Localización de factor de una sola célula en cromatina utilizando escisión de entrada ultra baja bajo objetivos y liberación con nucleasa

Resumen

CUT&RUN y sus variantes se pueden utilizar para determinar la ocupación de proteínas en la cromatina. Este protocolo describe cómo determinar la localización de proteínas en la cromatina utilizando uliCUT&RUN unicelular.

Resumen

Determinar las ubicaciones de unión de una proteína en la cromatina es esencial para comprender su función y los posibles objetivos reguladores. La inmunoprecipitación de cromatina (ChIP) ha sido el estándar de oro para determinar la localización de proteínas durante más de 30 años y se define por el uso de un anticuerpo para extraer la proteína de interés de la cromatina sonicada o digerida enzimáticamente. Más recientemente, las técnicas de anclaje de anticuerpos se han vuelto populares para evaluar la localización de proteínas en la cromatina debido a su mayor sensibilidad. Cleavage Under Targets & Release Under Nuclease (CUT&RUN) es el derivado de todo el genoma del inmunoaprestigio de cromatina (ChIC) y utiliza la proteína A recombinante unida a la nucleasa microcócica (pA-MNasa) para identificar la región constante IgG del anticuerpo dirigida a una proteína de interés, lo que permite la escisión específica del sitio del ADN que flanquea la proteína de interés. CUT&RUN se puede utilizar para perfilar modificaciones de histonas, factores de transcripción y otras proteínas de unión a la cromatina, como los factores de remodelación de nucleosomas. Es importante destacar que CUT&RUN se puede utilizar para evaluar la localización de proteínas asociadas eucromáticas o heterocromáticas y modificaciones de histonas. Por estas razones, CUT&RUN es un método potente para determinar los perfiles de unión de una amplia gama de proteínas. Recientemente, CUT&RUN ha sido optimizado para el perfil del factor de transcripción en poblaciones bajas de células y células individuales y el protocolo optimizado se ha denominado CUT&RUN de entrada ultra baja (uliCUT&RUN). Aquí, se presenta un protocolo detallado para el perfil de factor de una sola celda utilizando uliCUT& RUN en un formato manual de 96 pocillos.

Introducción

Muchas proteínas nucleares funcionan interactuando con la cromatina para promover o prevenir actividades basadas en plantillas de ADN. Para determinar la función de estas proteínas que interactúan con la cromatina, es importante identificar las ubicaciones genómicas en las que se unen estas proteínas. Desde su desarrollo en 1985, la inmunoprecipitación de cromatina (ChIP) ha sido el estándar de oro para identificar dónde se une una proteína a la cromatina ^1,2. La técnica chIP tradicional tiene el siguiente flujo de trabajo básico: las células se cosechan y se reticulan (generalmente con formaldehído), la cromatina se corta (generalmente con métodos de sonicación severos, lo que requiere reticulación), la proteína de interés se inmunoprecipita utilizando un anticuerpo que se dirige a la proteína (o proteína marcada) seguido de un anticuerpo secundario (acoplado a agarosa o perlas magnéticas), la reticulación se invierte, la proteína y el ARN se digieren para purificar el ADN, y este ADN enriquecido con ChIP se utiliza como plantilla para el análisis (utilizando sondas radiomarcadas ^1,2, qPCR³, microarrays ^5,6 o secuenciación⁴). Con el advenimiento de los microarrays y la secuenciación profunda masivamente paralela, ChIP-chip ^5,6 y ChIP-seq⁴ se han desarrollado más recientemente y permiten la identificación de todo el genoma de la localización de proteínas en la cromatina. La reticulación ChIP ha sido una técnica potente y fiable desde su advenimiento con importantes avances en resolución por ChIP-exo⁷ y ChIP-nexus⁸. En paralelo al desarrollo de ChIP-seq, se han establecido protocolos nativos (no reticulación) para ChIP (N-ChIP), que utilizan la digestión de nucleasas (a menudo utilizando nucleasa microcócica o MNasa) para fragmentar la cromatina, a diferencia de la sonicación realizada en las técnicas tradicionales de ChIP de reticulación⁹. Sin embargo, un inconveniente importante de las tecnologías de reticulación ChIP y N-ChIP ha sido el requisito de un alto número de células debido al bajo rendimiento de ADN después de la manipulación experimental. Por lo tanto, en años más recientes, muchos esfuerzos se han centrado en optimizar las tecnologías ChIP para la entrada de células bajas. Estos esfuerzos han dado lugar al desarrollo de muchas tecnologías poderosas basadas en ChIP que varían en su aplicabilidad y requisitos de insumos 10,11,12,13,14,15,16,17,18. Sin embargo, han faltado tecnologías basadas en ChIP-seq de una sola célula, especialmente para las proteínas no histonas.

En 2004, se desarrolló una tecnología alternativa para determinar la ocupación de proteínas en la cromatina denominada Escisión Endógena de Cromatina (ChEC) e Inmunoapalamento de Cromatina (ChIC)¹⁹. Estas técnicas de locus único utilizan una fusión de MNasa a la proteína de interés (ChEC) o a la proteína A (ChIC) para el corte directo del ADN adyacente a la proteína de interés. En años más recientes, tanto ChEC como ChIC se han optimizado para el perfil de proteínas de todo el genoma en la cromatina (ChEC-seq y CUT&RUN, respectivamente)^20,21. Si bien ChEC-seq es una técnica poderosa para determinar la localización de factores, requiere el desarrollo de proteínas de fusión de MNasa para cada objetivo, mientras que ChIC y su variación de todo el genoma, CUT&RUN, se basan en un anticuerpo dirigido hacia la proteína de interés (como con ChIP) y la proteína A-MNasa recombinante, donde la proteína A puede reconocer la región constante IgG del anticuerpo. Como alternativa, se ha desarrollado una fusión proteína A/proteína G-MNasa (pA/G-MNasa) que puede reconocer una gama más amplia de regiones constantes de anticuerpos²². CUT&RUN se ha convertido rápidamente en una alternativa popular a ChIP-seq para determinar la localización de proteínas en todo el genoma de la cromatina.

La entrada ultrabaja CUT&RUN (uliCUT&RUN), una variación de CUT&RUN que permite el uso de entradas bajas y de una sola celda, se describió en 2019²³. Aquí, se describe la metodología para una aplicación manual de una sola celda en formato de 96 pocillos. Es importante destacar que desde el desarrollo de uliCUT&RUN, se han desarrollado dos alternativas para el perfilado de histonas, CUT&Tag e iACT-seq, proporcionando perfiles robustos y altamente paralelos de proteínas histonas^24,25. Además, scCUT&Tag ha sido optimizado para perfilar múltiples factores en una sola célula (multiCUT&Tag) y para su aplicación a proteínas no histonas²⁶. Juntos, CUT&RUN proporciona una alternativa atractiva a ChIP-seq de baja entrada donde uliCUT&RUN se puede realizar en cualquier laboratorio de biología molecular que tenga acceso a un clasificador celular y equipo estándar.

Protocolo

Declaración de ética: Todos los estudios fueron aprobados por la Oficina Institucional de Bioseguridad de Protecciones de Investigación de la Universidad de Pittsburgh.

1. Prepara cuentas magnéticas

NOTA: Realice antes de la clasificación de celdas y mantenga el hielo hasta su uso.

1. Pipetear 30 μL de microesferas paramagnéticas conjugadas con ConA mezcla de lodo de perlas por reacción a un tubo de microfuge fresco de 1,5 ml y agregar 850 μL de binding buffer, pipeteando suavemente para mezclar.
   NOTA: Las microesferas paramagnéticas conjugadas con A son perlas magnéticas recubiertas de lectina que permiten la unión a la membrana lipídica.
2. Coloque el tubo en una rejilla magnética y permita que las perlas se imanten durante 1-2 minutos. Una vez que el sobrenadante se haya despejado, retire y deseche el sobrenadante sin molestar las cuentas.
3. Retire el tubo de la rejilla magnética y lave las perlas resuspiendo en 1 ml de binding buffer.
4. Repita los pasos 1.2 y 1.3.
5. Magnetizar las perlas durante 2 min y retirar el sobrenadante para desecharlo.
6. Retire el tubo de la rejilla magnética y vuelva a suspender las perlas en 30 μL de binding buffer por reacción.
7. Sostenga la mezcla de cuentas lavadas sobre hielo hasta que se clasifiquen las células.

2. Células de cosecha

NOTA: Este paso está escrito para células adheridas y optimizado para células madre embrionarias murinas E14. El cultivo y la cosecha de las células dependen del tipo de célula.

1. Retire las células de la incubadora de 37 °C y examínelas bajo un microscopio para asegurar la calidad.
2. Aspire el medio de la placa celular y enjuague con 5 ml de 1x PBS.
3. Aspire PBS de la placa y recolecte las células (utilizando métodos tradicionales de recolección de células que diferirán según el tipo de célula). Obtenga la suspensión unicelular canalizando suavemente hacia arriba y hacia abajo con una pipeta serológica contra el plato de cultivo, si es necesario.
4. Transfiera la suspensión celular a un tubo cónico de 15 ml y gire hacia abajo a 200 x g durante 5 min.
5. Aspirar fuera del medio para desechar y lavar el pellet celular con 5 mL de PBS + 1% FBS.
6. Gire hacia abajo las células a 200 x g durante 5 min, deseche el sobrenadante y vuelva a suspender el pellet celular en 5 ml de PBS + 1% FBS.
7. Cuente las células y transfiera 1 ml de 1 x 10⁶ células a un tubo de microfuge fresco de 1,5 ml.
8. Agregue 5 μL de 7-amino-actinomicina D (7-AAD), invierta el tubo bien para mezclar y luego aplique la muestra al clasificador celular para clasificar células individuales vivas en pocillos individuales de una placa de 96 pocillos.
   NOTA: El colorante 7-AAD está excluido de las células vivas y, por lo tanto, se puede utilizar en la clasificación de células vivas.

3. Clasificación celular y lisis

1. Prepare una placa de 96 pocillos compatible con el clasificador de celdas con 100 μL de tampón de extracción nuclear (NE) en cada pozo antes de la clasificación de celdas.
2. Clasifique las celdas en placas de 96 pocillos siguiendo las instrucciones del fabricante.
3. Haga girar rápidamente la placa (600 x g durante 30 s) para asegurarse de que las células estén en el tampón dentro de los pozos.
   NOTA: Vale la pena probar en un experimento preliminar si las células que se utilizan se llevan de manera confiable al fondo de los pozos.
4. Mantenga las muestras en hielo durante 15 minutos.
5. Gire las muestras a 600 x g durante 5 min a 4 °C y pipetee cuidadosamente para eliminar el sobrenadante (dejando atrás 5 μL).
6. Resuspender cada muestra en 55 μL de tampón NE y añadir 30 μL de las microesferas paramagnéticas conjugadas con ConA prelavadas (a partir del paso 1.7; en Binding Buffer) a cada reacción.
7. Incubar a temperatura ambiente durante 10 min.

4. Muestras prebloqueadas para prevenir la digestión temprana por MNasa

1. Coloque la placa en un estante magnético de 96 pocillos, permita que las perlas se unan durante un mínimo de 5 minutos y luego retire y deseche el sobrenadante.
2. Agregue 100 μL de buffer de bloqueo a las perlas unidas al núcleo y mezcle con pipeteo suave.
3. Incubar durante 5 min a temperatura ambiente.

5. Adición de anticuerpos primarios

1. Coloque la placa en un bastidor magnético de 96 pocillos, deje que el sobrenadante se despeje durante un mínimo de 5 minutos y luego retire y deseche el sobrenadante sin molestar las perlas.
2. Retire la placa de la rejilla magnética y vuelva a suspender las perlas en 100 μL de wash buffer por reacción con un pipeteo suave.
3. Vuelva a colocar la placa en el bastidor magnético de 96 pocillos, permita que el sobrenadante se despeje y luego retire y deseche el sobrenadante.
4. Resuspend las perlas en 25 μL de Wash Buffer por reacción con pipeteo suave.
5. Haga una mezcla maestra de anticuerpos primarios: 25 μL de Wash Buffer + 0,5 μL de anticuerpo por reacción.
6. Mientras vórtice suavemente las perlas unidas a los núcleos, agregue 25 μL de la mezcla maestra de anticuerpos primarios a cada muestra que se esté tratando con un anticuerpo dirigido a la proteína de interés (típicamente dilución final 1:100). Añadir 25 μL de Wash Buffer sin anticuerpos, si se realiza un control.
7. Incubar durante 1 h a temperatura ambiente.
8. Coloque las muestras en un bastidor magnético de 96 pocillos, deje que el sobrenadante se despeje durante un mínimo de 5 minutos y luego retire y deseche el sobrenadante sin molestar las perlas.
9. Retire la placa de la rejilla magnética y lave las perlas con 100 μL de Wash Buffer, resuspiendo por pipeteo.

6. Adición de pA-MNasa o pA/G-MNasa

NOTA: La proteína A tiene una alta afinidad por las moléculas de IgG de ciertas especies, como los conejos, pero no es adecuada para las IgG de otras especies, como ratones o ratas. Alternativamente, se puede utilizar la proteína A /G-MNasa. Este híbrido se une a igG de conejo, ratón y rata, evitando la necesidad de anticuerpos secundarios cuando se utilizan anticuerpos primarios de ratón o rata.

1. Coloque la placa de nuevo en un estante magnético de 96 pocillos, deje que el sobrenadante se despeje durante un mínimo de 5 minutos y luego retire y deseche el sobrenadante sin molestar las perlas.
2. Retire la placa de la rejilla magnética y vuelva a suspender cada muestra en 25 μL de wash buffer.
3. Haga una mezcla maestra de pA-MNasa (25 μL de Wash Buffer + cantidad optimizada de pA-MNasa por reacción).
4. Mientras vórtice suavemente, agregue 25 μL de la mezcla maestra pA-MNasa a cada muestra, incluidas las muestras de control.
   NOTA: La concentración de pA-MNasa varía según la preparación, si es casera, y debe probarse antes de su uso en cada purificación independiente. Para la pA/G-MNasa, se deben utilizar 2,5 μL de la culata 20x.
5. Incubar las muestras durante 30 min a temperatura ambiente.
6. Coloque la placa en un bastidor magnético de 96 pocillos, deje que el sobrenadante se despeje durante un mínimo de 5 minutos y luego retire y deseche el sobrenadante sin molestar las perlas.
7. Retire la placa de la rejilla magnética y lave las perlas con 100 μL de Wash Buffer, resuspiendo mediante pipeteo suave.

7. Digestión dirigida del ADN

1. Coloque la placa en un estante magnético de 96 pocillos, deje que el sobrenadante se despeje durante un mínimo de 5 minutos y luego retire y deseche el sobrenadante.
2. Retire las muestras del bastidor magnético y vuelva a suspender las perlas en 50 μL de Wash Buffer mediante pipeteo suave.
3. Equilibre las muestras a 0 °C en una mezcla de hielo y agua durante 5 min.
4. Retire las muestras del baño de hielo/agua a 0 °C y agregue 1 μL de CaCl₂ de 100 mM utilizando una pipeta multicanal. Mezcle bien (3-5 veces) con pipeteo suave utilizando una pipeta multicanal de mayor volumen, y luego devuelva las muestras a 0 ° C.
   NOTA: Mezclar bien aquí es esencial. Se añade CaCl₂ para activar la digestión de la MNasa del ADN que flanquea la proteína de interés.
5. Inicie un temporizador de 10 minutos tan pronto como la placa vuelva al baño de hielo / agua.
6. Detenga la reacción canalizando 50 μL de 2XRSTOP+ Buffer en cada pozo, en el mismo orden en que se agregó el CaCl₂ .
   NOTA: Haga 2XRSTOP + Buffer antes de que termine la digestión de 10 minutos para evitar la digestión excesiva.

8. Fraccionamiento de muestras

1. Incubar las muestras durante 20 min a 37 °C.
2. Girar la placa a 16.000 x g durante 5 min a 4 °C.
3. Coloque la placa en un estante magnético de 96 pocillos, permita que el sobrenadante se despeje durante un mínimo de 5 minutos y transfiera los sobrenadantes a una placa fresca de 96 pocillos. Descarta las cuentas.

9. Extracción de ADN

1. Añadir 1 μL de dodecil sulfato de sodio al 10% (SDS) y 0,83 μL de 20 mg/ml de proteinasa K a cada muestra.
   PRECAUCIÓN: El polvo de SDS es dañino si se inhala. Los usuarios deben usar en espacios bien ventilados usando gafas, guantes y un respirador de grado N95, manejando con cuidado.
2. Mezclar las muestras mediante pipeteo suave.
3. Incubar las muestras durante 10 min a 70 °C.
4. Devolver la placa a temperatura ambiente y añadir 46,6 μL de 5 M de NaCl y 90 μL de 50% de PEG 4000. Mezclar mediante pipeteo suave.
5. Añadir 33 μL de perlas de poliestireno-magnetita a cada muestra e incubar durante 10 min a temperatura ambiente.
   NOTA: Asegúrese de llevar las perlas de poliestireno-magnetita a temperatura ambiente (~ 30 min) y mezcle bien antes de usar.
6. Coloque la placa en un estante magnético y deje que el sobrenadante se despeje durante ~ 5 minutos, y luego deseche cuidadosamente el sobrenadante sin molestar las cuentas.
7. Enjuague 2x con 150 μL de etanol al 80% sin molestar las perlas.
   PRECAUCIÓN: El etanol es altamente inflamable y causa irritación de la piel, los ojos y los pulmones. Realice este paso con la ropa de laboratorio adecuada y en una capucha ventilada.
8. Gire la placa brevemente a 1000 x g durante 30 s. Vuelva a colocar la placa en un bastidor magnético de 96 pocillos y retire todo el EtOH residual sin molestar las perlas.
9. Seque al aire las muestras durante ~ 2-5 min.
   NOTA: No seque las perlas por más de 5 minutos. Si es diligente en la eliminación del EtOH, 2-3 minutos de secado son suficientes.
10. Resuspendir las perlas con 37,5 μL de 10 mM Tris-HCl (pH 8) e incubar durante 5 min a temperatura ambiente.
11. Coloque la placa en un estante magnético y deje que las cuentas se unan durante 5 minutos.
12. Transfiera 36,5 μL del sobrenadante a una placa de 96 pocillos compatible con termociclador fresco. Descarta las cuentas.
    NOTA: El experimento se puede detener aquí almacenando muestras a -20 °C o puede continuar con la compilación de la biblioteca (pasos 10-15).

10. Reparación final, fosforilación, adenilación

NOTA: Los reactivos se obtienen como se hace referencia en la Tabla de Materiales. El siguiente protocolo sigue un método similar al kit comercial como el kit NEBNext Ultra DNA II.

1. Diluir 5 U/μL de ADN polimerasa T4 1:20 en 1 tampón de ADN ligasa T4.
2. Preparar una mezcla maestra de reparación final/3'A: 2 μL de tampón de la ligasa de ADN T4 10x, 2,5 μL de dNTP de 10 mM, 1,25 μL de ATP de 10 mM, 3,13 μL de PEG 4000 al 40%, 0,63 μL de 10 U/μL T4 PNK, 0,5 μL de ADN polimerasa T4 diluida, 0,5 μL de ADN polimerasa Taq 5U/μL, con un volumen total de 13,5 μL por reacción.
   NOTA: Asegúrese de llevar el 40% de PEG 4000 a temperatura ambiente antes de pipetear.
3. Añadir 13,5 μL de mezcla maestra de reparación final/3'A a 36,5 μL de ADN.
4. Mezcle la reacción por vórtice rápido y luego un giro rápido (500 x g durante 10 s).
5. Incubar utilizando las siguientes condiciones de reacción en un termociclador preenfriado con una tapa calentada para temperaturas >20 °C. Utilice las condiciones de reacción: 12 °C durante 15 min, 37 °C durante 15 min, 72 °C durante 20 min, mantener a 4 °C.

11. Ligadura del adaptador

NOTA: Mantenga las muestras en hielo mientras configura la siguiente reacción. Permita que el tampón de ligasa llegue a temperatura ambiente antes de pipetear. Diluir el adaptador (ver Tabla de Materiales) en una solución de 10 mM Tris-HCl que contenga 10 mM NaCl (pH 7.5). Debido al bajo rendimiento, no precuantifique el ADN enriquecido con CUT&RUN. Más bien, genere diluciones de 25 veces del adaptador, utilizando una concentración final del adaptador de trabajo de 0,6 μM.

1. Haga una mezcla maestra de ligadura: 55 μL de tampón de ligasa (2x), 5 μL de ADN ligasa T4 y 5 μL de adaptador diluido, con un volumen total de 65 μL por reacción.
2. Añadir 65 μL de la mezcla de ligadura maestra a 50 μL de ADN a partir del paso 10.5.
3. Mezclar por vórtice rápido, seguido de hilado rápido (500 x g durante 10 s).
4. Incubar a 20 °C en un termociclador (sin tapa calefactada) durante 15 min.
   NOTA: Continúe inmediatamente con el siguiente paso.

12. Digestión del USUARIO

1. Agregue 3 μL de enzima USER a cada muestra, vórtice y espín (500 x g durante 10 s).
2. Incubar en termociclador a 37 °C durante 15 min (tapa calentada a 50 °C).

13. Limpieza de perlas de poliestireno-magnetita después de la reacción de ligadura

NOTA: Permita que las perlas de poliestireno-magnetita se equilibren a temperatura ambiente (~ 30 min). Vórtice para homogeneizar la solución de perlas antes de usarla. Realice los siguientes pasos a temperatura ambiente.

1. Añadir 39 μL (0,33x) de solución de perlas de poliestireno-magnetita a cada pocillo que contenga ADN ligado por adaptador.
2. Mezcle bien mediante pipeteo y luego incube las muestras a temperatura ambiente durante 15 minutos para permitir que el ADN se una a las cuentas.
3. Coloque las muestras en un estante magnético de 96 pocillos e incube durante 5 minutos hasta que el sobrenadante esté despejado.
4. Mantenga la placa en la rejilla magnética y retire y deseche cuidadosamente el sobrenadante sin molestar las perlas.
5. Enjuague las perlas con 200 μL de 80% etOH sin molestar las perlas.
6. Incubar durante 30 s en un bastidor magnético de 96 pocillos para permitir que la solución se despeje.
7. Retire y deseche el sobrenadante sin molestar las cuentas.
8. Repita los pasos 13.5-13.7 para un total de dos lavados.
9. Gire la placa brevemente a 500 x g durante 10 s, vuelva a colocar la placa en un bastidor magnético de 96 pocillos y elimine el EtOH residual sin molestar las perlas.
10. Mantenga la placa en el estante magnético y seque al aire las muestras durante 2 minutos.
    NOTA: No seque en exceso las cuentas.
11. Retire la placa del bastidor magnético y vuelva a suspender las perlas en 28,5 μL de 10 mM Tris-HCl (pH 8).
    PRECAUCIÓN: El ácido clorhídrico es muy corrosivo. Los usuarios deben manejarlo con cuidado en una capucha de humo químico usando gafas, guantes y una bata de laboratorio.
12. Resuspenda completamente las cuentas mediante pipeteo, teniendo cuidado de no producir burbujas.
13. Incubar durante 5 min a temperatura ambiente.
14. Coloque la placa en un estante magnético de 96 pocillos y deje que la solución se despeje durante 5 minutos.
15. Transfiera 27,5 μL de sobrenadante a una nueva placa de PCR y deseche las perlas.

14. Enriquecimiento de la biblioteca

NOTA: Los cebadores se diluyen con la misma solución que el adaptador. Para esta construcción de biblioteca, utilice una concentración final de imprimación de trabajo de 0,6 μM.

1. Añadir 5 μL de imprimación indexada diluida (ver Tabla de Materiales) a cada muestra.
   NOTA: Cada muestra necesita un índice diferente para ser identificado después de la secuenciación.
2. Preparar una mezcla maestra de PCR: 10 μL de tampón de PCR de alta fidelidad 5x, 1,5 μL de dNTP de 10 mM, 5 μL de imprimación universal diluida, 1 μL de polimerasa de alta fidelidad de inicio en caliente de 1 U, con un volumen total de mezcla maestra de 17,5 μL por muestra.
3. Añadir 17,5 μL pf mezcla de PCR a 32,5 μL de ADN ligado por adaptador purificado (en este volumen se incluyen 5 μL de imprimación indexada).
4. Mezclar la solución mediante pipeteo.
5. Incubar en un termociclador utilizando las siguientes condiciones de reacción con una velocidad de rampa máxima de 3 °C/s: 98 °C durante 45 s, 98 °C durante 45 s, 60 °C durante 10 s, repetir el segundo y tercer paso 21 veces, 72 °C durante 1 min, mantener a 4 °C.
   NOTA: Las muestras se pueden mantener a 4 °C para almacenamiento a corto plazo o -20 °C para almacenamiento a largo plazo.

15. Limpieza de cuentas de poliestireno-magnetita

1. Añadir 60 μL (1,2x) de perlas de poliestireno-magnetita a cada muestra.
2. Resuspend las perlas mediante pipeteo e incuba durante 15 min a temperatura ambiente.
3. Coloque la placa en una rejilla magnética durante 5 minutos hasta que la solución esté clara.
4. Deseche el sobrenadante y enjuague las perlas con 200 μL de 80% etOH sin molestar las perlas.
5. Repita el paso de lavado para un total de dos lavados al 80% de EtOH.
6. Gire la placa a 500 x g durante 10 s, coloque la placa en un estante magnético de 96 pocillos y permita que las cuentas se unan durante 5 minutos.
7. Pipeta para eliminar el exceso de EtOH sin molestar las perlas y dejar que las perlas se sequen al aire durante 2 min.
   NOTA: No seque en exceso las cuentas.
8. Resuspend las perlas en 21 μL de agua libre de nucleasa e incubar durante 5 min a temperatura ambiente.
9. Coloque la placa en un estante magnético y deje que la solución se despeje durante 5 minutos.
10. Transfiera 20 μL del sobrenadante a una nueva placa.
    NOTA: El experimento se puede detener aquí almacenando la muestra a -20 °C.
11. Cuantificar las concentraciones de la biblioteca con un fluorómetro (ver Tabla de Materiales), utilizando un reactivo 1x HS.
12. Si la concentración lo permite, ejecute 30 ng de muestra en gel de agarosa al 1,5% con una escalera de bajo peso molecular para visualizar. Alternativamente, visualice en un analizador de fragmentos o instrumento relacionado.
13. Bibliotecas de secuencias en una plataforma Illumina para obtener ~50,000-100,000 lecturas mapeadas de forma única.

Resultados

Aquí, se presenta un protocolo detallado para el perfil de proteínas unicelulares en cromatina utilizando un formato manual de 96 pocillos uliCUT&RUN. Si bien los resultados variarán según la proteína que se perfila (debido a la abundancia de proteínas y la calidad de los anticuerpos), el tipo de célula y otros factores contribuyentes, los resultados anticipados para esta técnica se discuten aquí. La calidad celular (apariencia celular y porcentaje de células viables) y la clasificación de una sola célula deb...

Discusión

CUT&RUN es un protocolo eficaz para determinar la localización de proteínas en la cromatina. Tiene muchas ventajas en relación con otros protocolos, que incluyen: 1) alta relación señal-ruido, 2) protocolo rápido y 3) baja cobertura de lectura de secuenciación requerida, lo que lleva a ahorros de costos. El uso de proteína A o proteína A/G-MNasa permite aplicar CUT&RUN con cualquier anticuerpo disponible; por lo tanto, tiene el potencial de perfilar rápida y fácilmente muchas proteínas. Sin embargo, la adapta...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
1.5 mL clear microfuge tubes	ThermoFisher Scientific	90410
1.5 mL tube magnetic rack	ThermoFisher Scientific	12321D
1.5 mL tube-compatible cold centrifuge	Eppendorf	5404000537
10 cm sterile tissue culture plates	ThermoFisher Scientific	150464
10X T4 DNA Ligase buffer	New England Biolabs	B0202S
15 mL conical tubes	VWR	89039-656
1X TE buffer	ThermoFisher Scientific	12090015
200 µL PCR tubes	Eppendorf	951010022
2X quick ligase buffer	New England Biolabs	M2200	Ligase Buffer
5X KAPA HiFi buffer	Roche	7958889001	5X high fidelity PCR buffer
7-Amino-Actinomycin D (7-AAD)	Fisher Scientific	BDB559925
96-well magnetic rack	ThermoFisher Scientific	12027 or 12331D
96-well plate	VWR	82006-636
AMPure XP beads	Beckman Coulter	A63881	polystyrene-magnetite beads; Due to potential variability between AMPure XP bead lots, it is recommended that your AMPure bead solution be calibrated. See manufacturer’s instructions
Antibody to protein of interest	varies
ATP	ThermoFisher Scientific	R0441
BioMag Plus Concanavalin A beads	Polysciences	86057-10	ConA-conjugated paramagnetic microspheres
BSA
Calcium Chloride (CaCl2)	Fisher Scientific	AAJ62905AP
Cell sorter	BD FACSAria II cell sorter		Requires training
Cell-specific media for cell culture	Varies
Chloroform	ThermoFisher Scientific	C298-500	Chloroform is a skin irritant and harmful if swallowed; handle in a chemical fume hood using gloves, a lab coat, and goggles
Computer with 64-bit processer and access to a super computing cluster			For computational analyses of resulting sequencing datasets
DNA spin columns	Epoch Life Sciences	1920-250
dNTP set	New England Biolabs	N0446S
EGTA	Sigma Aldrich	E3889
Electrophoresis equipment	varies
Ethanol	Fisher Scientific	22032601	100% vol/vol ethanol is highly flammable; handle in a chemical fume hood using gloves, a lab coat, and goggles
Ethylenediaminetetraacetic acid  (EDTA)	Fisher Scientific	BP2482100
FBS	Sigma Aldrich	F2442
Glycerol	Fisher Scientific	BP229-1
Glycogen	VWR	97063-256
HEPES	Fisher Scientific	BP310-500
Heterologous S. cerevisiae DNA spike-in	homemade		Prepared from crosslinked, MNase-digested, and agarose gel extracted genomic DNA purified of protein/RNA and diluted to 10 ng/mL. We recommend yeast genomic DNA, but other organisms can be used if needed.
Hydrochloric Acid  (HCl)	Fisher Scientific	A144-212	Hydrochloric Acid is very corrosive; handle in a chemical fume hood using gloves, a lab coat, and goggles
Ice Bucket	varies
Illumina Sequencing platform (e.g., NextSeq500)	Illumina
Incubator with temperature and atmosphere control	ThermoFisher Scientific	51030284
KAPA HotStart HiFi DNA Polymerase with 5X KAPA HiFi buffer	Roche	7958889001	hotstart high fidelity polymerase
Laminar flow hood	Bakery Company	SG404
Manganese Chloride (MnCl2)	Sigma Aldrich	244589
Micropipette set	Rainin	30386597
Minifuge	Benchmark Scientific	C1012
NEB Adaptor	New England Biolabs	E6612AVIAL	Adaptor
NEB Universal primer	New England Biolabs	E6611AVIAL	Universal Primer
NEBNext Multiplex Oligos for Illumina kit	New England Biolabs	E7335S/L, E7500S/L, E7710S/L, E7730S/L	Indexed Primers
Negative control antibody	Antibodies-Online	ABIN101961
Nuclease Free water	New England Biolabs	B1500S
PCR thermocycler	Eppendorf	2231000666
Phase lock tubes	Qiagen	129046
Phenol/Chloroform/Isoamyl Alcohol (PCI)	ThermoFisher Scientific	15593049	Phenol is harmful if swallowed or upon skin contact; handle in a chemical fume hood using gloves, a lab coat, and goggles
Phsophate buffered saline (PBS)	ThermoFisher Scientific	10814010
Pipette aid	Drummond Scientific	# 4-000-100
Polyethylene glycol (PEG) 4000	VWR	A16151
Potassium Chloride (KCl)	Sigma Aldrich	P3911
Potassium Hydroxide (KOH)	Fisher Scientific	P250-1	CAUTION KOH is an eye/skin irritant as a solid and corrosive in solution. Handle in a chemical fume hood using gloves, a lab coat, and goggles
Protease Inhibitors	ThermoFisher Scientific	78430
ProteinA/G-MNase	Epicypher	15-1016	pA/G-MNase
ProteinA-MNase, purified from pK19pA-MN	Addgene	86973
Proteinase K	New England Biolabs	P8107S
Qubit 1X dsDNA HS Assay Kit	ThermoFisher Scientific	Q33230
Qubit Assay tubes	ThermoFisher Scientific	Q32856
Qubit Fluorometer	ThermoFisher Scientific	Q33238
Quick Ligase with 2X Quick Ligase buffer	New England Biolabs	M2200S
RNase A	New England Biolabs	T3010
Sodium Acetate  (NaOAc)	ThermoFisher Scientific	BP333-500
Sodium Chloride (NaCl)	Sigma Aldrich	S5150-1L
Sodium dodecyl sulfate (SDS)	ThermoFisher Scientific	BP166-500	SDS is poisonous if inhaled; handle with care in well ventilated spaces using gloves, eye protection, and an N95-grade respirator when handling
Sodium Hydroxide (NaOH)	Fisher Scientific	S318-1	NaOH is an eye/skin irritant as a solid and corrosive in solution. Handle in a chemical fume hood using gloves, a lab coat, and goggles
Spermidine	Sigma Aldrich	S2626
Standard Inverted Light Microscope	Leica	11526213
Standard lab agarose gel materials	Varies
Standard lab materials such as serological pipettes and pipette tips	Varies
T4 DNA Ligase	New England Biolabs	M0202S
T4 DNA Polymerase	New England Biolabs	M0203S
T4 PNK	New England Biolabs	M0201S
Tabletop vortexer	Fisher Scientific	2215414
Taq DNA Polymerase	New England Biolabs	M0273S
Thermomixer	Eppendorf	5384000020	Alternatively, can use a waterbath
Tris base	Fisher Scientific	BP152-5
Triton X-100	Sigma Aldrich	9002-93-1	Triton X-100 is hazardous; use a lab coat, gloves, and goggles when handling
Trypsin	Fisher Scientific	MT25052
Tube rotator	VWR	10136084
USER enzyme	New England Biolabs	M5505S