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  • Referencias
  • Reimpresiones y Permisos

Resumen

Un protocolo se describe para la manual síntesis de oligo-peptoides seguido por análisis de la secuencia por espectrometría de masas.

Resumen

Peptoides son oligómeros de péptido imitando secuencia controlado que consta de unidades de N-alquilados glicina. Entre muchas aplicaciones potenciales, peptoides han pensado de como un tipo de almacenamiento de información molecular. Análisis de espectrometría de masas se ha considerado el método de elección para la secuencia peptoides. Peptoides pueden ser sintetizados vía química de fase sólida usando un ciclo de reacción de dos pasos repetidos. Aquí presentamos un método para sintetizar manualmente oligo-peptoides y analizar la secuencia de peptoides mediante técnicas de espectrometría de masas (MS/MS) de tándem. La peptoid de la muestra es un nonamer consisten en alternar N-(2-methyloxyethyl) glicina (Nme) y N-(2-FENILETILO) glicina (Npe), así como una N-(2-aminoetil) glicina (Nae) a N-terminal. La fórmula de la secuencia de la peptoid es Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, donde Ac es el grupo acetilo. La síntesis tiene lugar en un recipiente de la reacción de fase sólida disponible en el mercado. La resina amida de pista se utiliza como soporte sólido para la peptoid con un grupo amida en el c-término. El producto resultante de la peptoid se somete a análisis de la secuencia usando un espectrómetro de masas triple cuadrupolo acoplado a una fuente de ionización por electrospray. La medida MS/MS produce un espectro de iones fragmento resultante de la disociación de peptoid cargado. Los iones fragmento se clasifican hacia fuera basado en los valores de su relación masa / carga (m/z). Los valores de m/z de los iones del fragmento se comparan con las masas nominales de iones fragmento teóricamente predicho, según el esquema de fragmentación de peptoid. El análisis genera un patrón de fragmentación de la peptoid cargada. El patrón de fragmentación está correlacionado con la secuencia de monómeros de peptoid neutro. En este sentido, el análisis por MS lee la información de la secuencia de la peptoides.

Introducción

Peptoides son una clase de secuencia controlada de polímeros con estructuras de la columna vertebral imitando la estructura de los péptidos. Peptoides pueden ser sintetizados de aminas diversas, que permite peptoides exhibir propiedades altamente ajustables1,2. Peptoides se han utilizado como modelos moleculares para la investigación biofísica, considerados como agentes terapéuticos y diseñado como ligandos para proteínas3,4,5,6. Peptoides se han desarrollado en una variedad de compuestos biológicamente activos, como los materiales anti-fouling y anticuerpo miméticos, agentes antimicrobianos y enzima inhibidores7,8,9. Con una naturaleza altamente ordenada y armoniosa, peptoides han también sido considerados como un tipo de almacenamiento de información molecular10. El descubrimiento de estas llamadas de diversas aplicaciones para el desarrollo de eficientes métodos analíticos para caracterizar la secuencia y estructura de peptoides. Técnicas basadas en espectrometría de masa Tandem han demostrado promesa como el método de elección para el análisis de las propiedades de la secuencia de polímeros de secuencia controlada, incluyendo peptoides11,12,13, 14,15. Sin embargo, estudios sistemáticos de la correlación de los patrones de fragmentación de iones peptoid resultantes de estudios de espectrometría de masas y la información estructural de peptoides son muy limitadas.

Peptoides pueden sintetizarse fácilmente utilizando un método de fase sólida. El método desarrollado consiste en una iteración de un proceso de dos pasos monómero además ciclo16,17. En cada ciclo además, una amina resina es acetilada por un ácido Haloacético (típicamente Ácido bromoacético, BMA), y esto es seguido por una reacción de desplazamiento con una amina primaria. Aunque han aplicado rutinariamente protocolos de síntesis automatizada para peptoid síntesis, peptoides pueden sintetizarse manualmente con excelentes rendimientos en una química estándar laboratorio16,18,19, 20.

Nuestro laboratorio ha adoptado el método de síntesis de peptoid manual y simplificado del aparato utilizado en los métodos existentes. Anteriormente hemos estudiado los patrones de fragmentación de una serie de peptoides usando MS/MS técnicas21,22,23. Nuestros resultados muestran que peptoides producen fragmentaciones característica cuando se someten a disociación colisión-inducida (CID)21,23 o22 experimentos de disociación (ECD) de captura de electrón. En este artículo se demuestra cómo oligo-peptoides pueden sintetizarse en un laboratorio de química estándar, cómo realizar los experimentos de CID utilizando un espectrómetro de masas de triple cuadrupolo y cómo analizar los datos espectrales. El peptoid a ser sintetizado y caracterizado es un nonamer con acetilación N-terminal y c-terminal amidation, Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2. La estructura de la peptoid se muestra en la figura 1.

Protocolo

1. síntesis de Peptoid

Nota: La síntesis comienza con la activación de la resina por la hinchazón de la resina y eliminar el grupo de protección. Esto es seguido por crecimiento de la cadena de peptoid en la resina a través de la repetición de ciclos de la adición de monómero. El primer monómero juntado a la resina es el residuo c-terminal. El peptoid es alargado de la terminal C a la N-terminal. Una vez lograda la secuencia deseada de la peptoid, la resina es troceada apagado y se purifica el producto peptoid.

  1. Preparación de los reactivos
    Nota: Los reactivos líquidos se miden utilizando una micropipeta y los reactivos sólidos se miden utilizando una balanza analítica.
    1. 6,2 ml de N, N'-diisopropilcarbodiimida (DIC) y 43,8 mL de N, N-dimetilformamida (DMF) para preparar un 0,8 M de solución DIC/DMF.
    2. Disolver 5,56 g de BMA en 50,0 mL de DMF para preparar una solución de M BMA/DMF 0,8.
    3. Mezclar 2 mL de piperidina (Pip) y 8 mL de DMF para lograr la solución al 20% Pip/DMF.
    4. Disolver 1.9 mL de Npe a 13,1 mL de DMF para alcanzar 1.0 M Npe/DMF.
    5. Disolver 1,3 mL de Nme en 13,7 mL DMF para alcanzar 1.0 M Nme/DMF.
    6. Disolver 0,32 mL de Nae en 2 mL de DMF para alcanzar 1.0 M Nae/DMF.
      PRECAUCIÓN: La mayoría de los productos químicos utilizados en la síntesis es peligrosa. Ácido trifluoroacético (TFA), DIC, Pip y BMA son peligrosos para la piel, ojos y vías respiratorias. DMF y diclorometano (DCM) son sospechosos cancerígenos. Todas las reacciones deben realizarse en una campana de humos y debe usarse equipo de protección personal. Por favor revise la hoja de datos de seguridad del material (MSDS) de todos los productos químicos utilizados en la síntesis.
  2. Activación de resina
    1. Mida 84 mg de resina amida de pista (resina, 0.047 mmol, carga de 0,56 mmol/g) y añadir a un recipiente de la reacción de fase sólida polipropileno de 10 mL. Inserte el émbolo en el recipiente.
    2. Añadir 2 mL de DMF en el recipiente de la reacción y tapa el recipiente con una tapa de presión. Coloque el vaso en un agitador y agitar el recipiente a temperatura ambiente en un ángulo de movimiento de aproximadamente 12 grados y 385 oscilaciones/min durante 30 min drenaje la solución a un recipiente retirar la tapa y empujando el émbolo del recipiente de reacción.
    3. Añadir 2 mL de solución al 20% Pip/DMF al recipiente y la tapa el recipiente. Agitar en el agitador por 2 min y drenar la solución para el depósito de residuos.
    4. Añadir 2 mL de solución al 20% Pip/DMF al recipiente, el recipiente, la tapa y agitar a temperatura ambiente durante 12 min., retire la tapa y vaciar la solución para el depósito de residuos.
    5. Lavar la resina mediante la adición de 1 mL de DMF, tapado el recipiente y agitar el recipiente durante 1 minuto sacar el tapón y vaciar la solución empujando el émbolo. Lavar la resina con DMF para 4 veces adicionales.
  3. Además del monómero y la acetilación N-terminal
    Nota: Cada ciclo de la adición de monómero implica desplazamiento, bromoacetylation y reacción de dos pasos.
    1. Llevar a cabo el primer ciclo de adición de monómero para formar Nme-resina.
    2. Llevar a cabo una reacción de bromoacetylation. Mezclar 1 mL de solución M BMA/DMF 0,8 y 1 mL de 0,8 M DIC/DMF solución en un vaso de precipitados. Transferir la mezcla a un recipiente de reacción que contienen resina y tapa el recipiente. Coloque el vaso en el agitador y agitar a temperatura ambiente durante 20 minutos Retire la tapa y vaciar la solución para el depósito de residuos.
    3. Lavar la resina por agregar 1 mL de DMF, tapado el recipiente, agitar durante 1 min y drenar la solución empujando el émbolo. Lavar la resina por agregar 1 mL de DCM, agitando el recipiente durante 1 min y drenar la solución. Lavar la resina con DCM una vez más y luego lavar dos veces con DMF.
    4. Llevar a cabo una reacción de desplazamiento. Añadir 1 mL de 1,0 solución de M Nme/DMF, tapa el recipiente, agitar el recipiente a temperatura ambiente durante 60 minutos Retire la tapa y vaciar la solución empujando el émbolo.
    5. Lavar la resina agregando 1 mL DMF, agitando el recipiente durante 1 min y drenar la solución empujando el émbolo. Lavar la resina en 1 mL de DCM, agitando durante 1 minuto, y drenar la solución. Lave el DCM una vez más, seguido de lavado dos veces con DMF.
    6. Repetir ciclos de adición de monómero de pasos 1.3.2 a 1.3.5 formar Nae-(Npe-Nme)4-resina. Cuando repitiendo el paso de la reacción de desplazamiento (1.3.4), utilice una solución de Amina específicos según la secuencia peptoid.
      Nota: La cadena peptoid es alargada de la terminal C a la N-terminal con el residuo c-terminal a la resina.
    7. Realizar la acetilación N-terminal para formar Ac-Nae-(Npe-Nme)4-resina.
    8. Anhídrido acético Mix 92 μl of, 43.5 μl de N, N-diisopropylethylamine (DIPEA) y 2 mL de DMF en un vaso de precipitados para hacer aproximadamente 2 mL de la acetilación de cóctel.
    9. Añadir 2 mL de acetilación cóctel al recipiente que contiene resina, tapa el recipiente y agitar a temperatura ambiente por 60 min., retire la tapa y vaciar la solución empujando el émbolo.
    10. Lavar la resina por agregar 1 mL de DMF, agitando el recipiente durante 1 min y drenar la solución empujando el émbolo. Lavar la resina por agregar 1 mL de DCM, agitando el recipiente durante 1 min y drenar la solución. Repita el lavado de la resina con DCM una vez más, luego lavado con DMF dos veces más.
    11. Lavar la resina por agregar 1 mL de DCM, agitando el recipiente durante 1 min y drenar la solución empujando el émbolo. Repetir el lavado dos veces con DCM. Retire la tapa y deje que la resina seque al aire en el recipiente de reacción durante 10 minutos.
  4. Escote y purificación
    1. Mezclar 3,8 mL de TFA, 100 μl de Triisopropilsilano (consejos) y 100 μl de grado HPLC H2O en un vaso de precipitados para hacer 4 mL de escote cocktail.
    2. Añadir 4 mL de recién hechos escote cóctel al recipiente que contiene la resina, tapa el recipiente y agitar a temperatura ambiente durante 2 h.
    3. Retire la tapa y recoger la solución de filtrado en un tubo de centrífuga de polipropileno de 50 mL. Añadir 1 mL de TFA al recipiente, tápalo y agitar durante 1 minuto recoge la solución de filtrado en el mismo tubo de centrífuga.
    4. Soplando en una corriente de gas nitrógeno suavemente hasta aproximadamente 1 mL solución viscosa se deja evaporar la TFA.
    5. Añadir 15 mL de éter etílico a la solución restante, tapa el tubo de centrífuga e incube en un congelador de-20 ° C por 2 h para toda la noche. El peptoid crudo precipita como sólido blanco.
    6. Pellet sólido utilizando una centrífuga a 4.427 x g durante 10 minutos Retire la tapa del tubo de centrífuga y decantar el éter dietílico en un vaso de precipitados con cuidado sin perder el sólido.
      PRECAUCIÓN: el éter dietílico es un solvente orgánico inflamable. Utilice una centrifugadora seguro de éter dietílico.
    7. Lave el sólido añadiendo 10 mL de éter dietílico helado en la centrifugadora del tubo que contiene el sólido, tapado el tubo y colocarlo en la centrífuga. Realizar la centrifugación a 4.427 x g durante 10 minutos Retire la centrifugadora del tubo de la centrífuga y decantar el éter dietílico en un vaso de precipitados con cuidado sin perder el sólido.
    8. Secar el sólido soplando suavemente en una corriente de gas nitrógeno.
    9. Añadir 10 mL de grado HPLC H2O para disolver el sólido seco. Pasar la solución a través de un filtro de jeringa de nylon con tamaño de poro de 0.45 μm y recoger el filtrado en un tubo de centrífuga de polipropileno de 50 mL previamente ponderada.
    10. Cáscara de congelar la solución colocando y rotando el tubo de centrífuga que contiene la solución de peptoid en 12 onzas, doble-apilan ampliada poliestireno taza 1/3 lleno con nitrógeno líquido. Liofilizar la solución congelada durante la noche para producir sólido peptoid.
    11. Repetir una vez más la liofilización disolviendo el sólido peptoid en 10 mL de grado HPLC H2O, shell de congelación en nitrógeno líquido y 1.llenar durante la noche. El peptoid resultante es lo suficientemente puro para análisis de la secuencia por espectrometría de masas.

2. MS medidas y análisis de la secuencia

Nota: El experimento de MS/MS se realiza en un espectrómetro de masas triple cuadrupolo acoplado a una fuente de electrospray (ESI) de ionización. Recolección de datos se controla mediante el software de adquisición de datos junto con el instrumento. El procedimiento general incluye 1) realizar el experimento de espectrometría de masas de análisis completo y registrar el espectro de masas, 2) realizar el CID MS/MS experimentar y registrar el espectro MS/MS y 3) que compararon los datos espectrales MS/MS con teóricos esquema de fragmentación predicho basado en la característica estructural de la peptoid.

  1. Preparación de la solución de la muestra
    1. Pesar 1.0-2.0 mg sólido peptoid en un frasco de vidrio de 3 a 5 mL. Añadir 1 mL de mezcla solvente de acetonitrilo y agua (ACN/H2O, 1:1, v/v) para disolver el peptoid. Esto da la solución de muestra común con una concentración de 10-3 M.
    2. Transferir 20 μl de la solución madre a un tubo de centrífuga de 1.5 mL y añadir 1 mL de mezcla solvente de ACN/H2O para dar una solución muestra diluida de cerca de 10-5 M.
    3. Eliminar las posibles partículas insolubles en la solución muestra diluida por la realización de centrifugación a 4.427 x g por 3 minutos transferir unos 700 μl de la parte superior de la solución a otra centrífuga de 1,5 mL del tubo para hacer el peptoid MS solución de trabajo con concentración de 10-5 M.
    4. Ajustar la concentración de la solución de trabajo de MS basada en la intensidad de la señal observada durante las mediciones de espectrometría de masas.
    5. Una manera alternativa para eliminar las posibles partículas insolubles en la solución muestra diluida es la solución de la muestra a través de un filtro de jeringa 0.20 μm y recoger el filtrado en un tubo de centrífuga de 1.5 mL para hacer la peptoid MS solución de trabajo de alrededor de 10-5 M.
  2. Grabación de espectros de masas
    1. Recorren solvente mezclado de ACN/H2O (1:1, v/v) de la fuente (ESI) de la ionización de electrospray y configurar el instrumento en un ion positivo estándar, modo de barrido completo de espectrometría de masas con una gama de la relación masa / carga (m/z) de 100-1500.
      Nota:
      Parámetros de funcionamiento típicos:
      Tensión de la aguja ESI, 5 kV
      Tensión capilar, 40 V
      Secado temperatura del gas (nitrógeno), 200 ° C.
    2. Agregar aproximadamente 300 μL de solución de trabajo de peptoid MS (10-5 M) en una jeringa de 1 mL o 500 μl y conectar la jeringa a la entrada ESI usando tubos de capilares de poliéter éter cetona (PEEK). Coloque la jeringa en la bomba de la jeringuilla y el caudal en 10 μl/min para infundir la solución de muestra en la entrada ESI.
    3. Encienda la tensión de la aguja ESI para activar el proceso ESI y luego encienda el detector. Configurar la pantalla en modo de perfil y la gama de m/z de 100-1.500. Ver un perfil de espectro de masas mostrado en la ventana de perfil. El pico en m/z 1.265 (aparece como m/z de 1,264.6) corresponde a la peptoid de peptoid ion o protonada.
    4. Registrar el espectro de MS por 2 min. En la "ventana de método", utilizar 2 min como el "tiempo de ejecución". Abrir la ventana de grabación rellenar un nombre de archivo adecuado y empezar a grabar el espectro.
      Nota: El espectro de masas resultante se muestra en la figura 3.
    5. Optimizar la intensidad del pico en m/z de 1.265. La gama de m/z a 1.150-1.350 y ajuste la tensión capilar mientras se visualiza la intensidad de pico en mV que se muestra en la ventana de perfil. Por ejemplo, aumentar la tensión capilar a 50 V o más y ver el cambio de la intensidad de pico. La intensidad de pico óptima es alrededor de 150-200 mV.
      Nota: Ajuste la tensión capilar puede cambiar significativamente la abundancia de ciertos iones. Aumento de la tensión capilar puede aumentar la intensidad del ion del peptoid. Sin embargo, un alto voltaje capilar también puede inducir la disociación del ion peptoid en la fuente de iones y disminuir la intensidad observada. Ajustar la temperatura del gas de secado puede aumentar la intensidad del pico en m/z 1.265, pero es menos efectivo que el ajuste de la tensión capilar. Si el pico a m/z 1.265 no alcanza la intensidad óptima, ajuste la concentración de muestra (o ejemplo, doble la concentración de la solución de trabajo de MS).
    6. Cambiar el instrumento en el modo MS/MS. El ion precursor en m/z 1.265 y MS/MS total rango en m/z de 100-1.400. En la "ventana de método", utilizar m/z 1.265 como la "Misa primera Q1" y deje en blanco el "Q1 última misa". Uso de m/z 100 como la "Primera Misa de la Q3" y m/z 1.400 como la Misa "Q3 pasado."
      Nota: En el modo MS/MS, el primer cuadrupolo (Q1) funciones como filtro masa para aislar el peptoid ion como el ion del precursor, la segunda unidad de cuadrupolo (Q2) es una celda de colisión y el tercer cuadrupolo (Q3) funciones como un analizador de masas.
    7. Sistema de presión de la energía de colisión en 40 eV y el gas de colisión (argón, en este caso) en 1.5 mTorr.
    8. Ver un perfil de espectro de masas muestra en la ventana de perfil. El pico en m/z de 1.265 corresponde al ion peptoid, y los picos con valores más bajos de m/z representan los fragmentos del peptoid ion.
    9. Ajustar la energía de la colisión para optimizar la visualización del espectro de fragmentación. Por ejemplo, aumentar la energía de la colisión a 45 eV y ver el cambio del perfil del espectro.
      Nota: en general, aumentando la energía de colisión realzará la abundancia de los iones del fragmento y reducir la abundancia del ion del peptoid. Aumento de la presión de gas de colisión también mejorará la abundancia de los iones del fragmento.
      PRECAUCIÓN: No aumentar la presión del gas de colisión más allá de 2 mTorr.
    10. Registrar el espectro MS/MS por 2 min. En la "ventana de método", utilizar 2 min como el "tiempo de ejecución". Abrir la ventana de grabación rellenar un nombre de archivo adecuado y empezar a grabar el espectro.
    11. Repetir 1 - 2 veces la grabación.
  3. Análisis de la secuencia de Peptoid
    Nota: Bajo la condición de CID, el ion peptoid fragmentaría en los enlaces de la amida a lo largo de la columna vertebral de peptoid para producir una serie de fragmentos N-terminal llamado B-iones y una serie de fragmentos c-terminal llamadas iones Y
    1. Dibujar la estructura química de la peptoid acetilado colocando el N-terminal en el lado izquierdo y el c-terminal a la derecha y dibuja una línea discontinua en cada enlace amida para generar un esquema de fragmentación como se muestra en la Figura 2a. Dibujar un protón con un círculo de puntos para indicar que el portador de la carga. A partir del lado izquierdo de la estructura, colocar etiquetas en las líneas punteadas para indicar los fragmentos N-terminal como B1, B2, B8. A partir de la derecha, coloque las etiquetas en las líneas discontinuas para indicar los fragmentos c-terminal Y1, Y2, Y8.
      Nota: Un software de dibujo químico puede ser utilizado para dibujar la estructura de peptoid.
    2. Imaginar la fragmentación en el enlace de amidath 4 del lado izquierdo y dibujar las estructuras del fragmento N-terminal y el fragmento c-terminal con cargos formales adecuados, como se muestra en la figura 2b. Coloque la etiqueta de B4 en el fragmento N-terminal y coloque la etiqueta de Y5 en el fragmento del c-terminal. Calcular el valor de m/z de B4 sumando las masas nominales de los elementos de la estructura para producir un valor de 580 y coloque m/z 580 en el fragmento N-terminal. Calcular el valor de m/z de Y5 y m/z 685 en el fragmento del c-terminal.
    3. Calcular los valores de m/z para los ocho iones de B y todos los de ocho Y en iones y montarlos en una tabla, como se muestra en la tabla 1.
      Nota: Los valores de m/z de los fragmentos pueden calcularse usando un producto químico, software de dibujo.
    4. Abrir el espectro MS/MS grabado de la peptoid usando el software de revisión de datos acompañado con el instrumento. Establecer las preferencias de etiquetado a "Mostrar etiquetas de iones" y sello umbral al 3%. Esto genera un espectro MS/MS con los valores de m/z en los picos.
    5. La MS/MS datos espectrales como archivo de texto en el formato CSV reconstrucción el espectro utilizando software de procesamiento de datos y el formato de exportación. Colocar valores de m/z en las cumbres. El espectro MS/MS resultante se muestra en la figura 4.
      Nota: Algunos espectrómetros de masas están equipados con software de procesamiento de datos capaz para generar el espectro MS/MS. En este caso, exportar los datos espectrales MS/MS no es necesario.
    6. Asignar los valores de m/z aparece en el espectro MS/MS a las que se muestran en el cuadro 1 para identificar el correspondiente B - y Y-iones. Por ejemplo, el pico en el 580 de m/z se identifica como B4-ion y m/z 685 es identificado como el Y5-ion. Etiqueta los picos con los símbolos B y Y correspondientes en el espectro, como se muestra en la figura 4.

Resultados

La estructura de un peptoid 9-mer con la acetilación N-terminal, Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, se muestra en la figura 1. El peptoid fue sintetizado manualmente en un recipiente de la reacción de polipropileno sinterizado vía fase sólida. Pista amida resina (0,047 mmol, mg 84 con una carga de 0,56 mmol/g) es utilizado como soporte sólido para el peptoid con un amidated c-término. La cadena peptoid está construida por varios ciclos de la ...

Discusión

Un nonamer peptoid, Ac-Nae-(Npe-Nme)4-NH2, ha sido sintetizado mediante el protocolo presentado. El aparato de síntesis consiste en un recipiente de polipropileno jeringuilla-como en la reacción de fase sólida y un agitador mecánico. Los reactores están comercialmente disponibles y de bajo costo. Un agitador mecánico es un aparato común en laboratorios de química. Con el uso de un recipiente de reacción similar a la jeringa, soluciones pueden ser arrastradas y empujadas fuera de la nave mov...

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Los autores desean agradecer al Sr. Michael Connolly y Dr. Ronald Zuckermann (la fundición Molecular, laboratorio nacional Lawrence Berkeley) ayuda de la técnica en la síntesis de peptoid. Reconocemos el apoyo de la National Science Foundation (-1301505). Todos los experimentos de espectrometría de masas se llevaron a cabo en las instalaciones de espectrometría de masa química en la Universidad del Pacífico.

Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
ESI-triple quadrupole mass spectrometer, Varian 320LAgilent Technologies Inc.The mass spectrometer was acquired from Varian, Inc.
Varian MS workstation, Version 6.9.2, a data acquisition and data review softwareVarian Inc.The software is a part of the Varian 320L package
Burrell Scientific Wrist-action shaker, Model 75 DDFisher Scientific International Inc.14-400-126
Hermle Centrifuge, Model Z 206 AHermle Labortechnik GmbH
Solid phase reaction vessel, 10 mLTorviqSF-1000
Pressure caps for reaction vesselsTorviqPC-SF
Syringe filters, pore size 0.2 μmFisher Scientific Inc.03-391-3B
Syringe filters, pore size 0.45 μmFisher Scientific Inc.03-391-3A
Polypropylene centrifuge tuges, 50 mLVWR International, LLC.490001-626
Polypropylene centrifuge tuges, 15 mLVWR International, LLC.490001-620
ChemBioDraw, Ultra, Version 12.0CambridgeSoft CorporationCambridgeSoft is now part of PerkinElmer Inc.
Styrofoam cup, 12 OzCommon Supermarket
Rink amide resinChem-Impex International, Inc.10619
PiperidineChem-Impex International, Inc.02351Highly toxic
N, N’-diisopropylcarbodiimideChem-Impex International, Inc.00110Highly toxic
Bromoacetic acidChem-Impex International, Inc.26843Highly toxic
2-PhenylethylamineVWR International, LLC.EM8.07334.0250
2-MethyoxyethylamineSigma-Aldrich Co. LLC.241067
N-Boc-ethylenediamineVWR International, LLC.AAAL19947-06
Acetic anhydrideSigma-Aldrich Co. LLC.252845
N, N-dimethylformamideVWR International, LLC.BDH1117-4LGFurther distillation before use
N, N-diisopropylethylamineChem-Impex International, Inc.00141
TriisopropylsilaneChem-Impex International, Inc.01966
Trifluoroacetic acidChem-Impex International, Inc.00289Highly toxic
Millipore MILLI-Q Academic Water Purification SystemMillipore CorporationZMQP60001For generating HPLC grade water
HPLC-grade WaterProduced from Millipore MILLI-Q® Academic Water Purification System
MethanolPharmco-Aaper339USP/NFHPLC grade
AcetonitrileFisher Scientific International, Inc.A998-4HPLC grade
Diethyl etherVWR International, LLC.BDH1121-19LFurther distillation before use
DichloromethaneVWR International, LLC.BDH1113-19LFurther distillation before use
Nitrogen gasFresno Oxygen/Barnes SupplyNIT 50-C-FUltra high purity, 99.9995%
Argon gasFresno Oxygen/Barnes SupplyARG 50-C-FUltra high purity, 99.9995%

Referencias

  1. Sun, J., Zuckermann, R. N. Peptoid Polymers: A Highly Designable Bioinspired Material. ACS Nano. 7 (6), 4715-4732 (2013).
  2. Fowler, S. A., Blackwell, H. E. Structure-function relationships in peptoids: Recent advances toward deciphering the structural requirements for biological function. Org. Biomol. Chem. 7 (8), 1508-1524 (2009).
  3. Chongsiriwatana, N. P., Patch, J. A., Czyzewski, A. M., Dohm, M. T., Ivankin, A., Gidalevitz, D., Zuckermann, R. N., Barron, A. E. Peptoids that mimic the structure, function, and mechanism of helical antimicrobial peptides. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 105 (8), 2794-2799 (2008).
  4. Kruijtzer, J. A., Nijenhuis, W. A., Wanders, N., Gispen, W. H., Liskamp, R. M., Adan, R. A. Peptoid-Peptide Hybrids as Potent Novel Melanocortin Receptor. J. Med. Chem. 48 (13), 4224-4230 (2005).
  5. Liu, B., Alluri, P. G., Yu, P., Kodadek, T. A Potent Transactivation Domain Mimic with Activity in Living Cells. J. Am. Chem. Soc. 127 (23), 8254-8255 (2005).
  6. Patch, J. A., Barron, A. E. Helical Peptoid Mimics of Magainin-2 Amide. J. Am. Chem. Soc. 125 (40), 12092-12093 (2003).
  7. Ham, H. O., Park, S. H., Kurutz, J. W., Szleifer, I. G., Messersmith, P. B. Antifouling Glycocalyx-Mimetic Peptoids. J. Am. Chem. Soc. 135 (35), 13015-13022 (2013).
  8. Olivier, G. K., Cho, A., Sanii, B., Connolly, M. D., Tran, H., Zuckermann, R. N. Antibody-Mimetic Peptoid Nanosheets for Molecular Recognition. ACS Nano. 7 (10), 9276-9286 (2013).
  9. Olsen, C. A., Ziegler, H. L., Nielsen, H. M., Frimodt-Moeller, N., Jaroszewski, J. W., Franzyk, H. Antimicrobial, Hemolytic, and Cytotoxic Activities of β-Peptoid-Peptide Hybrid Oligomers: Improved Properties Compared to Natural AMPs. ChemBioChem. 11 (10), 1356-1360 (2010).
  10. Lutz, J. -. F., Ouchi, M., Liu, D. R., Sawamoto, M. Sequence-Controlled Polymers. Science. 341 (6146), 628 (2013).
  11. Altuntas, E., Schubert, U. S. "Polymeromics": Mass spectrometry based strategies in polymer science toward complete sequencing approaches: A review. Anal. Chim. Acta. 808, 56-69 (2014).
  12. Paulick, M. G., Hart, K. M., Brinner, K. M., Tjandra, M., Charych, D. H., Zuckermann, R. N. Cleavable Hydrophilic Linker for One-Bead-One-Compound Sequencing of Oligomer Libraries by Tandem Mass Spectrometry. J. Comb. Chem. 8 (3), 417-426 (2006).
  13. Thakkar, A., Cohen, A. S., Connolly, M. D., Zuckermann, R. N., Pei, D. High-Throughput Sequencing of Peptoids and Peptide-Peptoid Hybrids by Partial Edman Degradation and Mass Spectrometry. J. Comb. Chem. 11 (2), 294-302 (2009).
  14. Sarma, B. K., Kodadek, T. Submonomer Synthesis of A Hybrid Peptoid-Azapeptoid Library. ACS Comb Sci. 14 (10), 558-564 (2012).
  15. Li, X., Guo, L., Casiano-Maldonado, M., Zhang, D., Wesdemiotis, C. Top-Down Multidimensional Mass Spectrometry Methods for Synthetic Polymer Analysis. Macromolecules. 44 (12), 4555-4564 (2011).
  16. Figliozzi, G. M., Goldsmith, R., Ng, S. C., Banville, S. C., Zuckermann, R. N. Synthesis of N-substituted glycine peptoid libraries. Methods Enzymol. 267, 437-447 (1996).
  17. Zuckermann, R. N., Kerr, J. M., Kent, S. B. H., Moos, W. H. Efficient method for the preparation of peptoids [oligo(N-substituted glycines)] by submonomer solid-phase synthesis. J. Am. Chem. Soc. 114 (26), 10646-10647 (1992).
  18. Utku, Y., Rohatgi, A., Yoo, B., Kirshenbaum, K., Zuckermann, R. N., Pohl, N. L. Rapid Multistep Synthesis of a Bioactive Peptidomimetic Oligomer for the Undergraduate Laboratory. J. Chem. Educ. 87 (6), 637-639 (2010).
  19. Tran, H., Gael, S. L., Connolly, M. D., Zuckermann, R. N. Solid-phase submonomer synthesis of peptoid Polymers and their self-assembly into highly-ordered nanosheets. J. Visualized Exp. (57), e3373 (2011).
  20. Bolt, H. L., Cobb, S. L., Denny, P. W. An Efficient Method for the Synthesis of Peptoids with Mixed Lysine-type/Arginine-type Monomers and Evaluation of Their Anti-leishmanial Activity. J Vis Exp. (117), (2016).
  21. Morishetti, K. K., Russell, S. C., Zhao, X., Robinson, D. B., Ren, J. Tandem mass spectrometry studies of protonated and alkali metalated peptoids: Enhanced sequence coverage by metal cation addition. Int. J. Mass Spectrom. 308 (1), 98-108 (2011).
  22. Bogdanov, B., Zhao, X., Robinson, D. B., Ren, J. Electron Capture Dissociation Studies of the Fragmentation Patterns of Doubly Protonated and Mixed Protonated-Sodiated Peptoids. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 25 (7), 1202-1216 (2014).
  23. Ren, J., Tian, Y., Hossain, E., Connolly, M. D. Fragmentation Patterns and Mechanisms of Singly and Doubly Protonated Peptoids Studied by Collision Induced Dissociation. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 27 (4), 646-661 (2016).

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