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  • Introducción
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  • Resultados
  • Discusión
  • Divulgaciones
  • Agradecimientos
  • Materiales
  • Referencias
  • Reimpresiones y Permisos

Resumen

Modelos de cultura bicapa actuales no permiten estudios funcionales en vitro que imitan en vivo microambientes. Uso de glicol de polietileno y un método de plantillas de óxido de zinc, este protocolo describe el desarrollo de una membrana del sótano biomiméticos ultrafino con rigidez sintonizable, porosidad y composición bioquímica que imita muy de cerca en vivo matrices extracelulares.

Resumen

La membrana basal es un componente crítico de bicapas celulares que puede variar en rigidez, composición, arquitectura y porosidad. Estudios in vitro de bicapas endotelial epitelial han dependido tradicionalmente de modelos de apoyo permeables que permitan la cultura de la bicapa, pero soportes permeables son limitados en su capacidad para replicar la diversidad de humanos las membranas del sótano. En cambio, modelos de hidrogel que requieren síntesis química son altamente armoniosas y permitan la modificación de la rigidez del material y la composición bioquímica mediante la incorporación de proteínas o péptidos biomiméticos. Sin embargo, modelos de hidrogel tradicional están limitados funcionalidad porque carecen de poros para contactos célula-célula y funcional en vitro estudios de migración. Además, debido al grueso de los hidrogeles tradicionales, ha sido difícil incorporación de los poros que abarcan todo el espesor de los hidrogeles. En el presente estudio, utilizamos hidrogeles poly-(ethylene-glycol) (PEG) y un método de plantillas nuevo óxido de zinc para abordar las deficiencias anteriores de hidrogeles biomiméticos. Como resultado, presentamos un hidrogel ultrafino, similar a la membrana basal que permite la cultura de bicapas celulares confluentes en un andamio personalizable con arquitecturas de poro variable, propiedades mecánicas y composición bioquímica.

Introducción

Matrices extracelulares (ECM) son los andamios de la proteína que soporte accesorio de la célula y sirven como barreras entre tipos celulares distintos y son un componente esencial de los órganos y tejidos complejos. En contraste con el tejido conectivo intersticial, la membrana basal (BM) es un tipo especializado de ECM que actúa como una barrera para dividir compartimentos de tejido uno del otro. BMs son aproximadamente 100 μm de espesor y por lo tanto permiten la comunicación directa e indirecta entre las células a cada lado. Dos ejemplos comunes de BMs son vasculares BMs, encontradas en la pared microvascular entre los pericitos y las células endoteliales y BMs en las vías respiratorias que se encuentran entre las células endoteliales y epiteliales. BMs sirven un papel importante en la regulación de la función de la célula, tales como migración y polaridad celular, en salud y enfermedad. 1 la composición, rigidez, arquitectura y porosidad de BMs varía según los sistemas del órgano para facilitar distintas funciones fisiológicas. Por ejemplo, los poros BM son críticos para mantener la comunicación célula-célula, difusión de la molécula soluble y para la migración de células inmunes durante la inflamación o las bacterias durante una infección. En las vías respiratorias, poros abarcan todo el espesor del BM, con diámetros que van desde 0.75 3.86 μm.2

La naturaleza fina de la BM asegura que aunque los tipos de la célula están separados físicamente uno del otro, comunicación intercelular a través de señalización paracrina y contacto mediado se conserva. Por lo tanto, para estudiar enfermedades humanas in vitro, los investigadores han confiado en insertos de apoyo permeable poroso a bicapas celulares cultura. 3 estos modelos han sido críticos para la comprensión de la comunicación celular que desempeña un papel en la salud y la enfermedad. 3 , 4 , 5 , 6 , 7 apoyo permeable insertos satisfacen los requisitos básicos para la comprensión de cómo la señalización de la célula regula procesos fisiológicos, tales como reclutamiento de leucocitos e infiltración bacteriana; sin embargo, los insertos tienen limitaciones importantes y dejar de imitar a un humano soporte BM Permeable insertos carecen de afinabilidad mecánico y bioquímico, y la estructura porosa simplista no imitan la estructura fibrosa que crea los poros irregulares típico de BMs. Por lo tanto, hay una creciente necesidad de sistemas ajustables que pueden recrear las propiedades nativas de BM que influyen en los procesos celulares.

Sustratos a base de polímero son candidatos ideales para el desarrollo de biomimetic BMs para estudiar celulares bicapas en un contexto que imita más de cerca el ambiente en vivo . 8 , 9 , 10 , 11 , 12 polímeros son mecánicamente ajustables y pueden ser modificados químicamente para incorporar fragmentos de péptido biomimético. 11 , 12 , 13 el bioinert polímero polietileno glicol (PEG) se puede utilizar para construir biomiméticos BMs y el trabajo reciente ha detallado la síntesis de geles de ácido arginina-glicina-aspártico (RGD) PEG mecánicamente ajustables con redes porosas que apoyen el crecimiento de la célula y Quimiotaxis de células inflamatorias. 14 aunque publicado basada en PEG sustratos proporcionan un modelo más realista de un ECM humano que soportes permeables, muchos de estos modelos son extremadamente gruesos, con una profundidad de aproximadamente 775 μm que limita la capacidad de crear culturas bicapa con célula contactos. 14

Aquí, presentamos un protocolo para la creación de un imitador de BM clavija del polímero que supera muchas de las limitaciones de las tecnologías actuales de la cultura de la bicapa del celular. Hemos desarrollado un método de las plantillas que incorpora el óxido de zinc, un material ampliamente utilizado para la fabricación de producción microcristalina, en el polímero durante la síntesis y el entrecruzamiento, que se retira posteriormente y de forma selectiva de la polímero resultante en a granel. Este proceso genera una red porosa al azar, mímico la red de poros interconectados y tortuoso de BMs humanas. Además, la porosidad puede modificarse cambiando el tamaño y la forma de los microcristales de óxido de zinc a través de la modificación de la estequiometría de la reacción durante la producción de aguja. La técnica desarrollada aquí crea un hidrogel ultrafino que imita el grueso del BM humanos por último, la mecánica, la porosidad, y la composición bioquímica de estas construcciones BM-como se puede modificar fácilmente para generar un microambiente que es la más similar a ése visto en vivo.

Protocolo

Por favor, lea la hoja de datos de seguridad de Material (MSDS) de todos los materiales anteriores utilizar y las precauciones de seguridad en todos veces.

1. síntesis de agujas de óxido de Zinc

  1. Preparar 250 mL de 0,04 M Zn (NO3)2* solución de 6 H2O mediante la adición de 2,9749 g de nitrato de zinc a 250 mL de agua.
  2. Agregar 6 g de NaOH en 150 mL de agua para preparar 150 mL de 1 M NaOH.
  3. Instalar un baño de aceite mineral sobre una placa caliente con agitador y sumerja un matraz de fondo redondo de 500 mL en el baño del aceite a temperatura ambiente.
  4. Añadir 250 mL de Zn (NO3)2* 6 H2O al matraz y empiece el revolvimiento de la reacción.
  5. Agregar 150 mL de solución de NaOH (un precipitado blanco forma brevemente y luego desaparecen como continúan mezclando las dos soluciones). Revuelva durante 2 h descubierto.
  6. Calentar el matraz a 55-60 ° C y continuar la agitación por 24 h.
  7. Apagar el fuego y deje que la solución se enfríe a temperatura ambiente mientras que revuelve.
  8. Filtrar la solución en un embudo Büchner con un tamaño de poro de 11 μm y deje que se seque durante la noche, al descubierto. Cuando el papel de filtro no está mojado de la solución vertida y un polvo blanco ha formado sobre los agujeros del embudo, las partículas se secan completamente.
  9. Recoger agujas de ZnO y prepararse para microscopía electrónica de barrido (SEM) para confirmar la morfología acicular. Brevemente, montaje de cinta de carbón sobre un trozo de perno y use una espátula de metal para manchar las agujas de ZnO en la cinta de carbón. Sputter coat con iridio de 8 mm a una densidad de 22,4 g/cm3 y adquirir imágenes en 10 kV.

2. adición de capa de Zinc de sacrificio en portaobjetos para HCl inducida por liberación de PEG

  1. Preparar solución de acetato de zinc disolviendo 1,756 g de acetato de zinc en 200 mL de metanol.
  2. Limpiar 3 "x 1" simple microscopio con etanol al 70% y una toallita desechable. Seque al aire durante 10 minutos.
  3. Coloque un vaso de 150 mm en una placa de Petri y precalentar a 150-160 ° C.
  4. Utilizando una pipeta de vidrio con un bulbo de la pipeta, sostener el portaobjetos con unas pinzas y capa diapositivas aplicando 5 gotas de acetato de zinc, formando una capa delgada dispersada en la diapositiva. Permite el exceso de solución gotee en la solución.
  5. Colocar el portaobjetos en la placa Petri precalentado (150-160 ° C) con el zinc acetato recubierto hacia arriba. Deja sobre la placa durante 15 minutos.
  6. Retire el portaobjetos con las pinzas y deje que se enfríe a temperatura ambiente. La diapositiva aparecerá a recubrir con vetas blancas.
  7. Quite cualquier exceso cinc que queda en las diapositivas usando una toallita desechable para quitar rayas blancas prominentes. La superficie debe ser uniforme.
  8. Exponer a la luz las diapositivas preparadas a los rayos UV en una campana de bioseguridad por al menos 1 h para garantizar la esterilidad.
    PRECAUCIÓN: La luz ultravioleta es dañina a los ojos y piel expuesta. Evitar la exposición directa a los ojos o la piel y apague el suministro eléctrico cuando no se usa.

3. preparación de aisladores eléctricos de silicona

  1. Hoja de silicona cortado en cuadrados de menos de 1 "x 1" (aisladores deben ser capaces de encajar en un plato de 6 pozos).
  2. Perfore agujeros de 8-12 mm en el centro de las plazas con un punzón de biopsia.
  3. Aisladores de silicona autoclave durante 20 min a 121,0 ° C y 1,12 kg/cm.

4. preparación de solución de PEG y PEG Gel de síntesis

Nota: Funcionalización y polimerización de PEG ha sido extensamente explorada y detallado previamente por nuestro laboratorio y otros. 8 , 10 , 11 , 13 , 14 , 15 , 16 , 17

  1. Combinar el péptido adhesivo del celular RGD con acryloyl-PEG-NHS en bicarbonato de sodio 50 mM (pH 8,5) en una proporción molar 1:1 para permitir el funcionamiento de la terminal amino del péptido con la molécula de acrilato, una reacción bioquímica que ha sido previamente caracteriza por producir mayor que 85% de eficiencia. 17
  2. Preparar foto iniciador mezclando 2,2-dimetoxi-2-Fenilacetofenona con 1-Vinyl-2-pirrolidona en una concentración de 300 mg/mL.
  3. En separar los tubos de 1,5 mL, pesar las siguientes: 20 mg de ZnO agujas, 12,5 mg de PEG-DA y 2,5 mg de PEG-RGD.
  4. Suspender 20 mg de ZnO agujas en 270 μl de solución al 10% FBS/PBS; Vortex para mezclar (aproximadamente 15 s).
  5. Brevemente (< 1 s) girar la solución en una centrifugadora mini de sobremesa para llevar cualquier ZnO agregados a la base del tubo.
  6. Recoger 250 μl de la parte superior de la solución de ZnO, para asegurar que los agregados en la parte inferior del tubo. Combinan con PEG-DA y PEG-RGD para crear una solución de PEG con aproximadamente 2,5 mM RGD. Vortex para mezclar (aproximadamente 15 s).
  7. Añadir 2 μl de acetofenona/n-vinyl pirrolidona foto iniciador y de vortex para mezclar (5 s).
  8. Añadir 20 μl de la solución del polímero a lo largo del centro de las diapositivas de ZnO cubierto.
  9. Lentamente baje una segunda diapositiva en la parte superior, con la cara de la capa de ZnO abajo (la solución de PEG debe ser entre dos capas de ZnO cubierto). Trate de evitar la formación de burbujas de aire. Mover las diapositivas lateralmente a lo largo del eje principal para permitir que las burbujas para escapar y para distribuir la solución a una capa delgada. Cubren la mayoría de lo portaobjetos con la solución de polímero. Crear una proyección leve con la diapositiva superior para asegurarse de que las diapositivas se pueden tirar en pasos posteriores.
  10. Reticulación las diapositivas bajo una lámpara de nm UV 365 (aproximadamente 10 mW/cm2) durante 15 minutos.

5. liberación de PEG geles de portaobjetos de vidrio

  1. Aplique presión en la Corredera colgante y manualmente tire que las dos diapositivas aparte a un ritmo lento en orden de evitar agrietar las diapositivas. Permita que los geles secos durante al menos 5 minutos o toda la noche.
  2. Coloque el portaobjetos en un vaso estéril 25 mm plato de Petri y verter suavemente la solución de ácido clorhídrico de 1 M en la diapositiva, usar sólo lo suficiente para cubrir el portaobjetos (aproximadamente 10-20 mL). Muévalo suavemente la caja Petri; el gel debe comenzar a levantar la diapositiva como el HCl disuelve el recubrimiento de zinc de sacrificio y agujas. Una vez que el gel está libre de la diapositiva, vierta el ácido clorhídrico en la solución.
  3. Enjuagar el gel vertiendo suavemente aproximadamente 25 mL de PBS 1 x en la caja Petri hasta el slide y el gel se sumergieron.
Cuidadosamente vierta de PBS en un contenedor de residuos.
  • Suavemente vierta aproximadamente 25 mL de PBS 1 x en la caja Petri hasta que el gel esté flotando en la solución.
  • Con unas pinzas, con cuidado deslice el aislador de silicona en gel y levantar el gel en la misma.
  • Transferir el aislador y el gel en una placa de 6 pozos con estéril de 1 x PBS.
  • Repita este proceso hasta que todos los geles se han quitado de las diapositivas y se remojo en PBS. Exponga los geles preparados a la luz UV en una campana de bioseguridad por al menos 1 h para garantizar la esterilidad.

    • 6. siembra de células de bicapas

    1. Preparar las células A549 para la siembra. Brevemente, enjuagar un matraz de2 75 cm con 5 mL de PBS 1 x, agregue 3 mL de 0.25% tripsina-EDTA y dejar reposar 2-3 min a 37 ° C.
      1. Mecánicamente agitar el frasco, calmar la reacción con medio de Eagle modificado de 3 mL Dulbecco con 10% fetal bovino suero y 1% penicilina-estreptomicina y recoger en un matraz cónico de 15 mL. Enjuague con un adicional 4 mL de completa de Dulbecco modificado Eagle Media y recoger en el mismo cónico. Girar las células a 475 x g durante 6 minutos.
    2. Mientras que las células están girando hacia abajo, agregar una pequeña gota de medio de Eagle modificado de Dulbecco completa en cada pocillo de una placa de 6 pozos. Utilice unas pinzas para trasvasar los aisladores de silicona con los geles de la nueva placa de la pozo de 6, tales que el gel esté apoyado en la caída de los medios de comunicación. Ahora que los geles se extienden en una capa delgada, asegurarse de que no hay ningunos agujeros grandes visibles al ojo. Esto debe hacerse inmediatamente antes de la siembra de células para evitar la sequedad y el agrietamiento de los geles.
    3. Resuspender las células en medio de Eagle modificado de Dulbecco con 10% fetal bovino suero y 1% penicilina-estreptomicina en una concentración de 6 x 105 células/mL. Agregar la gota de suspensión de célula sabio al centro del gel, tratando de mantener un menisco en la zona perforado hacia fuera de la membrana de silicona. Permitir que las células se adhieran durante 4 horas.
    4. Después de 4 h, Añadir 0,5 mL de medio de Dulbecco modificado Eagle completo al pozo e incubar durante una noche a 37 ° C para permitir la completa adherencia.
    5. Al día siguiente, preparar HUVECs para la siembra de la célula.
      1. Enjuagar un matraz de2 75 cm con 5 mL de 1 X PBS, añadir 3 mL de 0.25% tripsina-EDTA y dejar reposar 2-3 min a 37 ° C.
      2. Mecánicamente agitar el frasco, calmar la reacción con 3 mL de medio M199 con suplemento para crecimiento de 1%, 20% suero bovino fetal y 1% penicilina-estreptomicina y recoger en un cónico de 15 mL.
      3. Enjuague con 4 mL de medio completo M199 y recoger en el mismo cónico. Girar las células a 475 x g durante 6 minutos.
    6. Mientras que las células están girando hacia abajo, agregar una pequeña gota de medio completo 199 a cada pocillo de una placa de 6 pozos nuevos. Colocar un aislador de silicona nueva en el pozo con la caída de los medios de comunicación en el centro de la silicona.
    7. Cuidadosamente con unas pinzas, voltear el aislador de silicona el gel de PEG con células A549 en el aislador de apoyo en la nueva placa de la pozo 6.
    8. Suspender HUVECs en una concentración de 6 x 105 células/mL y añadir la suspensión de células en el centro de la gota del gel volteado sabio, tratando de mantener un menisco en el gel de dentro del área de perforado hacia fuera de la membrana de silicona. Permitir que las células se adhieran por 2 h.
    9. Después de 2 h, suavemente Agregue 2 mL de medio completo M199 a cada pocillo.

    7. inmunofluorescencia

    1. Con cuidado retire los medios de comunicación de geles con una pipeta manual y agregar aproximadamente 500 μl de paraformaldehído al 4% (PFA) para el centro del gel donde se siembran las células. Deje reposar durante 30 min a temperatura ambiente.
      PRECAUCIÓN: PFA es un químico tóxico; Use protección y garantizar el manejo se realiza en un gabinete de seguridad biológica.
    2. Cuidadosamente Quite la PFA y añadir aproximadamente 500 μl de BSA 2% en PBS a cada gel. Deje reposar por 1 h a temperatura ambiente.
    3. Retire con cuidado la BSA. Preparar anticuerpos primarios a una dilución de 1: 100 en 2% de BSA en PBS y agregar 500 μl de cada gel. Deje reposar por 1 h a temperatura ambiente. Enjuagar suavemente con 500 μl de PBS 1 x.
      1. Repetir el mismo proceso con los anticuerpos secundarios. Utilizar los siguientes anticuerpos: 1) humana CD144 (VE-cadherina) clon 16B1; 2) humana CD324 clon (E-Cadherin) 6714; 3) anti-humanos CD31 (PECAM-1) clon C-20; 4) anti-549; 5) anti-ratón FITC; 6) contra cabra Alexa Fluor 647. Para visualizar la F-actina, agregar 500 μl de Phalloidin (10 μg/mL en PBS) durante 20 minutos.
    4. Cuidadosamente retire los anticuerpos secundarios o phalloidin y agregar 500 μl de DAPI (0.1 μg/mL) durante 20 minutos Retire con cuidado la solución DAPI y suavemente añadir 1,5 mL de 1 x PBS a cada pocillo para que los geles están en suspensión.
      1. Mediante aisladores de silicona y pinzas, transferir un gel a un portaobjetos de vidrio. Hacer esto para cada gel inmediatamente antes de la proyección de imagen y sustituir los geles en solución de PBS después de la proyección de imagen.
      2. Alternativamente, Monte geles utilizando un medio de montaje de DAPI. Sellar bien las muestras con esmalte de uñas, adquisición de imágenes dentro de 2 días para prevenir la sequedad y el agrietamiento del gel. Consulte la tabla 1 para solución de problemas.

    Resultados

    PEG-RGD hidrogeles se formaron colocando la solución de polímero entre dos capas de óxido de zinc de sacrificio y creando plantillas de poro con agujas de óxido de zinc. Entonces fueron quitados componentes sacrificio óxido de cinc con ácido clorhídrico, generando ultrafinos hidrogeles de PEG con poros continuos (figura 1). La morfología de las agujas de óxido de zinc fue confirmada por microscopía electrónica de barrido (SEM), y el promedio de la ...

    Discusión

    El protocolo detallado aquí nos ha permitido crear un armonioso hidrogel de PEG para servir como un andamio biomiméticos BM. En concreto, de diferentes pesos moleculares de PEG, péptido verbal estrategias y estructuras microcristalinas de óxido de zinc o concentraciones, el módulo de elasticidad, propiedades bioquímicas y la estructura porosa de los hidrogeles pueden ser modificados, respectivamente. El andamio de PEG ultrafino cuenta con una mayor densidad de poro y un menor diámetro de poro más mimético de las...

    Divulgaciones

    Los autores no tienen nada que revelar.

    Agradecimientos

    Los autores desean agradecer al Prof. Paul Van Tassel y Prof. Chinedum Osuji sus conversaciones reflexivas y conocimientos de la ciencia de los materiales. Fondos para este trabajo fue proporcionada por el nuevo premio de iniciativa Dubinsky e institutos nacionales de salud NIBIB BRPR01 EB16629-01A1.

    Materiales

    NameCompanyCatalog NumberComments
    1M Hydrogel Chloride (HCl)EMDHX0603-75 2.5LSterile. Use in fume hood with eye protection and gloves.
    1X PBSGibco14040-133 500 mLNone
    Zinc Nitrate Hexahydrate (Zn(NO3)2•6H2O)Sigma-Aldrich228737-500gUse with eye protection and gloves.
    Sodium Hydroxide (NaOH)Macron Chemicals278408-500gUse with eye protection and gloves.
    Zinc Acetate Dihydrate ((CH3O2)2Zn2+•2H2O)Fisher ScientificAC45180010 1 kgUse with eye protection and gloves.
    Methanol (CH3OH)J.T. Baker9070-05 4LUse in fume hood with eye protection and gloves.
    VWR Life Science Seradigm Premium Grade FBSVWR97068-085Sterile filter. 5 mL FBS in 45 mL PBS
    Mineral oilCVS PLD-B280BNone
    Round bottom flaskChemGlassN/A
    ThermometerN/A
    Stir barN/A
    Plain precleaned microscope slides 3"x1"x1" mm thickThermo Scientific420-004TSpray with ethanol and let dry prior to use.
    Glass pasteur pipetsN/A
    1 mL rubber bulbsN/A
    Plastic 100 mm petri dishesN/A
    Sterile forcepsN/A
    Silicone isolators0.8 mm thick
    Polydimethylsiloxane (PDMS) punchesN/A
    Glass bottlesN/A
    6 well platesCellstar657 160N/A
    Filter PaperWhatman8519N/A
    Stirrer-hot plateVWR Dya-Dual12620-970Use with eye protection and gloves.
    2,2-Dimethoxy-2-phenylacetophenone (C6H5COC(OCH3)2C6H5Sigma-Aldrich24650-42-8Use with eye protection and gloves.
    1-Vinyl-2-pyrrolidone (C6H9NO)AldrichUse with eye protection and gloves.
    Polyethylene Glycol 10,000 (H(OCH2CH2)10,000OH)Fluka81280-1kgUse with eye protection and gloves.
    RGDSLife Tein180190Use with eye protection and gloves.
    Blak-Ray long wave UV lampUVPModel B 100APN/A
    Eppendorf tubesUSA Scientific1615-5500N/A

    Referencias

    1. Domogatskaya, A., Rodin, S., Tryggvason, K. Functional diversity of laminins. Annu Rev Cell Dev Biol. 28, 523-553 (2012).
    2. Howat, W. J., Holmes, J. A., Holgate, S. T., Lackie, P. M. Basement membrane pores in human bronchial epithelium: a conduit for infiltrating cells. Am J Pathol. 158, 673-680 (2001).
    3. Lauridsen, H. M., Pober, J. S., Gonzalez, A. L. A composite model of the human postcapillary venule for investigation of microvascular leukocyte recruitment. FASEB J. 28, 1166-1180 (2014).
    4. Mul, F. P., et al. Sequential migration of neutrophils across monolayers of endothelial and epithelial cells. J Leukoc Biol. 68, 529-537 (2000).
    5. Hermanns, M. I., Unger, R. E., Kehe, K., Peters, K., Kirkpatrick, C. J. Lung epithelial cell lines in coculture with human pulmonary microvascular endothelial cells: development of an alveolo-capillary barrier in vitro. Lab Invest. 84, 736-752 (2004).
    6. Birkness, K. A., et al. An in vitro tissue culture bilayer model to examine early events in Mycobacterium tuberculosis infection. Infect Immun. 67, 653-658 (1999).
    7. Wang, L., et al. Human alveolar epithelial cells attenuate pulmonary microvascular endothelial cell permeability under septic conditions. PLoS One. 8, 55311 (2013).
    8. Pellowe, A. S., Gonzalez, A. L. Extracellular matrix biomimicry for the creation of investigational and therapeutic devices. Wiley Interdiscip Rev Nanomed Nanobiotechnol. 8, 5-22 (2016).
    9. Peyton, S. R., Raub, C. B., Keschrumrus, V. P., Putnam, A. J. The use of poly(ethylene glycol) hydrogels to investigate the impact of ECM chemistry and mechanics on smooth muscle cells. Biomaterials. 27, 4881-4893 (2006).
    10. West, J. L. Protein-patterned hydrogels: Customized cell microenvironments. Nat Mater. 10, 727-729 (2011).
    11. DeLong, S. A., Gobin, A. S., West, J. L. Covalent immobilization of RGDS on hydrogel surfaces to direct cell alignment and migration. J Control Release. 109, 139-148 (2005).
    12. Engler, A. J., Sen, S., Sweeney, H. L., Discher, D. E. Matrix elasticity directs stem cell lineage specification. Cell. 126, 677-689 (2006).
    13. Taite, L. J., et al. Bioactive hydrogel substrates: probing leukocyte receptor-ligand interactions in parallel plate flow chamber studies. Ann Biomed Eng. 34, 1705-1711 (2006).
    14. Lauridsen, H. M., Walker, B. J., Gonzalez, A. L. Chemically- and mechanically-tunable porated polyethylene glycol gels for leukocyte integrin independent and dependent chemotaxis. Technology. 02, 133-143 (2014).
    15. DeLong, S. A., Moon, J. J., West, J. L. Covalently immobilized gradients of bFGF on hydrogel scaffolds for directed cell migration. Biomaterials. 26, 3227-3234 (2005).
    16. Lauridsen, H. M., Gonzalez, A. L. Biomimetic, ultrathin and elastic hydrogels regulate human neutrophil extravasation across endothelial-pericyte bilayers. PLOS one. 12, 0171386-0171405 (2017).
    17. Peters, E. B., Christoforou, N., Leong, K. W., Truskey, G. A., West, J. L. Poly(Ethylene Glycol Hydrogel Scaffolds Containing Cell-Adhesive and Protease-Sensitive Peptides Support Microvessel Formation by Endothelial Progenitor Cells. Cellular and Molecular Bioengineering. 9, 38-54 (2016).
    18. Schwartz, M. P., et al. A synthetic strategy for mimicking the extracellular matrix provides new insight about tumor cell migration. Integr Biol (Camb). 2, 32-40 (2010).
    19. Booth, A. J., et al. Acellular normal and fibrotic human lung matrices as a culture system for in vitro investigation. Am J Respir Crit Care Med. 186, 866-876 (2012).
    20. Kalluri, R. Basement membranes: structure, assembly and role in tumour angiogenesis. Nat Rev Cancer. 3, 422-433 (2003).
    21. Roudsari, L. C., Keffs, S. E., Witt, A. S., Gill, B. J., West, J. L. A 3D Poly(ethylene glycol)-based Tumor Angiogenesis Model to Study the Influence of Vascular Cells on Lung Tumor Cell Behavior. Scientific Reports. 6, 1-15 (2016).
    22. Bermudez, L. E., Sangari, F. J., Kolonoski, P., Petrofsky, M., Goodman, J. The efficiency of the translocation of Mycobacterium tuberculosis across a bilayer of epithelial and endothelial cells as a model of the alveolar wall is a consequence of transport within mononuclear phagocytes and invasion of alveolar epithelial cells. Infect Immun. 70, 140-146 (2002).

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