JoVE Logo
Autores
Contáctenos

Iniciar sesión

Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

En este artículo

  • Resumen
  • Resumen
  • Introducción
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discusión
  • Divulgaciones
  • Agradecimientos
  • Materiales
  • Referencias
  • Reimpresiones y Permisos

Resumen

En este estudio, desarrollamos una nanosonda de huellas dactilares basada en dispersión Raman mejorada en superficie (SERS) de bajo costo con biocompatibilidad favorable para mostrar bioimágenes de células vivas sin marcadores y detectar dos cepas bacterianas, mostrando en detalle cómo obtener espectros SERS de células vivas en un método no destructivo.

Resumen

La tecnología de dispersión Raman mejorada en superficie (SERS) ha atraído cada vez más atención en el campo biomédico debido a su capacidad para proporcionar información de huellas moleculares de muestras biológicas, así como a su potencial en el análisis de una sola célula. Este trabajo tiene como objetivo establecer una estrategia simple para el bioanálisis de SERS sin marcaje basada en nanosondas de puntos Au@carbon (Au@CDs). Aquí, los CD derivados de polifenoles se utilizan como reductor para sintetizar rápidamente nanoestructuras de Au@CD núcleo-capa, lo que permite un potente rendimiento de SERS incluso cuando la concentración de azul de metileno (MB) es tan baja como 10-9 M, debido al mecanismo cooperativo de mejora Raman. Para el bioanálisis, Au@CDs puede servir como un nanosensor SERS único para identificar los componentes celulares de las muestras biológicas (por ejemplo, células cancerosas y bacterias). Las huellas moleculares de diferentes especies se pueden distinguir aún más después de la combinación con el análisis de componentes principales. Además, Au@CDs también permiten obtener imágenes SERS sin etiquetas para analizar los perfiles de composición intracelular. Esta estrategia ofrece un bioanálisis SERS factible y sin marcas, lo que abre una nueva perspectiva para el nanodiagnóstico.

Introducción

El análisis de una sola célula es esencial para el estudio de la revelación de la heterogeneidad celular y la evaluación del estado integral de la célula. La respuesta instantánea de la célula al microambiente también justifica el análisis de una sola célula1. Sin embargo, existen algunas limitaciones en las técnicas actuales. La detección de fluorescencia se puede aplicar al análisis de una sola célula, pero está limitada por la baja sensibilidad. Otros desafíos surgen del complicado fondo de fluorescencia de las células y el fotoblanqueo de fluorescencia bajo irradiación a largo plazo2. La dispersión Raman mejorada en superficie (SERS) puede calificar en términos de análisis de una sola célula debido a sus ventajas, que incluyen (1) reflejar la información intrínseca de la huella dactilar molecular y la situación instantánea, (2) sensibilidad superficial ultra alta, (3) detección múltiplex conveniente, (4) alta fotoestabilidad, (5) la detección se puede cuantificar para análisis comparativo, (6) evitar la autofluorescencia celular con la excitación de longitud de onda NIR, (7) la detección se puede realizar en un acuoso celular y (8) la detección se puede dirigir a una región específica dentro de la célula 3,4,5.

Existen dos mecanismos ampliamente reconocidos para entender el SERS como un fenómeno fundamental: el realce electromagnético (EM) como razón dominante y el realce químico (MC). EM se refiere, en una frecuencia dada del campo de excitación, a la oscilación de electrones colectivos impulsados por ondas electromagnéticas cuando la frecuencia de la luz incidente coincide con la frecuencia de los electrones libres que oscilan en el metal, dando lugar a la resonancia de plasmones superficiales (SPR). Cuando la SPR localizada (LSPR) se produce a través del láser incidente que incide en las nanopartículas metálicas (NP), conduce a la absorción o dispersión resonante de la luz incidente. En consecuencia, la intensidad del campo electromagnético superficial de los NP metálicos puede aumentarse de dos a cinco órdenes4. Sin embargo, la clave de la enorme mejora en SERS no es un solo NP de metal, sino el espacio entre dos NP, lo que crea puntos calientes. La CM se genera a partir de dos lados, incluyendo (1) las interacciones entre las moléculas diana y las NPs metálicas y (2) las moléculas diana que son capaces de transferir electrones hacia/desde las NPs metálicas 4,5. Se pueden encontrar detalles más exhaustivos en estos artículos de revisión 4,5. En la literatura previa se han presentado varios métodos prometedores para la biodetección y la obtención de imágenes de SERS en células vivas, por ejemplo, la detección de células apoptóticas6, proteínas en orgánulos7, miARN intracelulares8, membranas lipídicas celulares,9citocinas10 y metabolitos11 en células vivas, así como la identificación y monitorización de células mediante imágenes SERSconfocales 2, 11,12,13. Curiosamente, el SERS sin etiquetas presenta la ventaja única del SERS, que puede describir espectros moleculares internos5.

Un problema importante para los SERS sin etiquetas es un sustrato racional y confiable. Los sustratos SERS típicos son NP de metales nobles debido a su excelente capacidad para dispersar una gran cantidad de luz14. Hoy en día, se presta cada vez más atención a los nanocompuestos debido a sus notables propiedades físicas y químicas y su biocompatibilidad. Y lo que es más importante, los nanocompuestos pueden mostrar una mejor actividad SERS debido a la intensa EM inducida por los puntos calientes de los nanohíbridos y a la mejora química adicional procedente de otros materiales no metálicos15. Por ejemplo, Fei et al. utilizaron puntos cuánticos (QD) MoS 2 como reductores para sintetizar nanocompuestos de Au NP@MoS2QD para obtener imágenes SERS de infrarrojo cercano (NIR) sin etiquetas de células de cáncer de mama 4T1 de ratón (células 4T1)16. Además, Li et al. fabricaron un sustrato SERS 2D que consistía en NPs de Au y nanoláminas de diteluro de hafnio 2D para mediciones SERS sin marcaje de bacterias patógenas transmitidas por los alimentos17. Recientemente, los puntos de carbono (CD), buenos donantes de electrones, se han utilizado como reductores sin otros reductores o irradiación para sintetizar nanosondas de puntos de Au@carbon (Au@CDs)18, que se ha informado que son materiales eficientes para mejorar la actividad de SERS basada en el efecto de transferencia de carga (CT) entre los núcleos de Au y las capas de CD19,20. Más que eso, los CD son reconocidos como el agente de recubrimiento y un estabilizador para evitar que los Au NP agreguen21. Además, abre más posibilidades de reacciones con analitos, ya que puede proporcionar un gran número de sitios de unión y activos20. Aprovechando lo anterior, Jin et al. desarrollaron un método rápido y controlable para la fabricación de NPs Ag@CD con propiedades SERS únicas y excelentes actividades catalíticas para monitorear reacciones catalíticas heterogéneas en tiempo real18.

En este trabajo, se demostró un método fácil y de bajo costo para fabricar sustratos de SERS Au@CD core-shell para identificar componentes celulares y bioimágenes de células vivas SERS sin marcadores, así como para detectar y diferenciar Escherichia coli (E. coli) y Staphylococcus aureus (S. aureus), que es prometedor para el diagnóstico temprano de enfermedades y una mejor comprensión de los procesos celulares.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocolo

1. Fabricación de Au@CDs

NOTA: La Figura 1 ilustra un procedimiento de fabricación para Au@CDs.

  1. Prepare la solución de CD utilizando ácido cítrico (CA) y ácido gálico (GA) mediante un procedimiento típico de tratamiento hidrotermal18. Añadir 100 μL de 3,0 mg mL-1 de la solución de CD preparada en 200 μL de ácido cloroáurico 10 mM (HAuCl4) (ver Tabla de Materiales) a temperatura ambiente durante 10 s hasta que se produzca una suspensión púrpura.
  2. Centrifugar la suspensión púrpura a 4.000 × g durante 10 minutos a temperatura ambiente y retirar suavemente el sobrenadante con una pipeta si es difícil eliminar el Au@CD coloides.
  3. Resuspender el Au@CDs con 200 μL de agua desionizada (resistividad de 18,2 MΩcm) para lavar el exceso de CDs.
  4. Repetir el paso 1.2 y obtener los NP core-shell, redispersados en 100 μL de agua desionizada, y almacenar a 4 °C. Los NP se pueden almacenar durante 1 mes.

2. Caracterización de Au@CDs

  1. Microscopía electrónica de transmisión (TEM)
    1. Deje las muestras de CD y Au@CD durante la noche a -80 °C para liofilizar a partir de una solución congelada y triturar después de la liofilización hasta convertirlas en polvo.
    2. Dispersar adecuadamente las muestras de polvo obtenidas en el agua desionizada mediante sonicación, al 100% de potencia, durante 5 min.
    3. Deje caer unas gotas de la suspensión de la muestra en una rejilla TEM recubierta de Cu cubierta con una película de carbono de encaje y capture imágenes después del secado utilizando un microscopio electrónico de transmisión a un voltaje de aceleración de 200 kV (consulte la Tabla de materiales).
  2. Espectroscopía infrarroja por transformada de Fourier (FT-IR)
    1. Repita el paso 2.1.1 para obtener muestras de potencia, muela algunas partículas de KBr presecas en polvos en un mortero, agregue una pizca de la muestra y mezcle con los polvos de KBr simultáneamente para la caracterización IR16.
  3. Espectroscopía de absorbancia ultravioleta-visible-infrarrojo cercano (UV-vis-NIR)
    1. Preparar la suspensión de CD y Au@CDs con la concentración adecuada para garantizar que la absorbancia sea inferior a uno y realizar la caracterización UV-vis-NIR16.
  4. Espectros Raman
    1. Encienda el láser semiconductor de 785 nm, con una potencia láser de 10 mW y un aumento de objeción de 20x. Establezca la duración de la exposición en 5 s y el número de acumulaciones en tres.
    2. Agregue un volumen igual de muestras de Au@CDs preparadas en 5 μl de solución de azul de metileno (MB) y mezcle bien.
    3. Coloque una gota de suspensión sobre el sustrato de latón para recoger los espectros SERS.

3. Cultivo celular

  1. Cultivo de células de carcinoma epitelial de pulmón humano (células A549, aprobadas en el laboratorio) en medio Eagle modificado de Dulbecco (DMEM) suplementado con un 10% de suero fetal bovino (FBS) y un 1% de penicilina-estreptomicina e incubar en una incubadora humidificada a 37 °C con 5% de CO2.
  2. Siembre las células en placas de 96 pocillos (1 × 105 células/pocillo) y trátelas con Au@CDs en diferentes concentraciones en el rango de 20-100 μM. Utilice un kit de ensayo CCK-8 para medir la viabilidad celular (consulte la Tabla de materiales). En cada tratamiento se utilizan tres duplicados independientes.
  3. Para realizar los experimentos SERS, siga los pasos que se indican a continuación:
    1. Coloque un chip de zafiro estéril (consulte la Tabla de materiales) en las placas de 12 pocillos y luego siembre las células en un solo pocillo con 1 ml de medio. Incubar las placas en una incubadora humidificada a 37 °C con 5% de CO2durante la noche para alcanzar una confluencia del 70%-80%.
    2. Agregue el Au@CDs en el pocillo individual e incube durante 4-6 h.
      NOTA: Antes de la incubación, pruebe la estabilidad de los sustratos, especialmente los NP en fase de solución. Estos materiales son susceptibles a la degradación a través de procesos de disolución, agregación y sedimentación durante el almacenamiento y el uso, lo que puede disminuir las pérdidas de EM y disminuir la actividad de SERS. Y lo que es más importante, en el caso de la absorción celular, podría verse afectada en gran medida por el tamaño de las NP22.
    3. Durante la incubación, los sustratos entrarán en las células a través de la absorción endocítica. Después de la incubación, observe las células bajo un microscopio óptico hasta que se vean algunas partículas negras dentro de las células.
      NOTA: Si la intensidad del SERS es débil, intente aumentar la concentración de Au@CD o prolongar el tiempo de incubación.
    4. Retire el medio, enjuague suavemente las virutas de zafiro con solución salina tamponada con fosfato (PBS) y sumérjalas en PBS para la detección de SERS16.

4. Experimentos de SERS celulares

  1. Abra la computadora, encienda el espectrómetro Raman, inicie el software y luego encienda el láser de 785 nm (consulte la tabla de materiales).
  2. Haga clic en Nueva medición e inicie una nueva adquisición espectral. Calibre17 con obleas de silicio antes de la medición de la muestra.
  3. Tome una lente de objetivo de 20x para asegurarse de que se observe una imagen celular clara, luego cambie la lente del objetivo a 50x. Ajuste la potencia del láser de baja a alta y el tiempo de exposición y las acumulaciones adecuadas.
    NOTA: Antes de la medición del SERS, compruebe la potencia del láser adecuada para evitar daños irreversibles en la célula y asegúrese de que los parámetros de adquisición sean consistentes. La intensidad del SERS está relacionada con la potencia del láser, el tamaño del punto, la acumulación y el tiempo de exposición.
  4. Elija un punto de celdas para medir y haga clic en Ejecutar. Cada celda se mide con 20 puntos y se miden 10 celdas para tomar el promedio.
    NOTA: Los componentes intracelulares son complicados, lo que lleva a una amplia disparidad de espectros. Por lo tanto, tome espectros en regiones celulares similares y tome tantos espectros como sea posible.
  5. Guarde los espectros.
  6. Haga clic en Nueva adquisición de imágenes optimizada, luego haga clic en Revisión de video, seleccione el rango que desea fotografiar y haga clic en Aceptar. Ajuste los parámetros: línea de borde de 785 nm, centro de 1.200 cm-1, duración de la exposición de 5 s, número de acumulaciones de tres y potencia del láser al 50%.
  7. Haga clic en Imágenes nuevas de vivo, elija Señal a línea de base, establezca el rango desde el primer límite 625 hasta el segundo límite 1.700 y, a continuación, haga clic en Configuración de área. A continuación, establezca los pasos adecuados y haga clic en Aplicar y Aceptar. Por último, haga clic en Ejecutar para empezar a realizar la creación de imágenes SERS.

5. Cultivo bacteriano y mediciones SERS

  1. Diluir durante la noche cultivos de E. coli y S. aureus (1:100) en 5 mL del nuevo medio Luria-Bertani (LB) (ver Tabla de Materiales). Después del crecimiento a 37 °C a A600 0,4 a 0,6, centrifugar el cultivo a 5.000 × g durante 5 min para granular las células.
  2. Vuelva a suspender los gránulos en 1 ml de PBS seguido de una centrifugación de 5.000 × g de 5 min (a temperatura ambiente) dos veces.
  3. Mezcle el cultivo bacteriano con el Au@CDs y observe la mezcla directamente debajo de la plataforma SERS.

6. Análisis de datos

  1. Suavizar los espectros y corregir la línea de base.
  2. Realizar análisis de componentes principales (PCA)16 con los datos procesados.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Resultados

La fabricación del Au@CDs se ilustra en la Figura 1. Los CD se prepararon a partir de CA y AG a través de un proceso hidrotermal típico18. Au@CDs sintetizaron rápidamente mediante la reducción de HAuCl4 por CD en medios acuosos a temperatura ambiente. El tamaño y la morfología de los CD y Au@CDs pueden ser observados por TEM y TEM23 de alta resolución. Los CD preparados son monodispersos con tamaño...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discusión

En resumen, se han fabricado con éxito Au@CDs con una carcasa de CD ultrafina de 2,1 nm. Los nanocompuestos muestran una sensibilidad SERS superior a la de los NP de Au puros. Además, Au@CDs poseen un excelente rendimiento en reproducibilidad y estabilidad a largo plazo. Otras investigaciones incluyen la toma de Au@CDs como sustratos para realizar imágenes SERS de células A54931 y para detectar dos cepas bacterianas32. Se ha demostrado que Au@CDs puede utilizarse como u...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo contó con el apoyo de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (32071399 y 62175071), el Programa de Ciencia y Tecnología de Guangzhou (2019050001), la Fundación de Investigación Básica y Básica Aplicada de Guangdong (2021A1515011988) y la Fundación Abierta del Laboratorio Clave de Ciencia y Tecnología Optoelectrónica para la Medicina (Universidad Normal de Fujian), Ministerio de Educación, China (JYG2009).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
10x PBS buffer (Cell culture)Langeco TechnologyBL316A
6 well cell culture plateLABSELECT11110
Cell Counting Kit-8 (CCK-8)GLPBIOGK10001
Citric acidShanghai Aladdin Biochemical TechnologyC108869
CO2 incubatorThermo Fisher Technologies3111
Constant temperature magnetic agitatorSartorius Scientific InstrumentsSQP
Cryogenic high speed centrifugeShanghai BoxunSW-CJ-2FD
DMEM high glucose cell culture mediumProcellPM150210
Electronic balanceSartorius Scientific InstrumentsSQP
Enzyme markerThermo Fisher Technologies3111
Fetal bovine serumZhejiang Tianhang Biological Technology11011-8611
Figure 1Figdraw.
Fourier infrared spectrometerThermo, AmericaNicolet 380
Freeze dryerTecanInfinite F50
Gallic acidShanghai Aladdin Biochemical TechnologyG104228
Handheld Raman spectrometerOCEANHOOD, Shanghai, ChinaUspectral-PLUS
HAuCl4Guangzhou Pharmaceutical Company (Guangzhou)
High resolution transmission electron microscopeThermo Fisher TechnologiesFEI Tecnai G2 Spirit T12
High temperature autoclaveShanghai BoxunYXQ-LS-50S figure-materials-1875
Inverted microscopeNanjing Jiangnan Yongxin OpticalXD-202
LB Broth BRHuankai picoorganism028320
Medical ultra-low temperature refrigeratorThermo Fisher TechnologiesULTS1368
Methylene blueSigma-Aldrich
Pancreatin Cell Digestive SolutionbeyotimeC0207
Penicillin streptomycin double resistanceShanghai BoxunYXQ-LS-50S figure-materials-2549
Pure water meterMillipore, USAMilli-Q System
Raman spectrometerRenishaw
Sapphire chipbeyotime
Thermostatic water bathChangzhou Noki
Ultra-clean tableShanghai BoxunSW-CJ-2FD
Uv-visible light absorption spectrometerMADAPA, ChinaUV-6100S
Wire 3.4Renishaw

Referencias

  1. Zenobi, R. Single-cell metabolomics: analytical and biological perspectives. Science. 342 (6163), 1243259(2013).
  2. Dong, C., et al. Simultaneous visualization of dual intercellular signal transductions via SERS imaging of membrane proteins dimerization on single cells. ACS Nano. 16 (9), 14055-14065 (2022).
  3. Lane, L. A., Qian, X., Nie, S. SERS nanoparticles in medicine: from label-free detection to spectroscopic tagging. Chemical Reviews. 115 (19), 10489-10529 (2015).
  4. Langer, J., et al. Present and future of surface-enhanced Raman scattering. ACS Nano. 14 (1), 28-117 (2020).
  5. Zong, C., et al. Surface-enhanced Raman spectroscopy for bioanalysis: reliability and challenges. Chemical Reviews. 118 (10), 4946-4980 (2018).
  6. Jiang, X., et al. Surface-enhanced Raman scattering-based sensing in vitro: facile and label-free detection of apoptotic cells at the single-cell level. Analytical Chemistry. 85 (5), 2809-2816 (2013).
  7. Qi, G., Diao, X., Hou, S., Kong, J., Jin, Y. Label-free SERS detection of protein damage in organelles under electrostimulation with 2D AuNPs-based nanomembranes as substrates. Analytical Chemistry. 94 (43), 14931-14937 (2022).
  8. Wang, J., et al. Trimer structures formed by target-triggered AuNPs self-assembly inducing electromagnetic hot spots for SERS-fluorescence dual-signal detection of intracellular miRNAs. Biosensors and Bioelectronics. 224, 115051(2023).
  9. Živanović, V., Milewska, A., Leosson, K., Kneipp, J. Molecular structure and interactions of lipids in the outer membrane of living cells based on surface-enhanced Raman scattering and liposome models. Analytical Chemistry. 93 (29), 10106-10113 (2021).
  10. Cong, L., et al. Microfluidic droplet-SERS platform for single-cell cytokine analysis via a cell surface bioconjugation strategy. Analytical Chemistry. 94 (29), 10375-10383 (2022).
  11. Tan, Z., Zhu, C., Han, L., Liao, X., Wang, C. SERS and dark-field scattering dual-mode detection of intracellular hydrogen peroxide using biocompatible Au@ COF nanosensor. Sensors and Actuators B: Chemical. 373, 132770(2022).
  12. Pan, X. T., et al. Super-long SERS active single silver nanowires for molecular imaging in 2D and 3D cell culture models. Biosensors. 12 (10), 875(2022).
  13. Liu, Z., et al. A two-dimensional fingerprint nanoprobe based on black phosphorus for bio-SERS analysis and chemo-photothermal therapy. Nanoscale. 10 (39), 18795-18804 (2018).
  14. Bruzas, I., Lum, W., Gorunmez, Z., Sagle, L. Advances in surface-enhanced Raman spectroscopy (SERS) substrates for lipid and protein characterization: sensing and beyond. Analyst. 143 (17), 3990-4008 (2018).
  15. Li, D., et al. SERS analysis of carcinoma-associated fibroblasts in a tumor microenvironment based on targeted 2D nanosheets. Nanoscale. 12 (3), 2133-2141 (2020).
  16. Fei, X., et al. Synthesis of Au NP@MoS2quantum dots core@shell nanocomposites for SERS bio-analysis and label-free bio-imaging. Materials. 10 (6), 650(2017).
  17. Li, Y., et al. Rapid label-free SERS detection of foodborne pathogenic bacteria based on hafnium ditelluride-Au nanocomposites. Journal of Innovative Optical Health Sciences. 13 (5), 2041004(2020).
  18. Jin, J., et al. Precisely controllable core-shell Ag@ carbon dots nanoparticles: application to in situ super-sensitive monitoring of catalytic reactions. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (41), 27956-27965 (2016).
  19. Luo, P., Li, C., Shi, G. Synthesis of gold@ carbon dots composite nanoparticles for surface enhanced Raman scattering. Physical Chemistry Chemical Physics. 14 (20), 7360-7366 (2012).
  20. Li, L., et al. Accurate SERS monitoring of the plasmon mediated UV/visible/NIR photocatalytic and photothermal catalytic process involving Ag@carbon dots. Nanoscale. 13 (2), 1006-1015 (2021).
  21. Wang, X., et al. Reduced state carbon dots as both reductant and stabilizer for the synthesis of gold nanoparticles. Carbon. 64, 499-506 (2013).
  22. Zhu, M., et al. Physicochemical properties determine nanomaterial cellular uptake, transport, and fate. Accounts of Chemical Research. 46 (3), 622-631 (2013).
  23. Li, L., et al. SERS monitoring of photoinduced-enhanced oxidative stress amplifier on Au@ carbon dots for tumor catalytic therapy. Light: Science & Applications. 11 (1), 286(2022).
  24. Fiori, F., et al. Highly photostable carbon dots from citric acid for bioimaging. Materials. 15 (7), 2395(2022).
  25. Chen, X., et al. Preparation of carbon dots-based nanoparticles and their research of bioimaging and targeted antitumor therapy. Journal of Biomedical Materials Research. Part B, Applied Biomaterials. 110 (1), 220-228 (2022).
  26. Chen, M., et al. Red, green, and blue light-emitting carbon dots prepared from gallic acid for white light-emitting diode applications. Nanoscale Advances. 4 (1), 14-18 (2022).
  27. Byram, C., Moram, S. S. B., Shaik, A. K., Soma, V. R. Versatile gold based SERS substrates fabricated by ultrafast laser ablation for sensing picric acid and ammonium nitrate. Chemical Physics Letters. 685, 103-107 (2017).
  28. Efrima, S., et al. Understanding SERS of bacteria. Journal of Raman Spectroscopy. 40 (3), 277-288 (2009).
  29. Movasaghi, Z., Rehman, S., Rehman, I. U. Raman spectroscopy of biological tissues. Applied Spectroscopy Reviews. 42 (5), 493-541 (2007).
  30. Mushtaq, A., et al. Surface-enhanced Raman spectroscopy (SERS) for monitoring colistin-resistant and susceptible E. coli strains. Spectrochimica Acta Part A: Molecular and Biomolecular Spectroscopy. 278, 121315(2022).
  31. Mosier-Boss, P. A., Sorensen, K. C., George, R. D., Obraztsova, A. SERS substrates fabricated using ceramic filters for the detection of bacteria. Spectrochimica Acta Part A: Molecular and Biomolecular Spectroscopy. 153, 591-598 (2016).
  32. Zhang, P., et al. Dynamic insights into increasing antibiotic resistance in Staphylococcus aureus by label-free SERS using a portable Raman spectrometer. Spectrochimica Acta Part A: Molecular and Biomolecular Spectroscopy. 273, 121070(2022).
  33. Li, J. F., Zhang, Y. J., Ding, S. Y., Panneerselvam, R., Tian, Z. Q. Core-shell nanoparticle-enhanced Raman spectroscopy. Chemical Reviews. 117 (7), 5002-5069 (2017).
  34. Bodelon, G., Montes-Garcia, V., Perez-Juste, J., Pastoriza-Santos, I. Surface-enhanced Raman scattering spectroscopy for label-free analysis of P. aeruginosa quorum sensing. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 8, 143(2018).
  35. Weiss, R., et al. Surface-enhanced Raman spectroscopy of microorganisms: limitations and applicability on the single-cell level. Analyst. 144 (3), 943-953 (2019).
  36. Oliveira, K., et al. Multiplex SERS phenotyping of single cancer cells in microdroplets. Advanced Optical Materials. 11 (1), 2201500(2023).
  37. Ho, C. S., et al. Rapid identification of pathogenic bacteria using Raman spectroscopy and deep learning. Nature Communications. 10 (1), 4927(2019).
  38. Spedalieri, C., Kneipp, J. Surface enhanced Raman scattering for probing cellular biochemistry. Nanoscale. 14 (14), 5314-5328 (2022).
  39. Weng, S. Y., et al. Highly sensitive and reliable detection of microRNA for clinically disease surveillance using SERS biosensor integrated with catalytic hairpin assembly amplification technology. Biosensors & Bioelectronics. 208, 114236(2022).
  40. Wang, J. W., et al. Target-triggered nanomaterial self-assembly induced electromagnetic hot-Spot Generation for SERS-fluorescence dual-mode in situ monitoring MiRNA-guided phototherapy. Analytical Chemistry. 93 (41), 13755-13764 (2021).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reimpresiones y Permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este JoVE artículos

Solicitar permiso

Explorar más artículos

Bioingenier aN mero 196

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidad

Condiciones de uso

Políticas

Contáctenos

RECOMIENDE A LA BIBLIOTECA

BOLETINES de JoVE

Investigación

Educación

Autores

Bibliotecarios

ACERCA DE JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados