Trasplante de hígado porcino sin bypass venovenoso como modelo de donante de criterios extendidos

Resumen

En este protocolo, se describe un modelo de trasplante hepático ortotópico porcino después del almacenamiento estático en frío de órganos de donantes durante 20 h sin el uso de un bypass venovenoso durante el injerto. El enfoque utiliza una técnica quirúrgica simplificada con minimización de la fase anhepática y un sofisticado manejo del volumen y vasopresores.

Resumen

El trasplante de hígado se considera el estándar de oro para el tratamiento de una variedad de enfermedades hepáticas fatales. Sin embargo, los problemas no resueltos de la falla crónica del injerto, la escasez continua de donantes de órganos y el mayor uso de injertos marginales requieren la mejora de los conceptos actuales, como la implementación de la perfusión de la máquina de órganos. Para evaluar nuevos métodos de reacondicionamiento y modulación del injerto, se requieren modelos traslacionales. Con respecto a las similitudes anatómicas y fisiológicas con los humanos y los avances recientes en el campo del xenotrasplante, los cerdos se han convertido en la principal especie animal grande utilizada en los modelos de trasplante. Después de la introducción inicial de un modelo de trasplante hepático ortotópico porcino por Garnier et al. en 1965, se han publicado varias modificaciones en los últimos 60 años.

Debido a los rasgos anatómicos específicos específicos, un bypass venovenoso durante la fase anhepática se considera una necesidad para reducir la congestión intestinal y la isquemia que resulta en inestabilidad hemodinámica y mortalidad perioperatoria. Sin embargo, la implementación de un bypass aumenta la complejidad técnica y logística del procedimiento. Además, las complicaciones asociadas, como embolia aérea, hemorragia y la necesidad de una esplenectomía simultánea, se han informado anteriormente.

En este protocolo, describimos un modelo de trasplante hepático ortotópico porcino sin el uso de un bypass venovenoso. El injerto de hígados de donantes después de un almacenamiento en frío estático de 20 h, simulando condiciones de donantes de criterios extendidos, demuestra que este enfoque simplificado se puede realizar sin alteraciones hemodinámicas significativas o mortalidad intraoperatoria y con una captación regular de la función hepática (definida por la producción de bilis y el metabolismo CYP1A2 específico del hígado). El éxito de este enfoque está garantizado por una técnica quirúrgica optimizada y un sofisticado volumen anestésico y manejo vasopresor.

Este modelo debe ser de especial interés para grupos de trabajo centrados en el curso postoperatorio inmediato, la lesión por isquemia-reperfusión, los mecanismos inmunológicos asociados y el reacondicionamiento de órganos donantes de criterios extendidos.

Introducción

El trasplante de hígado sigue siendo la única posibilidad de supervivencia en una variedad de enfermedades diferentes que conducen a insuficiencia hepática aguda o crónica. Desde su primera aplicación exitosa en la humanidad en 1963 por Thomas E. Starzl, el concepto de trasplante hepático se ha convertido en una opción de tratamiento confiable aplicada en todo el mundo, principalmente como resultado de los avances en la comprensión del sistema inmunológico, el desarrollo de la inmunosupresión moderna y la optimización de la atención perioperatoria y las técnicas quirúrgicas ^1,2 . Sin embargo, el envejecimiento de la población y una mayor demanda de órganos han dado lugar a una escasez de donantes, con un mayor uso de injertos marginales de donantes de criterios ampliados y la aparición de nuevos desafíos en las últimas décadas. Se cree que la introducción y la implementación generalizada de la perfusión de la máquina de órganos abre una serie de posibilidades con respecto al reacondicionamiento y la modulación del injerto y ayuda a mitigar la escasez de órganos y reducir la mortalidad en lista de espera 3,4,5,6.

Para evaluar estos conceptos y sus efectos in vivo, son necesarios modelos de trasplante traslacional⁷. En 1983, Kamada et al. introdujeron un modelo ortotópico eficiente de trasplante hepático en ratas que desde entonces ha sido ampliamente modificado y aplicado por grupos de trabajo de todo el mundo 8,9,10,11. El modelo ortotópico de trasplante hepático en ratones es técnicamente más exigente, pero también más valioso en términos de transferibilidad inmunológica, y fue reportado por primera vez en 1991 por Qian et ^al.12. A pesar de las ventajas en cuanto a disponibilidad, bienestar animal y costos, los modelos de roedores son limitados en su aplicabilidad en entornos clínicos⁷. Por lo tanto, se requieren modelos animales grandes.

En los últimos años, los cerdos se han convertido en la principal especie animal utilizada para la investigación traslacional debido a sus similitudes anatómicas y fisiológicas con los humanos. Además, los avances actuales en el campo de los xenotrasplantes podrían aumentar aún más la importancia de los cerdos como objetos de investigación^13,14.

Garnier et al. describieron un modelo de trasplante hepático en cerdos ya en 1965¹⁵. Varios autores, incluidos Calne et al. en 1967 y Chalstrey et al. en 1971, informaron posteriormente modificaciones, lo que finalmente condujo a un concepto seguro y factible de trasplante experimental de hígado porcino en las décadas siguientes 16,17,18,19,20,21.

Más recientemente, diferentes grupos de trabajo han proporcionado datos con respecto a los problemas actuales en el trasplante hepático utilizando una técnica de trasplante hepático ortotópico porcino, que casi invariablemente incluye un veno-venoso activo o pasivo, es decir, porto-caval, bypass^19,22. La razón de esto es una intolerancia específica de la especie al pinzamiento de la vena cava inferior y la vena porta durante la fase anhepática debido a un intestino comparativamente más grande y menos derivaciones porto-cavas o cavo-cavas (por ejemplo, falta de una vena ácigos), lo que resulta en un aumento de la morbilidad y mortalidad perioperatoria²³. Las técnicas de trasplante con preservación inferior de vena cava aplicadas en receptores humanos como alternativa no son factibles ya que la vena cava inferior porcina está encerrada por tejido hepático²³.

Sin embargo, el uso de un bypass venovenoso aumenta aún más la complejidad técnica y logística en un procedimiento quirúrgico ya exigente, por lo tanto, posiblemente impida que los grupos de trabajo intenten implementar el modelo por completo. Además de los efectos fisiológicos e inmunológicos directos de un bypass, algunos autores han señalado la morbilidad significativa como la pérdida de sangre o embolia aérea durante la colocación de la derivación y la necesidad de una esplenectomía simultánea, lo que puede afectar los resultados a corto y largo plazo después del injerto^24,25.

El siguiente protocolo describe una técnica simple de trasplante hepático ortotópico porcino después del almacenamiento estático en frío de órganos del donante durante 20 h, que representa condiciones de donantes de criterios extendidos sin el uso de un bypass venovenoso durante el injerto, incluida la obtención de hígado del donante, la preparación de la mesa posterior, la hepatectomía del receptor y el manejo anestésico pre e intraoperatorio.

Este modelo debe ser de especial interés para grupos de trabajo quirúrgicos centrados en el curso postoperatorio inmediato, la lesión por isquemia-reperfusión, el reacondicionamiento de órganos donantes de criterios extendidos y los mecanismos inmunológicos asociados.

Protocolo

Este estudio se realizó en el Laboratorio de Ciencia Animal de la Facultad de Medicina de Hannover después de la aprobación de la autoridad regional de Baja Sajonia para la protección del consumidor y la seguridad alimentaria (Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit [LAVES]; 19/3146)

1. Obtención de hígado de donante

NOTA: Las donantes de hígado eran hembras domésticas (Sus scrofa domesticus), de 4-5 meses de edad y con un peso corporal promedio de aproximadamente 50 kg, que ya habían estado en cuarentena en el centro de investigación animal durante un mínimo de 10 días antes de la cirugía.

1. Realizar la premedicación mediante inyección intramuscular de atropina (0,04-0,08 mg/kg de peso corporal), zolazepam (5 mg/kg de peso corporal) y tiletamina (5 mg/kg de peso corporal). Después de establecer un acceso intravenoso (p. ej., vena del oído) inducir la anestesia con una inyección de propofol (1,5 - 2,5 mg/kg de peso corporal).
2. Realizar la intubación con un tubo endotraqueal de 8,0-8,5 mm, dependiendo del tamaño y la anatomía del animal. Establecer monitorización de electrocardiografía, medición de gases respiratorios y saturación periférica de oxígeno, y medición no invasiva de la presión arterial.
3. Mantener la anestesia en cerdos durante la obtención de hígado del donante mediante inhalación de isoflurano (0,8-1,5 vol%) y aplicación intravenosa de fentanilo (0,003-0,007 mg/kg de peso corporal). Realice ventilación controlada por volumen durante todo el procedimiento.
4. Después de la colocación del cerdo donante en posición supina y la fijación de las extremidades en la base de la mesa de operaciones con bandas elásticas, frote la piel con agente antiséptico, por ejemplo, povidona yodada o alcohol isopropílico, y cubra al animal con cortinas estériles.
5. Confirmar una profundidad adecuada de anestesia por pérdida de la respuesta de abstinencia al pellizco del dedo del pie. Realizar una laparotomía de línea media comenzando en el proceso xifoide mediante el uso de cauterización monopolar. Coloque un retractor abdominal y movilice el intestino a la derecha del donante.
6. Realizar una esplenectomía por disección del ligamento esplenocólico, el ligamento gastroesplénico y el ligamento frenicosplénico. Sujete la vena esplénica y la arteria esplénica cerca del hilio esplénico con una pinza Overholt y coloque ligaduras (sutura de polifilamento 3-0) después de cortar los vasos. Cortar vasos adicionales (más pequeños) ya sea por pinzas bipolares o por ligadura.
   NOTA: Una esplenectomía durante la obtención de hígado del donante no es obligatoria, pero reduce el flujo de sangre durante y después de la perfusión.
7. Movilizar el intestino hacia el lado izquierdo del donante y cortar el ligamento falciforme y los ligamentos triangulares usando tijeras y cauterio bipolar.
8. Después de una disección suficiente del hígado, incise la porción izquierda del diafragma a una distancia de 5-10 cm con tijeras para localizar el segmento torácico de la aorta descendente. Rodear y colocar una ligadura (sutura de polifilamento 3-0) sin apretar.
9. Incidir la porción derecha del diafragma a una distancia de 5-10 cm con unas tijeras e identificar la vena cava suprahepática inferior.
10. Reubicar el intestino en la parte superior izquierda del donante y entrar en el espacio retroperitoneal mediante incisión transversal del peritoneo a una distancia de 5-10 cm con unas tijeras.
11. Localice la aorta abdominal y la vena cava inferior justo por encima de la bifurcación ilíaca y separe ambos vasos en una longitud de aproximadamente 6 cm. Coloque dos ligaduras de polifilamento 3-0 alrededor de la aorta abdominal: una craneal de la bifurcación ilíaca y otra de aproximadamente 3 cm cranealmente, sin apretar. Coloque otra ligadura alrededor de la vena cava intrahepática inferior sin apretar.
12. Inyectar heparina por vía intravenosa (25.000 I.E.). Elija una cánula adecuada y desairee la línea de goteo con una solución de conservación enfriada.
13. Apriete la primera ligadura situada caudalmente alrededor de la aorta abdominal. Después de ocluir la aorta abdominal cranealmente de la segunda ligadura (ya sea manualmente o colocando una pinza vascular atraumática), haga una incisión transversal entre ambas ligaduras con tijeras.
14. Inserte la cánula en la incisión y asegúrela con la ligadura restante. Cortar la vena cava inferior suprahepática cranealmente (cerca de la aurícula derecha) con unas tijeras.
15. Después de una pérdida de sangre de aproximadamente 1.500-2.000 ml, pinza cruzada el segmento torácico de la aorta descendente atando la ligadura y comience la perfusión anterógrada.
    NOTA: Para la posible necesidad de sangre (transfusiones) durante el injerto o para la perfusión normotérmica con máquina, la sangre total (aproximadamente 1.500 ml) se puede recolectar utilizando un recipiente que contenga anticoagulante a base de citrato.
16. Apriete la ligadura colocada alrededor de la vena cava infrahepática inferior, incite el vaso cranealmente de la ligadura e inserte un aspirador quirúrgico. Inyecte una dosis letal de pentobarbital sódico (5,000 mg). Coloque hielo estéril triturado en la cavidad torácica y abdominal sin comprometer el tejido hepático.
17. Después de la perfusión con 3.500 ml de solución de preservación en un curso de aproximadamente 10-15 min, cortar la vena cava suprahepática incisa inferior. Cortar la vena cava infrahepática inferior a nivel de la vena renal izquierda.
18. Cortar el conducto biliar craneal del tejido pancreático entre dos ligaduras (polifilamento 3-0) para evitar el derrame de bilis. Cortar la vena porta craneal del páncreas.
19. Localice la arteria celíaca después de la preparación roma y siga dorsalmente hasta la aorta abdominal. Extirpar el segmento aórtico respectivo para crear un parche para su posterior injerto.
20. Extirpar el diafragma alrededor de la vena cava suprahepática inferior y cortar las adherencias restantes con unas tijeras. Extraer el hígado.
21. Realice una colecistectomía o apriete una ligadura alrededor del conducto cístico y enjuague el conducto biliar común con al menos 20 ml de solución de preservación. Coloque la cánula de perfusión en la vena porta y enjuague el injerto con otros 500 ml de solución de preservación. Coloque el injerto en un recipiente estéril colocado sobre hielo.
    NOTA: Dependiendo del objetivo científico, el órgano puede prepararse inmediatamente para el injerto o mantenerse en hielo durante un período de tiempo indefinido (20 h en este protocolo) antes de comenzar la preparación y el injerto de la mesa posterior.

2. Preparación de la mesa posterior del hígado

1. Eliminar el tejido linfático comenzando en el segmento aórtico y, por lo tanto, identificar y ocluir las ramas laterales arteriales y los vasos linfáticos con clips, ligaduras (polifilamento 4-0) o suturas (monofilamento 5-0; Figura 1A). Asimismo, retirar el tejido linfático alrededor de la vena porta y ocluir las ramas laterales con suturas (monofilamento 5-0).
2. Identificar la vena cava suprahepática inferior y colocar suturas alrededor de ambas venas diafragmáticas (monofilamento 5-0) después de eliminar el tejido diafragmático circundante. Enjuague todos los recipientes con solución salina fría o solución de conservación para identificar cualquier fuga restante. Realice el acortamiento de los vasos y la preparación del parche aórtico solo después del injerto para tener en cuenta las circunstancias anatómicas individuales.

3. Hepatectomía del receptor, injerto hepático del donante y manejo perioperatorio

NOTA: Como receptoras de hígado, se utilizaron hembras domésticas (Sus scrofa domesticus) de 4-5 meses de edad y con un peso corporal promedio de aproximadamente 50 kg. De manera análoga a los donantes de hígado, los receptores habían estado en cuarentena en el centro de investigación animal durante un mínimo de 10 días antes del trasplante.

1. Anestesia y manejo perioperatorio
   1. Realizar la premedicación mediante inyección intramuscular de atropina (0,04-0,08 mg/kg de peso corporal), zolazepam (5 mg/kg de peso corporal) y tiletamina (5 mg/kg de peso corporal). Después de establecer un acceso intravenoso (por ejemplo, vena del oído), inducir la anestesia con una inyección de propofol (1.5-2.5 mg / kg de peso corporal).
   2. Realizar la intubación con un tubo endotraqueal de 8,0-8,5 mm, dependiendo del tamaño y la anatomía del animal. Establecer monitorización de electrocardiografía, medición de gases respiratorios y saturación periférica de oxígeno, y medición no invasiva de la presión arterial. En el caso de un modelo crónico, aplique ungüento ocular para evitar la sequedad después de la intervención quirúrgica.
   3. Coloque al animal receptor sobre una base de calentamiento en posición supina y fije las extremidades en la base de la mesa de operaciones con bandas elásticas.
   4. Para un monitoreo prolongado, bajo guía de ultrasonido, coloque un catéter venoso central de tres lúmenes y un catéter venoso de gran calibre (7 Fr.) en la vena yugular interna y un catéter venoso de gran calibre (7 Fr.) para la terapia de volumen. Además, inserte un catéter arterial en la arteria carótida/cervical interna bajo control de ultrasonido para la medición invasiva de la presión arterial (Figura 1B).
   5. Mantener la anestesia durante la recuperación de órganos mediante inhalación de isoflurano (0,8-1,5 vol%) y aplicación intravenosa de fentanilo (0,003-0,007 mg/kg de peso corporal). Realice ventilación controlada por volumen durante todo el procedimiento. Aplicar 2.000 mg de sultamicilina para la antibiosis perioperatoria y 250 mg de metilprednisolona por vía intravenosa.
   6. Administrar un vasopresor como la norepinefrina por vía intravenosa para lograr una presión arterial media objetivo de 60 mmHg. Además, aplique soluciones cristaloides como la solución de lactato de Ringer o soluciones coloidales como gelatinas fluidas si es necesario.
   7. Aplicar gluconato de calcio (10%) y bicarbonato de sodio (8,4%), glucosa (40%) o cloruro de potasio (7,45%) por vía intravenosa con respecto a los análisis de gases en sangre obtenidos cada 30 min.
2. Hepatectomía receptora
   1. Frote la piel con un agente antiséptico, por ejemplo, povidona yodada o alcohol isopropílico, y cubra al animal con cortinas estériles.
   2. Confirmar una profundidad adecuada de anestesia por pérdida de la respuesta de abstinencia al pellizco del dedo del pie. Realizar una laparotomía de línea media comenzando en el proceso xifoide mediante el uso de cauterización monopolar. Coloque un retractor abdominal y movilice el intestino a la izquierda del donante. Cubra el intestino con un paño humedecido.
   3. Colocar un catéter urinario suprapúbico para la optimización del manejo del volumen intraoperatorio.
   4. Cortar el ligamento falciforme y los ligamentos triangulares usando tijeras y cauterio bipolar. Después de una disección suficiente del hígado, rodear las venas cavas suprahepáticas e infrahepáticas inferiores cerca del parénquima hepático.
   5. Diseccionar y cortar el conducto biliar común por debajo de la unión del conducto cístico entre dos ligaduras (polifilamento 3-0).
   6. Incidir la capa peritoneal superficial que cubre el ligamento hepatoduodenal e identificar las arterias hepáticas poco antes de entrar en el parénquima hepático. Diseccionar usando cauterio bipolar o la colocación de clips, ligaduras o suturas.
   7. Diseccionar la aorta abdominal mediante una incisión en la línea media (capa avascular) de los músculos diafragmáticos derecho e izquierdo. Preparar la aorta para la anastomosis aórtica mediante la extirpación del tejido circundante.
      NOTA: Este paso sólo es necesario si se realiza una anastomosis aórtica. De lo contrario, diseccionar aún más la arteria hepática / la región hiliar para prepararse para una anastomosis convencional de extremo a extremo entre las arterias hepáticas donante y receptora.
   8. Realizar la hepatectomía receptora colocando una pinza vascular atraumática en la vena porta, seguida de pinzas vasculares atraumáticas en la vena cava suprahepática inferior (incluido el diafragma circundante mientras se retrae caudalmente el hígado) y la vena cava infrahepática inferior.
   9. Cortar los tres vasos cerca del parénquima hepático. Extraer el hígado receptor de la cavidad abdominal.
      NOTA: El pinzamiento de los vasos marca el inicio de la fase anhepática. Durante la fase anhepática, los cerdos son hemodinámicamente inestables y requieren cantidades relevantes de vasopresores/catecolaminas. El anestesiólogo debe estar preparado para aplicar norepinefrina y epinefrina. Mantenga la fase hasta la reperfusión del hígado lo más corta posible. Comunicarse bien con el anestesiólogo.
3. Injerto de hígado de donante
   1. Coloque el hígado del donante en la cavidad abdominal. Acortar la vena cava suprahepática donante y/o receptora inferior a una longitud adecuada evitando torceduras o demasiada tensión sobre la anastomosis.
   2. Colocar una sola sutura como hilo de soporte (monofilamento 5-0), adaptando la esquina derecha de la vena cava suprahepática donante y receptora inferior. Comience el lado dorsal de la anastomosis desde la esquina izquierda de los vasos con una sutura corriente (monofilamento 5-0, doble brazo).
   3. Al llegar a la esquina derecha, retire el hilo de soporte, asegure la sutura de carrera con una pinza y continúe con el lado ventral de la anastomosis, comenzando nuevamente desde la esquina izquierda del vaso (s). Apriete la sutura con múltiples nudos sin constreñir el diámetro del vaso para evitar la estenosis.
   4. Acorte la vena porta donante y/o receptora a una longitud adecuada evitando torceduras o demasiada tensión en la anastomosis.
   5. Realizar una anastomosis vascular de la vena porta donante y receptora análoga a los pasos 3.3.2-3.3.3 utilizando una sutura de doble brazo de monofilamento 6-0.
   6. Realizar la reperfusión portovenosa mediante la eliminación de la pinza vascular, ocluyendo la vena porta receptora, y ocluir la vena cava infrahepática inferior del donante con una pinza vascular después de drenar aproximadamente 200-400 mL de sangre. Retirar lentamente la pinza vascular que ocluye la vena cava suprahepática receptora inferior y buscar sangrado activo.
      NOTA: La extracción de ambas pinzas marca el final de la fase anhepática. La cantidad de catecolaminas requeridas debe disminuir significativamente poco después.
   7. Acortar la vena cava infrahepática donante y/o receptora inferior. Realizar una anastomosis vascular de la vena cava infrahepática donante y receptora inferior análoga a los pasos 3.3.2-3.3.3 utilizando una sutura de doble brazo de monofilamento 5-0. Retirar las pinzas que ocluyen la vena cava infrahepática inferior del donante y del receptor.
   8. Preparar un parche aortal elíptico (parche de Carrel) con un diámetro de aproximadamente 1-1,5, cm dependiendo de las circunstancias anatómicas, utilizando tijeras. Sujete la aorta abdominal con una pinza vascular Cooley atraumática y haga una incisión usando un bisturí. Amplíe la incisión con tijeras para ajustar el parche.
   9. Comience la anastomosis aórtica con una sutura para correr (monofilamento 6-0, doble brazo) en la esquina craneal de la incisión / parche. Al llegar a la esquina caudal, asegure la sutura de carrera con una pinza y complete la anastomosis nuevamente comenzando en la esquina craneal. Apriete la sutura con múltiples nudos y retire lentamente la pinza vascular.
      NOTA: El pinzamiento de la aorta abdominal afectará significativamente la presión arterial del cerdo. Comunicarse bien con el anestesiólogo.
   10. Coloque una gasa hemostática alrededor de la anastomosis arterial. Coloque un catéter en el conducto biliar común y asegúrelo con una sola ligadura. Asegúrese de no ocluir el diámetro del catéter.
   11. Cerrar el abdomen temporalmente adaptando la fascia muscular y la piel con una sutura para correr y cubrir el abdomen con film adhesivo y/o cortinas para evitar la pérdida térmica.
       NOTA: Si los objetivos científicos requieren un modelo crónico, realizar una anastomosis de extremo a extremo entre el conducto biliar donante y receptor, cerrar el abdomen con suturas separadas para el peritoneo y la fascia muscular, y cerrar la piel con suturas individuales.
   12. Al final del seguimiento, inyecte una dosis letal de 5.000 mg de pentobarbital sódico para la eutanasia intraoperatoria.

Resultados

La técnica presentada en este protocolo ha proporcionado resultados fiables y reproducibles en términos de estabilidad hemodinámica y supervivencia animal durante todo el procedimiento, así como la función del injerto en el curso postoperatorio.

Más recientemente, aplicamos el modelo para el estudio de la lesión por isquemia-reperfusión y las intervenciones terapéuticas que mitigan los efectos perjudiciales en el curso postoperatorio inmediato. Tras la recuperación y 20 h de almacena...

Discusión

Los desarrollos técnicos recientes, como la introducción de la perfusión por máquina, tienen el potencial de revolucionar el campo del trasplante hepático. Para traducir los conceptos de reacondicionamiento o modificación del injerto a entornos clínicos, los modelos de trasplante reproducibles en animales grandes son inevitables.

Después de la introducción inicial del trasplante hepático ortotópico porcino, varios autores han trabajado en la mejora de estas técnicas en las últimas...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Abdominal retractor	No Company Name available	No Catalog Number available
Aortic clamp, straight	Firma Martin	No Catalog Number available
Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL	Radiometer Medical ApS	956-622
Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL)	B.Braun	648037
Backhaus clamp	Bernshausen	BF432
Bipolar forceps, 23 cm	SUTTER	780222 SG
Bowl 5 L, 6 L, 9 L	Chiru-Instrumente	35-114327
Braunol Braunoderm	B.Braun	3881059
Bulldog clamp	Aesculap	No Catalog Number available
Button canula	Krauth + Timmermann GmbH	1464LL1B
Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%))	B.Braun	2353745
Cell Saver (Autotransfusion Reservoir)	Fresenius Kabi AG	9108471
Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm	Arrow	AD-24703
Clamp	INOX	B-17845  /  BH110  / B-481
Clamp	Aesculap	AN909R
Clamp, 260 mm	Fehling Instruments GMbH &Co.KG	ZAU-2
Clip Forceps, medium	Ethicon	LC207
Clip forceps, small	Ethicon	LC107
CPDA-1 solution	Fresenius Kabi AG	41SD09AA00
Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution)	Dr.Franz Köhler Chemie GmbH	2125921
Dissecting scissors	LAWTON  05-0641	No Catalog Number available
Dissecting scissors, 180 mm	Metzenbaum	BC606R
Endotracheal tube 8.0 mm	Covetrus	800764
Epinephrine (Adrenalin 1:1000)	InfectoPharm	9508734
Falcon Tubes 50ml	Greiner	227 261 L
Femoralis clamp	Ulrich	No Catalog Number available
Fentanyl 0.1mg	PanPharma	00483
Forceps, anatomical	Martin	12-100-20
Forceps, anatomical, 250 mm	Aesculap	BD052R
Forceps, anatomical, 250 mm	Aesculap	BD032R
Forceps, anatomical, 250 mm	Aesculap	BD240R
Forceps, surgical	Bernshausen	BD 671
Forceps, surgical	INOX	B-1357
G40 solution	Serag Wiessner	10755AAF
Gelafundin ISO solution 40 mg/mL	B. Braun	210257641
Guidewire with marker	Arrow	14F21E0236
Haemostatic gauze ("Tabotamp"  5 x 7.5 cm)	Ethicon	474273
Heparin sodium 25,000IE	Ratiopharm	W08208A
Hico-Aquatherm 60	Hospitalwerk	No Catalog Number available
Infusion Set Intrafix	B.Braun	4062981 L
Intrafix SafeSet 180 cm	B.Braun	4063000
Introcan Safety, 18 G	B.Braun	4251679-01
Isofluran CP	CP-Pharma	No Catalog Number available
Large-bore venous catheter, 7Fr.	Edwards Lifesciences	I301F7
Ligaclip, medium	Ethicon	LT200
Ligaclip, small	Ethicon	LT100
Material scissors	Martin	11-285-23
Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg)	Sanofi	7823704
Monopolar ERBE ICC 300	Fa. Erbe	No Catalog Number available
NaCl solution (0.9%)	Baxter	1533
Needle holder	Aesculap	BM36
Needle holder	Aesculap	BM035R
Needle holder	Aesculap	BM 67
Neutral electrode	Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen	21191 - 060
Norepinephrine (Sinora)	Sintetica GmbH	04150124745717
Omniflush Sterile Filed 10 mL	B.Braun	3133335
Original Perfusorline 300 cm	B.Braun	21E26E8SM3
Overhold clamp	INOX	BH 959
Overhold clamp	Ulrich	CL 2911
Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL)	WDT, Garbsen	21217
Perfusers	B.Braun	49-020-031
Perfusor Syringe 50 mL	B.Braun	8728810F
Petri dishes  92 x 17 mm	Nunc	150350
Poole Suction Instrument Argyle flexibel	Covidien, Mansfield USA	20C150FHX
Potassium chloride (7.45%)	B.Braun	4030539078276
Pressure measurement set	Codan pvb Medical GmbH	957179
Propofol (1%)	CP-Pharma	No Catalog Number available
S-Monovette 2.6 mL K3E	Sarstedt	04.1901
S-Monovette 2.9 mL 9NC	Sarstedt	04.1902
S-Monovette 7.5 mL Z-Gel	Sarstedt	11602
Sartinski clamp	Aesculap	No Catalog Number available
Scalpel  No.11	Feather Safety Razor Co.LTD	02.001.40.011
Scissors	INOX	BC 746
Seldinger Arterial catheter	Arrow	SAC-00520
Sodium bicarbonate (8.4%)	B.Braun	212768082
Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC")	B.Braun	4899719
Sterofundin ISO solution	B.Braun	No Catalog Number available
Suction	Dahlhausen	07.068.25.301
Suction Aesculap Securat 80	Aesculap	No Catalog Number available
Suction catheter	ConvaTec	5365049
Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam)	Pfizer	DL253102
Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm	ConvaTec	UK  1F02772
Suprasorb ("Toptex lite RK")	Lohmann & Rauscher	31654
Suture Vicryl 3-0	Ethicon	VCP 1218 H
Suture Vicryl 4-0	Ethicon	V392H
Suture, Prolene 4-0	Ethicon	7588 H
Suture, Prolene 5-0, double armed	Ethicon	8890 H
Suture, Prolene 5-0, single armed	Ethicon	8720 H
Suture, Prolene 6-0, double armed	Ethicon	7230 H
Suture, Prolene 6-0, single armed	Ethicon	EH 7406 H
Suture, Prolene: blau 3-0	Ethicon	EH 7499H
Suture, Safil 2/0	Aesculap	C 1038446
Suture, Terylene 0	Serag Wiessner	353784
Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL	B.Braun	4606027V
TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm	Fresenius Kabi AG	2877101
Ultrasound Butterfly IQ+	Butterfly Network Inc.	850-20014
Ventilator "Oxylog Dräger Fl"	Dräger Medical AG	No Catalog Number available
Yankauer Suction	Medline	RA19GMD
Zoletil 100 mg/mL  (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin)	Virbac	794-861794861