Un ensayo basado en la fluorescencia de fosfolípido escramblasa Actividad

Resumen

We describe a fluorescence-based assay to measure phospholipid scrambling in large unilamellar liposomes reconstituted with opsin.

Resumen

Scramblases translocan fosfolípidos través de la bicapa de membrana bidireccionalmente de una manera independiente de ATP. La primera escramblasa a ser identificado y bioquímicamente verificada fue opsina, la apoproteína de la rodopsina de los fotorreceptores. La rodopsina es un receptor acoplado a proteína G localizados en las membranas de disco varilla de fotorreceptores de la retina donde es responsable de la percepción de la luz. Actividad escramblasa de rodopsina no depende de su ligando 11- cis retinal, es decir, la opsina apoproteína también es activo como un escramblasa. Aunque fosfolípido constitutiva y regulada de aleatorización jugar un papel importante en la fisiología celular, sólo unos pocos scramblases fosfolípidos han sido identificados hasta el momento, además de opsina. Aquí se describe un ensayo basado en la fluorescencia de la actividad escramblasa de opsina. Opsina se reconstituye en grandes liposomas unilamelares compuestos de fosfatidilcolina, fosfatidilglicerol y una cantidad traza de fluorescencia NBD marcado con PC (1-palmitoyl-2- {6- [7-nitro-2-1,3-benzoxadiazol-4-il) amino] hexanoil} - sn -glicero-3-fosfocolina). actividad escramblasa se determina midiendo el grado en que las moléculas de NBD-PC situados en la cara interna de la vesícula son capaces de acceder a la cara externa, donde su fluorescencia se elimina químicamente por un agente reductor que no pueden atravesar la membrana. Los métodos que describimos tienen aplicabilidad general y se pueden utilizar para identificar y caracterizar las actividades escramblasa de otras proteínas de membrana.

Introducción

La rodopsina fotorreceptor, una proteína G-receptor acoplado prototípico (revisado por ejemplo en la referencia ^1), es la primera escramblasa fosfolípido ser identificados y bioquímicamente verificada ^2,3. Scramblases son transportadores de fosfolípidos que aumentan la tasa intrínsecamente lenta de transbilayer movimiento fosfolípido a fisiológicamente niveles apropiados en un bidireccional, de manera independiente de ATP ^4-6. Ejemplos de sus acciones se pueden encontrar en el retículo endoplásmico y la membrana citoplasmática bacteriana donde aleatorización constitutiva se necesita para la homeostasis de la membrana y el crecimiento, así como para una variedad de vías de glicosilación ^5. Se necesita fosfolípido regulada aleatorización para exponer la fosfatidilserina (PS) en la superficie de las células apoptóticas, donde actúa como un "comer-me" -señal de macrófagos ⁷ y proporciona una superficie procoagulante de las plaquetas sanguíneas activadas para catalizar la producción de la proteína factors es necesario para la coagulación de la sangre. En las membranas de disco fotorreceptoras, la actividad de aleatorización de la rodopsina se ha sugerido para contrarrestar el desequilibrio de fosfolípidos entre las dos valvas de membrana de la bicapa que se genera por el dependiente de ATP, de lípidos unidireccional flipasa ABCA4 ^{4,8,9 10-12.}

A pesar de la importancia fisiológica de scramblases, su identidad sigue siendo difícil hasta la rodopsina se informó como un escramblasa en discos fotorreceptoras ^2, los miembros de la familia de proteínas TMEM16 fueron identificados como Ca ²⁺ scramblases dependientes necesarios para la exposición de PS en la membrana plasmática (revisado en referencia ^13), y se propuso la proteína bacteriana FtsW como escramblasa requiere un lípido II para la síntesis de peptidoglicano ^14. Estos descubrimientos se basan en la reconstitución de proteínas purificadas en liposomas y la demostración de la actividad escramblasa en los proteoliposomas resultantes utilizando la metodología described aquí. Otros posibles scramblases ^15-21 - las proteínas MurJ y AMJ implicados en la biosíntesis del peptidoglicano, WzxE y proteínas relacionadas implicadas en la codificación precursores de antígeno O, proteínas MPRF necesario para trasladar fosfatidilglicerol aminoacylated través de la membrana citoplasmática bacteriana, y miembros de la familia Xkr8 que se han propuesto para exponer PS en la superficie de las células apoptóticas - permanecen a ensayar bioquímicamente. Esto pone de relieve la importancia de un sólido ensayo para identificar y caracterizar la actividad escramblasa.

A continuación, describimos la reconstitución de la opsina purificada, la apoproteína de la rodopsina de los fotorreceptores, en grandes vesículas unilaminares (LUVs), y posterior análisis de la actividad escramblasa en los proteoliposomas resultantes utilizando un ensayo basado en fluorescencia. Hay varios protocolos bien descrita en la literatura disponibles para la expresión heteróloga y la purificación de la opsina, por lo tanto, no lo harádescribirla en este protocolo; utilizamos los protocolos descritos en Goren et al. ³ que el rendimiento de FLAG-etiquetados, opsina termoestable a aproximadamente 100 ng / l en 0,1% (w / v) dodecilmaltósido (DDM).

La reconstitución se consigue mediante el tratamiento de LUVs con detergente suficiente para que se hinchan pero no se disuelven. En estas condiciones, una proteína de membrana - se suministra en forma de micelas de proteína-detergente - integrará en los liposomas y llegar a ser reconstituido en la membrana del liposoma después de la retirada de detergente, lo que resulta en proteoliposomas. Para reconstituir la opsina (obtenida como una proteína purificada en 0.1% (w / v) DDM), LUVs se preparan a partir de una mezcla de POPC (1-palmitoil-2-oleoil- sn -glicero-3-fosfocolina) y POPG (1- palmitoil-2-oleoil- sn -glicero-3- [fosfo-rac- (1-glicerol)]) y se saturó con DDM antes de añadir la opsina y NBD-PC. El detergente se elimina a continuación mediante tratamiento de la muestra con perlas de poliestireno.

lass = "jove_content"> El principio subyacente del ensayo basado en la fluorescencia se muestra en la Figura 1B. LUVs son simétricamente reconstituirse con una cantidad traza de NBD-PC u otro reportero fosfolípido fluorescente marcado con NBD (Figura 1A). En la adición de ditionito, un no fluorescente dianión membrana impermeable, las moléculas de NBD-PC en el prospecto exterior de las LUVs se representan como el nitro-grupo de NBD se reduce a un grupo amino no fluorescente. Como ni moléculas NBD-PC ni ditionito son capaces de atravesar la membrana en la escala de tiempo del experimento (<10 min), esto se traduce en la reducción de 50% de la señal fluorescente. Sin embargo, si los liposomas se reconstituyen con un escramblasa, las moléculas de NBD-PC en el prospecto interior pueden codificar rápidamente hacia el exterior en el que se reducen. Esto resulta en la pérdida total de la fluorescencia en el caso ideal (Figura 1C).

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. Figura 1: Representación esquemática del ensayo de actividad escramblasa El ensayo utiliza un fluorescente reportero lípidos NBD-marcado; Se muestra NBD-PC (A). Grandes vesículas unilamelares se reconstituyen con una cantidad traza de NBD-PC. La reconstitución produce vesículas simétricas, con NBD-PC distribuido por igual en los folletos exterior e interior. Ditionito (S ₂ O ₄ ^2-) reduce químicamente el grupo nitro de NBD a un grupo amino no fluorescente. El tratamiento de los liposomas libres de proteínas con ditionito (B, arriba) provoca una reducción del 50% de la fluorescencia, ya que sólo las moléculas de NBD-PC en el exterior prospecto se reducen: ditionito está cargado negativamente y no puede atravesar la membrana para reaccionar con las moléculas de NBD-PC en el prospecto interior. Tratamiento ditionito de proteoliposomas que contiene opsina-(b, abajo), es decir, proteoliposomas escramblasa-activa, da como resultado la pérdida del 100% de la fluorescence como opsina facilita el movimiento del NBD-PC entre el interior y el exterior prospecto. (C) muestra trazas de fluorescencia idealizadas obtenidos en el tratamiento de los liposomas libres de proteínas y proteoliposomas que contiene opsina-con ditionito. La tasa de pérdida de fluorescencia es la misma en ambos casos que indican que la reducción química de NBD por ditionito es limitante de la velocidad, y que de aleatorización se produce a una velocidad igual o mayor que la velocidad de la reacción química. Las huellas obtenidas a partir de un experimento real se muestran en la Figura 3. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Los métodos que describimos se pueden utilizar para reconstituir y el ensayo de otras proteínas purificadas, así como mezclas de proteínas de membrana obtenidos, por ejemplo, mediante la extracción de microsomas con detergente ^22.

Protocolo

1. Preparación de liposomas y proteoliposomas

1. formación de liposomas
   1. Usando una jeringa de vidrio, añadir 1.435 POPC l (25 mg / ml, en cloroformo) y 160 POPG l (25 mg / ml, en cloroformo) a un matraz de fondo redondo para obtener 52,5 mol lípidos en una relación molar de POPC: POPG = 9: 1.
   2. Secar los lípidos de 30 min usando un evaporador rotatorio a una velocidad de rotación de 145 rpm (no se necesita baño de agua para este volumen de disolvente), a continuación, transferir el matraz a un desecador de vacío durante al menos 3 horas o durante la noche, a temperatura ambiente (RT).
   3. Hidratar la película lipídica seca con 10 ml de HEPES 50 mM pH 7,4, NaCl 100 mM (en adelante como tampón A) girando suavemente el matraz hasta un homogéneos resultados, suspensión turbias;
      NOTA: La concentración de lípidos en esta etapa se espera que sea 5,25 mM como no hay pérdidas deberían haber ocurrido hasta ahora.
   4. Sonicar la suspensión en un baño de agua durante 10 min a temperatura ambiente con una frecuencia of 40 kHz. La solución se verá un poco más clara.
   5. El uso de un extrusor, pasar la suspensión 10 veces a través de una membrana con un tamaño de poro 400 nm, seguido por un segundo ciclo de extrusión con 4 pases a través de una membrana con un tamaño de poro 200 nm.
      NOTA: El diámetro medio de las LUVs resultantes es de ~ 175 nm. Si es necesario, el tamaño y la homogeneidad de las LUVs se pueden comprobar por Dynamic Light Scattering de acuerdo con las instrucciones del fabricante.
   6. Cuantificar la concentración de fosfolípidos de la suspensión LUV como se describe en la sección 1.2).
      NOTA: Debido a las pérdidas durante la extrusión, la concentración suele ser alrededor de 3,6 mM.
   7. Almacenar los LUVs a 4 ° C durante aproximadamente 2 semanas si no se utiliza inmediatamente.
2. La cuantificación de fosfolípidos
   NOTA: para determinar la concentración de fosfolípidos de la suspensión LUV utilizada para la reconstitución, así como la de los proteoliposomas que eventualmente se generan, una parte alícuota de la muestra es Subjected a la oxidación por el ácido perclórico. Este procedimiento rompe fosfolípidos para la liberación de fosfato inorgánico que luego se cuantifica mediante un ensayo colorimétrico en comparación con las normas ^23.
   1. Preparar una solución madre 40 mM de fosfato de sodio (Na ₂ HPO ₄₎ en agua destilada desionizada.
   2. Diluir la solución madre con agua destilada desionizada para obtener 4 mM y 0,4 mM de soluciones que servirán como patrones de calibración de trabajo.
   3. Uso de las soluciones de trabajo, preparar los estándares en tubos de 13 x 100 mm ² de vidrio que van de 0 a 80 nmol de fosfato de sodio en un volumen final de 50 l.
   4. Tomar 10 l cada una de las muestras LUV y proteoliposoma que se cuantifiquen y se diluye con 40 l de _ddH2O en 13 tubos de vidrio x 100 ^mm2.
      NOTA: Como la concentración de lípidos de los LUVs y proteoliposomas está en el intervalo desde 2,5 hasta 5 M, los 10 l de la muestra deberá contener desde 25 hasta 50 nmol de fósforo lipídico.
   5. Se añade ácido perclórico 300 l de cada uno de los patrones y las muestras y el calor durante 1 hora a 145 ° C en un bloque de calentamiento. Ponga canicas en los tubos para evitar la evaporación.
   6. Deje que los tubos se enfríen a temperatura ambiente y se añade 1 ml de _ddH2O
   7. Añadir 400 l cada uno de molibdato recién preparada de 12 g / l de amonio y ascorbato de sodio / L de 50 g y agitar para mezclar.
   8. El calor durante 10 minutos a 100 ° C con mármoles en la parte superior de los tubos. Retire los tubos del bloque de calefacción y dejar que se enfríe a temperatura ambiente.
   9. Medir la absorbancia de las muestras contra la (muestra patrón que contiene fosfato de sodio 0 nmol) en blanco con un espectrómetro para una longitud de onda de 797 nm.
   10. Determinar el contenido de fosfato de muestras en la curva estándar de calibración.
3. La reconstitución de Opsin
   NOTA: Es necesario determinar las condiciones óptimas de hinchamiento para la reconstitución ya que estos dependen de la naturaleza del detergente, asícomo la composición de lípidos y la concentración de los LUVs. Como LUV cambian sus propiedades de dispersión de luz sobre el proceso de la inflamación puede ser controlada por la medición de absorbancia (Figura 2) tal como fue revisado por Rigaud y Levy ²⁴ y Geertsma et al. ^25.
   1. Pipetear 800 l de LUVs (de la Sección 1.1, como la recuperación de lípidos después de la extrusión es 70%, la concentración esperada de LUVs es fosfolípido 3,6 mM) en un tubo de microcentrífuga de 2 ml.
   2. Añadir 5,3 l de tampón A y 34,7 l de 10% (w / v) DDM disolvió en tampón A.
   3. Incubar durante 3 horas a temperatura ambiente con mezcla de extremo a extremo.
   4. Mientras tanto preparar las perlas de poliestireno:
      1. Utilice 400 mg de cuentas por muestra y pesar en un vaso de precipitados de vidrio.
      2. Lavar dos veces con metanol, tres veces con agua y una vez con tampón A. Para cada lavado utilice el paso 5 ml de líquido y se agita lentamente durante 10 minutos.
         NOTA: Se recomienda preparar el poliestirenolos granos para las varias muestras a la vez, por ejemplo, pesan en 6 g de perlas y se lavan con 75 ml de líquido. perlas en exceso se pueden almacenar en un refrigerador durante varios días.
   5. Durante los últimos 30 minutos de la desestabilización de la vesícula secar el fosfolípido marcado con NBD en un tubo de vidrio con tapón de rosca ( 'reconstitución tubo de cristal'): por ejemplo, 9,5 l de NBD-PC (1 mg / ml en cloroformo, con un rendimiento de 0,4% en moles de fosfolípidos totales) se secan bajo una corriente de nitrógeno en un tubo de vidrio y posteriormente se disolvió en 45 l de 0,1% (w / v) en tampón A. DDM
   6. Después de 3 h de desestabilización vesícula añadir el fosfolípido marcado con NBD-disuelto, la proteína solubilizada y DDM-tampón A tal que el volumen final de 1 ml contiene 0,36% (w / v), es decir, 7 mM, DDM.
      1. Por lo tanto, para generar los liposomas libres de proteínas (usado como una muestra de control) añadir 45 l de NBD-PC (disuelto en 0,1% de DDM), 60 l de 0,1% de DDM y 55 l de tampón A; proteoliposomas para añadir, para el examenPLE, 40 l de proteína (de una solución madre típica de ~ 110 ng / l) en 0,1% DDM, 45 l de NBD-PC (disuelto en 0,1% de DDM), 20 l de 0,1% de DDM y 55 l de tampón A .
         NOTA: El orden de adición debe ser como se indica.
   7. Mezclar la muestra para un fin hr adicional sobre el extremo a temperatura ambiente.
   8. Añadir 80 mg de las perlas de poliestireno preparadas e incubar la muestra con-extremo sobre extremo de mezclar durante 1 hora a RT.
   9. A continuación añadimos una 160 mg adicional de perlas de poliestireno y se incuba con-extremo sobre extremo de mezcla para un 2 hr adicional a temperatura ambiente.
   10. Transferir la muestra (dejando las perlas de poliestireno pasado detrás) a un tubo de vidrio con tapón de rosca que contiene 160 mg de perlas de poliestireno frescas y mezclar durante la noche a 4 ° C.
       NOTA: La forma más fácil de transferir la muestra y evitar la succión hasta perlas es el uso de una pipeta Pasteur que se empuja a la parte inferior del tubo de vidrio con un poco de presión positiva. Una vez que la punta de la pipeta está firmemente en elparte inferior del tubo, a continuación, la muestra puede ser retirada fácilmente sin interferencia de las perlas.
   11. A la mañana siguiente, la transferencia de la muestra a un tubo de microcentrífuga sin llevar más de las bolas y colocarlo en el hielo en la preparación para el ensayo de actividad escramblasa.

2. Ensayo de la actividad escramblasa

NOTA: La intensidad de fluorescencia de liposomas o proteoliposomas diluidas con tampón A se controla con el tiempo tras la adición de ditionito en un espectrómetro de fluorescencia. Para obtener una intensidad de partida estable, la fluorescencia se registra durante al menos 50 segundos (o hasta que se consigue una señal estable) antes de la adición de ditionito a una muestra constantemente agitada y luego es seguido por al menos 500 segundos después de la adición de ditionito.

1. Añadir 1.950 l de tampón A a una cubeta de plástico que contiene una mini barra de agitación.
2. Añadir 50 l de la proteo preparada (liposomas) y dejar que la muestra se equilibre en el espectrofotómetro de fluorescenciametros con agitación constante durante varios segundos.
3. Mientras tanto preparar una solución de 1 M de ditionito en 0,5 M Tris no tamponada (por ejemplo, para dos muestras pesar 20 mg de ditionito en un tubo de microcentrífuga y se disuelven en 114 l 0,5 M Tris directamente antes del uso y mantener en hielo para la siguiente enfriado en hielo muestra).
   NOTA: La solución de ditionito debe prepararse poco y no debe ser utilizado más de 20 min después de la preparación; si muchas mediciones se deben hacer, alícuotas de ditionito se pueden pesar de antemano y se disuelven justo antes de su uso.
4. Iniciar la monitorización de la fluorescencia (excitación 470 nm, emisión 530 nm, anchura de rendija de 0,5 nm).
5. Añadir 40 l de la solución de ditionito de 1 M a la cubeta 50 seg después de comenzar la grabación de fluorescencia (utilizar el septum en la tapa de la cámara de cubeta si es posible) y continuar registrando la fluorescencia para un 4-600 sec más.
6. Analizar los datos tal como se describe en la sección 3.

3.Análisis de los datos

1. Cinética de la aleatorización
   1. Caracterizar la traza de la fluorescencia de cada muestra obtenida por el ensayo de actividad escramblasa mediante la definición de la fluorescencia inicial, F _i, antes de la adición de ditionito, y la fluorescencia de punto final, M, alcanzado después de> 400 seg. F _i se determina para cada muestra como el valor medio de la fluorescencia para el período de 30 segundos antes de la adición de ditionito.
   2. Determinar los datos de punto final correspondientes a la extensión de la reducción de fluorescencia, R = 100 • F / F _i. Usamos los términos R _L para los liposomas libres de proteínas y R _P para proteoliposomas que contiene opsina.
2. Determinar el peso molecular de la reconstituidas funcionalmente escramblasa
   1. Convertir los datos de reducción de la fluorescencia de acuerdo con la siguiente ecuación:
      p (≥1 escramblasa) = (R _P - R _L) / (R _max - R _L) (Ecuación 1)
      NOTA: ¿Dónde R _max es la reducción máxima que se obtiene cuando la proteína suficiente se reconstituye de manera que todas las vesículas de la muestra poseen al menos un escramblasa funcional, y p es la probabilidad de que una vesícula particular en una muestra reconstituida se "activa escramblasa-', es decir, que posee al menos un escramblasa funcional. El valor de R _L es típicamente 45%, mientras que ³ R _max es típicamente 82,5% ^3, en lugar del 100% esperado (R puede ser determinado experimentalmente para proteoliposomas opsina con un PPR de> 1 mg / mmol _max). Como R _max <100%, se supone que una subpoblación de las vesículas es refractario a la reconstitución. Para R _max = 82,5%, la fracción de vesículas que no puede aceptar la proteína es 0,35.
   2. Describir la relación entre p (≥1 escramblasa) y PPR (mg de proteína / fosfolípido mmol) por las estadísticas de Poisson de la siguiente manera:
      p (≥1 escramblasa) = 1 - e -m = 1 - exp (-PPR / α) (Ecuación 2)
      NOTA: En caso de m = número de scramblases por vesículas y α = constante ajuste mono-exponencial en unidades de mg de fosfolípidos proteína / mmol.
   3. Como una fracción de las vesículas no contribuye a la aleatorización incluso a alta PPR (véase la discusión), modificar la ecuación a:
      p (≥1 escramblasa) = 1 - exp (-PPR * / α) (Ecuación 3)
      NOTA: En caso de PPR * = PPR / (1- f), donde f es la población de vesículas refractaria o, en este caso, PPR * = PPR / 0,65 (Ecuación 4).
      NOTA: La constante de ajuste α se determina mediante el ajuste de un gráfico de p (≥1 escramblasa) versus PPR * con una función mono-exponencial. Si opsina (peso molecular 41,7 kDa) reconstituye funcionalmente en vesículas de 175 nm de diámetro (cada vesícula tiene 280.000 fosfolípidos ²⁶⁾ como un monómero, alfa = 0,187 mg mmol ^-1. Si opsina dimerizes antes de la reconstitución ³ para producir vesículas escramblasa-activo, entonces α= 0,37 mg mmol ^-1. Si en lugar de PPR PPR * iban a ser utilizados para el análisis, a continuación, los valores alfa correspondiente sería 0,122 y 0,244 mg mmol ^-1. Estos valores predichos para α asumen que todas las moléculas de opsinas son funcionalmente competente. Si sólo una fracción de las moléculas es competente para codificar los lípidos, a continuación, los valores correspondientes de α será más grande.

Resultados

Se describe la reconstitución de la opsina en LUVs para caracterizar su actividad escramblasa usando un ensayo basado en fluorescencia. Se analizan los resultados para establecer un límite inferior de la tasa de fosfolípidos mediada opsina codificación y para determinar el estado en el que oligomérica opsina reconstituye funcionalmente en las vesículas.

Para identificar las condiciones óptimas de la reconstitución, es ...

Discusión

El ensayo de actividad escramblasa nos permitió originalmente para determinar que la opsina tiene actividad escramblasa fosfolípido ^2. El ensayo también nos permitió caracterizar la actividad escramblasa de opsina por evaluación de la especificidad (se utilizó una variedad de lípidos reportero marcados con NBD tales como NBD-fosfatidiletanolamina, marcado con NBD en una cadena de acilo como se muestra para NBD-PC en la Figura 1A, o en el grupo de cabeza, NBD-esfingomielina o NBD- fosfa...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine	Avanti Polar Lipids	850457C	POPC
1-Palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phospho-rac-(1-glycerol) (sodium salt)	Avanti Polar Lipids	840457C	POPG
1-palmitoyl-2-{6-[7-nitro-2-1,3-benzoxadiazol-4-yl)amino]hexanoyl}-sn-glycero-3-phosphocholine	Avanti Polar Lipids	810130C	NBD-PC
4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid	VWR Scientific	EM-5330	HEPES
NaCl	Sigma	S7653-1KG	NaCl
Dodecyl-β-D-maltoside	Anatrace	D310 5 GM	DDM
Fluorimeter cuvettes	sigma	C0918-100EA	cuvettes
Spectrofluorometer	Photon Technology International, Inc.	fluorimeter
Sodium hydrosulfite technical grade, 85%	Sigma	157953-5G	dithionite
GraphPad Prism 5 software			Prism
Tris Base	VWR	JTX171-3	Tris
LIPEX 10 ml extruder	Northern Lipids, Inc.		Extruder
Whatman, Drain disc, PE, 25 mm	Sigma	28156-243	Disc support
Whatman Nuclepore Track-Etched Membranes, 0.4 µm, 25 mm diameter	Sigma	WHA110607	400 nm membrane
Whatman Nucleopore Track-Etched Membranes, 0.2 µm, 25 mm diameter	Sigma	WHA110606	200 nm membrane
sodium phosphate	Sigma	S3264-500G
VWR Culture Tubes, Disposable, Borosilicate Glass, 13 x 100 mm	VWR Scientific	47729-572	glass tubes
Perchloric acid	Sigma	30755-500ML
Ammonium Molybdate Tetrahydrate	Sigma	A-7302	ammonium molybdate
(+)-Sodium L-ascorbate	Sigma	A7631-25G	sodium ascorbate
Bio-Beads SM2 adsorbents	Bio Rad	1523920	polystyrene beads
2.0 ml Microtubes clear	VWR Scientific	10011-742	Reconstitution tubes
Reconstitution glass tube	VWR Scientific	53283-800	Reconstitution glass tubes
Zetasizer	Malvern		DLS