ⁺ proliferado. Incubar durante 20 minutos en la oscuridad a 4 ° C.
   NOTA: Para preparar cóctel de anticuerpos, añadir anti-CD4 FITC, anti-CD8-PerCP Cy5.5, y el reactivo de detección de la viabilidad celular (fluorescente cerca-IR colorante reactivo) en tampón de FACS.
   NOTA: Los anticuerpos contra diversos marcadores tales como CD44 o CD69 se pueden combinar con otros anticuerpos para confirmar la activación de las células T CD8 ^+. Recuerde que las células T CD8 ⁺ que ya han sido etiquetados con la proliferación celular de seguimiento violet tinte en el Paso 5.10.
4. Lavar dos veces por centrifugación a 300 xg durante 2 min a 4 ° C. Después de la etapa de lavado final, descartar el sobrenadante, y fijar las células durante 20 min en la oscuridad a 4 ° C con 100 l de tampón de fijación.
5. Lavar dos veces por centrifugación a 300 xg durante 2 min a 4 ° C. Resuspender las células con 200 l de tampón de FACS y se mide la proliferación de las células T CD8 ⁺ marcados con colorante de seguimiento de violeta de proliferación celular por citometría de flujo.
   1. Puerta de la población de células T CD8 ⁺ entre las células vivas. Medir los porcentajes de células divididas y no divididas de acuerdo con la dilución de la proliferación de las células de colorante de seguimiento de violeta y la dilución de células T CD8 ⁺ de acuerdo con la siguiente ecuación. % De inhibición = [(% de células proliferadas T CD8 ⁺ en la ausencia de células T _reg -% de las células T CD8 ⁺ proliferado en la presencia de células T _reg) / (% de células T CD8 ⁺ proliferado enla ausencia de células T _reg)] x 100. analizar más a fondo los datos mediante el uso de la citometría de flujo del software ^25.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Resultados

Hemos generado ratones con infección por el virus persistente mediante la inyección de ellos con 2 x 10 ⁶ pfu de LCMV CL13 por vía intravenosa. Para investigar los cambios fenotípicos en _las células T _reg y las células T durante la infección _conv virus crónica, linfocitos esplénicos obtenidos de ratones no tratados previamente y infectadas se tiñeron con diversos anticuerpos y se analizaron por citometría de flujo. A los 16 d PI, PD-...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discusión

Aunque existe sólo un pequeño número de células T _reg en ratones y seres humanos, es importante para entender su función ya que desempeñan un papel crucial en la regulación de la respuesta inmune y el mantenimiento de la tolerancia inmune. El número y supresores funciones de T _reg células aumenta durante una infección por el virus crónica ^15-20, así como la progresión del cáncer ^13,14. Esto es probablemente debido a la estimulación de antígeno continuado. Para ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
FITC Rat Anti-Mouse CD4	RM4-5	BD Biosciences	553047
Cytofix/Cytoperm		BD Biosciences	554714
U-Bottom Tissue Culture Plates		BD Biosciences	353077
Fixation buffer		BD Biosciences	554655
FITC Rat Anti-Mouse CD25	7D4	BD Biosciences	553072
Cell strainer, 70 mm		BD Biosciences	352350
Cell strainer, 40 mm		BD Biosciences	352340
Brilliant Violet 421 Anti-mouse CD279 (PD-1)	29F.1A12	BioLegend	135217
Brilliant Violet 605 Anti-Mouse CD4	RM4-5	Biolegend	100547
APC Anti-Mouse/Rat Foxp3	FJK-16s	eBioscience	17-5773
Foxp3/Transcription Factor Staining Buffer Set		eBioscience	00-5223
PerCP-Cyanine5.5 Anti-Mouse CD8a	53-6.7	eBiosicence	45-0081
Mouse IFN-gamma Platinum ELISA		eBiosicence	BMS606
RPMI 1640		GE Life Sciences	SH30027
PBS (1x)		GE Life Sciences	SH30256
ACK Lysing Buffer		Gibco	A10492-01
L-Glutamine, 200 mM solution		Gibco	25030
Penicillin-Streptomycin, 10,000 U/ml		Gibco	10378-016
LIVE/DEAD Fixable Near-IR Dead Cell Stain Kit		Life technologies	L-34975
CD8a+ T Cell Isolation Kit, mouse		Miltenyibiotec	130-104-075
CD4+ CD25+ Regulatory T Cell Isolation Kit, mouse		Miltenyibiotec	130-091-041
MACS Separation Columns, LD columns		Miltenyibiotec	130-042-901
MACS Separation Columns, LS columns		Miltenyibiotec	130-042-401
EDTA, 0.5 M (pH 8.0)		Promega	V4231
2-Mercaptoethanol		Sigma Life Science	M7522
Fetal Bovine Serum		Thermo Fisher Scientific	SH30919.03
CellTrace Violet Cell Proliferation Kit		Thermo Fisher Scientific	C34557
BD Canto II flowcytometer		BD Biosciences
Flowjo		TreeStar
Hematocytomer		Marienfeld superior