Desarrollo y Aplicación de Ensayos Biofísicos para la Evaluación de la Formación de Complejos Ternarios Inducida por Quimeras Dirigidas a la Proteólisis (PROTACS)

Resumen

En este trabajo se describen protocolos para la caracterización biofísica de la formación de complejos ternarios inducidos por quimeras dirigidas a proteólisis (PROTACS) que involucran a las ubiquitinas ligasa Von Hippel-Lindau E3 ligasa (VHL) y Cereblon (CRBN). Los métodos biofísicos que se ilustran en este documento incluyen la resonancia de plasmones de superficie (SPR), la interferometría de biocapas (BLI) y la calorimetría de titulación isotérmica (ITC).

Resumen

Las ligasas E3 y las proteínas destinadas a la degradación pueden ser inducidas a formar complejos por moléculas heterobifuncionales en un proceso de varios pasos. La cinética y la termodinámica de las interacciones involucradas contribuyen a la eficiencia de la ubiquitinación y la degradación resultante de la proteína. Las técnicas biofísicas como la resonancia de plasmones de superficie (SPR), la interferometría de biocapas (BLI) y la calorimetría de titulación isotérmica (ITC) proporcionan información valiosa que se puede utilizar en la optimización de esas interacciones. Utilizando dos sistemas modelo, se estableció un conjunto de herramientas de ensayo biofísico para comprender la cooperatividad de la formación de complejos ternarios y el impacto del "efecto gancho" en la cinética de unión. En un caso, se evaluó una molécula de proteólisis dirigida a quimera (PROTAC) que indujo la formación de complejos ternarios entre Brd4^BD2 y VHL. La molécula heterobifuncional, MZ1, tiene afinidades nM tanto por la proteína Brd4^BD2 (SPR K D = 1 nM, ITC K D = 4 nM) como por el complejo BVS (SPR K_D = 29 nM, ITC K_D = 66 nM). Para este sistema, se desarrollaron ensayos robustos de SPR, BLI e ITC que reprodujeron los resultados publicados que demuestran la cooperatividad de la formación de complejos ternarios. En el otro caso, se estudió una molécula que indujo complejos ternarios entre una proteína de 46,0 kDa, PPM1D, y cereblon [CRBN (319-442)]. La molécula heterobifuncional, BRD-5110, tiene una SPR K D = 1 nM para PPM1D pero una unión mucho más débil contra el complejo CRBN truncado (319-442) (SPR K_D = ~ 3 μM). En ese caso, la unión de CRBN en SPR no era saturable, lo que daba lugar a un "efecto gancho". Se evaluaron los requisitos de rendimiento y reactivos para SPR, BLI e ITC, y se proporcionaron recomendaciones generales para su aplicación a los proyectos PROTAC.

Introducción

La poliubiquitinación de proteínas en la célula es un proceso estrechamente regulado que involucra enzimas de la familia de la ubiquitina ligasa ^1,2. Las enzimas terminales en la vía son las ligasas de ubiquitina E3 que unen covalentemente las moléculas de ubiquitina a sus socios de unión a proteínas³. La poliubiquitinación de esos socios de unión a proteínas se dirige a ellos para la degradación proteolítica por el proteasoma⁴. Este sistema forma parte del proceso de homeostasis de proteínas que se ha aprovechado terapéuticamente para inducir la degradación de proteínas implicadas en la enfermedad⁵. Las moléculas pequeñas que inducen la interacción entre las ligasas de ubiquitina E3, como la ligasa E3 de Von Hippel-Lindau (VHL) o el cereblon (CRBN), suelen estar compuestas por una ojiva de unión a la ligasa E3 conectada por un enlazador flexible a una ojiva que se une a la proteína que se destina a la degradación. Estas moléculas heterobifuncionales se conocen comúnmente como quimeras dirigidas a la proteólisis o PROTACS⁶.

El desarrollo de PROTACS implica la evaluación de la capacidad de las moléculas para inducir la degradación de proteínas en las células. Se han desarrollado muchos sistemas de ensayo celular que monitorizan la interacción inducida entre la proteína diana y los componentes de la ligasa E3, como VHL o CRBN, tras el tratamiento de las células con una molécula PROTAC. Uno de estos ensayos celulares, el sistema nanoluc-Halotag⁷, involucra una ligasa E3 fusionada con el aceptor de Halotag y una proteína diana marcada con un donante de nanoluc. La formación de complejos ternarios acerca el donante de nanoluc y el aceptor de Halotag, lo que permite la transferencia de energía del donante al aceptor, lo que resulta en la emisión de luz. Las variaciones de este sistema se pueden utilizar para evaluar la permeabilidad celular de las moléculas PROTACS⁸ o los cambios en el nivel relativo de ubiquitinación de la proteína diana⁹. Si bien estos sistemas celulares son esenciales para impulsar la optimización de PROTACS, la formación de complejos entre las ligasas E3 y las proteínas destinadas a la degradación es un proceso de varios pasos^10,11. La cinética y termodinámica de las interacciones binarias y ternarias involucradas contribuyen a la eficiencia, ubiquitinación y la degradación resultante de la proteína^12,13,14.

En este trabajo se describen los protocolos que pueden adaptarse para la caracterización biofísica de la formación de complejos ternarios inducidos por PROTACS utilizando resonancia de plasmón de superficie (SPR), interferometría de biocapas (BLI) y calorimetría de titulación isotérmica (ITC). Los protocolos SPR e ITC para la molécula MZ1 PROTAC que induce la formación de complejos ternarios entre Brd4^BD2 y VHL derivados de los reportes de la literatura^13,15 y aquí descritos fueron capaces de recapitular los resultados reportados con alguna modificación de los procedimientos reportados^, los cuales serán discutidos. En este informe se incluye una descripción de un ensayo BLI utilizado para evaluar la formación de complejos ternarios entre MZI, Brd4^BD2 y VHL. Las mediciones de afinidad de BLI fueron consistentes con las observadas en SPR e ITC. También se describe un protocolo previamente publicado en el que se desarrolló un ensayo SPR para evaluar la formación de complejos ternarios inducidos por PROTAC entre PPM1D, una proteína fosfatasa Ser/Thr cuya expresión es inducida de forma dependiente de p53¹⁶, y CRBN. En este caso, la molécula PROTAC tiene una afinidad nanomolar por PPM1D, pero solo una afinidad micromolar por CRBN. En este caso, la unión de la molécula PROTAC a CRBN no es saturable, lo que da lugar al "efecto gancho" comúnmente observado. El efecto gancho es una propiedad de tres sistemas corporales en los que hay dos especies que pueden formar un complejo heterotrimérico cuando ambas están unidas a una molécula puente (Figura 1)¹⁷. El efecto gancho se observa cuando la especie puente está en exceso de concentración en relación con las otras dos especies. El estado resultante es aquel en el que las interacciones binarias superan a las interacciones ternarias. Los sistemas en los que se observa el efecto gancho requieren consideraciones específicas de diseño experimental que se analizan en este informe. Se proporcionan conceptos generales y requisitos de reactivos para evaluar la utilización de ensayos biofísicos para la evaluación de la formación de complejos ternarios inducidos por PROTAC.

Protocolo

Todas las proteínas fueron sobreexpresadas en E. coli con buen rendimiento y pureza (>80%) siguiendo los protocolos de la literatura¹⁸. La biotinilación se llevó a cabo mediante una reacción catalizada por BirA¹⁸. Todas las moléculas pequeñas se prepararon en soluciones madre de 1 mM en 100% DMSO. Los procedimientos descritos en este documento no requieren equipo de seguridad de laboratorio especializado ni precauciones. Se debe usar equipo de protección personal (EPP) estándar de laboratorio (es decir, bata de laboratorio, gafas de seguridad y guantes).

Las proteínas aplicadas en este estudio se enumeran a continuación:
VHL: complejo VHL(53-213)/ElonginB (1-104)/ElonginC(17-112) biotinilado con Avi-tag en el extremo C-terminal de ElonginB.
Brd4^BD2: Brd4^BD2 sin etiquetar(333-460)
CRBN: CRBN biotinilado (319-442) con Avi-tag en el extremo N
PPM1D: PPM1D(1-420) no marcado o doble marcado con His8 en el extremo N

Las moléculas pequeñas aplicadas en este estudio se enumeran a continuación:
MZ1 (MW = 1002,6 Da): PROTAC que se une a BVS y Brd4^BD2
BRD-2512 (MW = 841,4 Da): CRBN K D ~3 μM, no se une a PPM1D
BRD-5110 (MW = 872,0 Da): CRBN K D ~3 μM, PPM1D K_D = 1-2 nM
BRD-4761 (MW = 476,6 Da): no se une a CRBN, PPM1D K_D = 1-2 nM

1. Método 1: ITC (calorimetría de titulación isotérmica)

NOTA: Las valoraciones se realizan mediante un microcalorímetro con autoinyección.

1. Preparación del tampón: Preparar 3 L de tampón que contenga 20 mM de HEPES, 150 mM de NaCl, 1 mM de TCEP, pH 7,5.
2. Diálisis: Diálisis de VHL y Brd4^BD2 (~ 500 μL a 150 μM cada uno) contra 1 L del tampón preparado en el paso 1.1, 3 veces a 4 °C, durante 4 h, 2 h y aproximadamente 16 h, respectivamente. Guarde el tampón después de la última diálisis para usarlo en los pasos posteriores.
3. Prepare las muestras en una placa de 96 pocillos con una cubierta de plástico.
   1. Para cada valoración, prepare 400 μl de solución para la célula, 125 μl para la jeringa y 400 μl de tampón para la limpieza. Agregue muestras a tres pocillos consecutivos en la placa. Dado que el material compuesto se prepara a 1 mM en DMSO al 100%, agregue el mismo porcentaje de DMSO a las soluciones proteicas para garantizar el tampón correspondiente en la célula y la jeringa. Agregue un 2% de DMSO a las soluciones finales.
      1. Muestra para la valoración de la enfermedad de VHL en MZ1: Prepare una solución celular que contenga 392 μL de tampón, 4 μL de MZ1 a 1 mM (concentración final de 10 μM) y 4 μL de DMSO al 100 %. Prepare una solución de jeringa que contenga 122,5 μL de VHL a 85,7 μM, 2,5 μL de DMSO al 100% (concentración final de 84 μM).
      2. Muestras para la valoración de la BVS en el tampón (los datos se utilizarán para la sustracción de fondo de los datos generados a partir de la muestra 1.3.1.1): Preparar una solución celular que contenga 392 μL tampón, 8 μL de DMSO al 100%. Prepare una solución de jeringa que contenga 122,5 μL de VHL a 85,7 μM (concentración final de 84 μM) y agregue 2,5 μL de DMSO al 100%.
      3. Muestras para la valoración de la enfermedad VHL en MZ1 y Brd4 BD2: Prepare una solución celular que contenga 392 μL de 17,1 μM de Brd4^BD2 (concentración final de 16,8 μM), 3,36 μL de MZ1 a 1 mM (concentración final de 8,4 μM) y 4,64 μL de DMSO al 100 %. Prepare una solución de jeringa que contenga 122,5 μl de VHL a 85,7 μM (concentración final de 84 μM) y 2,5 μl de DMSO al 100 %.
      4. Muestras para la valoración de la enfermedad VHL en Brd4 BD2 (antecedentes de 1.3.1.3): Prepare una solución celular que contenga 392 μL de 17,1 μM de Brd4^BD2 (concentración final de 16,8 μM) y 8 μL de DMSO al 100%. Prepare una solución de jeringa que contenga 122,5 μl de VHL a 85,7 μM (concentración final de 84 μM) y 2,5 μl de DMSO al 100 %.
4. Ejecute las cuatro valoraciones en el microcalorímetro. Cada una consta de 19 inyecciones de solución de jeringa de 2 μL a una velocidad de 2 μL/s a intervalos de tiempo de 120 s. Realice una inyección inicial de proteína (0,4 μL) y deséchela durante el análisis de los datos. Realice todos los experimentos a 25 °C, agitando a 600 rpm.
5. Análisis de los datos: Ajuste los datos a un modelo de un solo sitio de unión para obtener la estequiometría (n), la constante de disociación (K_D) y la entalpía de unión (ΔH) utilizando el software de análisis proporcionado por el fabricante (Figura 2).

2. Método 2: BLI (interferometría de biocapas)

1. Realizar experimentos BLI utilizando sensores recubiertos de estreptavidina (SA) a temperatura ambiente (RT) con una tasa de adquisición de 5 Hz. Durante el experimento BLI automatizado, asegúrese de que los sensores estén estacionarios dentro de una sola columna y se muevan entre las diferentes columnas de una placa negra de fondo plano de 96 pocillos con un volumen máximo de pocillos de 392 μL. Llene cada pocillo de la placa utilizada en el experimento con 200 μL de solución.
   NOTA: BLI solo es útil para detectar interacciones proteína-proteína (es decir, formación de complejos ternarios). No es lo suficientemente sensible como para detectar interacciones entre proteínas y moléculas pequeñas.
   1. Preparación del tampón: Preparar 100 mL de tampón que contenga 20 mM de HEPES, 150 mM de NaCl, 1 mM de TCEP, 0,05% de P20, pH 7,5.
   2. Optimización para la etapa de inmovilización: Cargue el sensor de prueba a 1-3 nm, según lo recomendado por el fabricante. Se utiliza una carga de ~1,0 nm para los procedimientos descritos aquí. Para lograr esto, sumerja el sensor en una solución que contenga VHL a 1,5 μg/mL durante 80 s.
   3. Realice mediciones cinéticas BLI aplicando siete sensores SA utilizando la siguiente secuencia:
      1. Para la primera fase de referencia, sumérjase en el tampón durante 60 s.
      2. Para la fase de inmovilización, sumergir en una solución de VHL a 1,5 μg/mL durante 80 s.
      3. Para la segunda fase de referencia, sumérjase en el tampón durante 60 s.
      4. Para la fase de asociación, sumergir en una solución una concentración fija de Brd4^BD2 a 2 μM, una concentración fija de DMSO al 2% y concentraciones variables de MZ1 a 100 nM, 50 nM, 25 nM, 12,5 nM, 6,3 nM, 3,1 nM y 0 nM (sensor de referencia) durante 300 s.
      5. Para la fase de disociación, sumérjase en el tampón durante 600 s.
   4. Realice análisis de datos utilizando el software del fabricante. k _on, k _off y k_d se informan para el ajuste de datos (Figura 3).

3. Método 3: SPR (resonancia de plasmón de superficie)

NOTA: Todos los experimentos de SPR se llevan a cabo utilizando chips sensores recubiertos de estreptavidina (SA) en RT. Aunque el chip NTA se utiliza para la detección entre proteínas y moléculas pequeñas, debe usarse con precaución cuando se aplica al complejo ternario, ya que se observa un fondo mucho más alto que el chip SA, posiblemente debido a las interacciones electrostáticas entre la superficie del chip cargado y la proteína en el analito.

1. SPR para la interacción BVS-MZ1
   1. Preparación del tampón.
      1. Prepare un tampón de 1 L que contenga 20 mM de HEPES, 150 mM de NaCl, 1 mM de TCEP, 0,005% de P20, pH7,5 y páselo a través de una unidad de filtro de 0,2 μm.
      2. Retire 20 ml de tampón para uso futuro (tampón sin DMSO) y rellene con 20 ml de DMSO (2 % de DMSO en el tampón de ejecución final). Mantenga el DMSO al 2% en todas las muestras que se describen a continuación (pasos 3.1 y 3.2)
   2. Activar el chip SA siguiendo el protocolo del fabricante e inmovilizar la VHL a ~2000 RU (inyectar solución proteica de 5 μg/mL a 5 μL/min).
   3. Prepare MZ1 en una dilución seriada de 3 veces y 8 puntos con una concentración superior de 10 μM en una placa de polipropileno translúcida de fondo cónico de 384 pocillos con un volumen máximo de 130 μL. Cubra la placa con láminas de plástico transparentes autoadhesivas compatibles con microplacas de polipropileno.
      1. Prepare la concentración máxima con el tampón libre de DMSO para garantizar el 2% de DMSO en la concentración final. A 147 μL de tampón libre de DMSO, agregue 1,5 μL de material MZ1 a 1 mM y 1,5 μL de DMSO al 100%.
      2. Prepare la dilución en serie de 3 veces con el tampón de funcionamiento que contiene un 2% de DMSO. A 100 μL del tampón corriente, añadir 50 μL de solución a la concentración máxima preparada en el paso 3.1.3.1, y mezclar bien para preparar la^2ª concentración más alta.
      3. A continuación, transfiera 50 μL de la solución preparada en el paso 3.1.3.2 a los siguientes 100 μL de tampón corriente, mezcle bien para preparar la^3ª concentración más alta, y así sucesivamente.
   4. Ejecute SPR utilizando la configuración de varios ciclos: Modo: Alto rendimiento; tiempo de contacto: 120 s; tiempo de disociación: 300 s; caudal: 50 μL/min.
   5. Realice el análisis de datos utilizando el software de evaluación proporcionado por el fabricante del instrumento. El análisis en estado estacionario indicó que K_D = 26 (± 3) nM y Rmax de ~91% (± 5%) de unión lograda (Figura 4A)
2. SPR para BVS: MZ1: complejo ternario Brd4^BD2
   1. Prepare el búfer como se describe en el paso 3.1.1.
   2. Active el chip SA siguiendo el protocolo del fabricante e inmovilice la VHL a ~100 RU. Inyectar una solución proteica de 0,5 μg/mL de VHL a un caudal de 5 μL/min y un tiempo de contacto entre 1-5 min hasta alcanzar una densidad superficial de ~100 RU.
   3. Prepare las muestras para dos inyecciones de ciclo único de 5 puntos y 5 veces en una placa inferior redonda de poliestireno transparente de 96 pocillos con un volumen máximo de 323 μL y cúbrala con láminas de plástico transparentes autoadhesivas que sean compatibles con las microplacas de poliestireno como se describe en los pasos 3.2.3.1-3.2.3.2.
      1. Control negativo: el analito contiene Brd4^BD2 solamente.
         1. Preparar la concentración máxima a 25 μM en tampón de funcionamiento con un volumen de 200 μL (#A5)
         2. Agregue 160 μL de Brd4^BD2 a 2 μM en el tampón de funcionamiento a los siguientes 4 pocillos de la izquierda (#A1-A4)
         3. Transfiera 40 μL de A5 a A4. Mezclar bien.
         4. Transfiera 40 μL de A4 a A3. Mezclar bien. Siga haciéndolo hasta A1.
      2. Formación de complejos ternarios: el analito contiene MZ1 y Brd4^BD2.
         1. Prepare la concentración máxima añadiendo 4 μL de MZ1 a 20 μM en una solución de DMSO al 100% a 196 μL que contengan 25,5 μM de Brd4^BD2 en tampón libre de DMSO (#B5). Las concentraciones finales son 25 μM Brd4^BD2, 100 nM MZ1 y 2% DMSO.
         2. Agregue 160 μL de Brd4^BD2 a 2 μM en el tampón de funcionamiento a los siguientes 4 pocillos de la izquierda (#B1-B4)
         3. Transfiera 40 μL de B5 a B4. Mezclar bien.
         4. Transfiera 40 μL de B4 a B3. Mezclar bien. Sigue haciéndolo hasta B1.
   4. Ejecute SPR utilizando la configuración de ciclo único: Tiempo de contacto: 100 s; tiempo de disociación: 720 s; caudal: 50 μL/min. Aplique tres inyecciones de tampón antes de cada muestra para garantizar un fondo estable.
   5. Análisis de datos: Aplique la tercera inyección del búfer como fondo para la resta. Como control negativo, cuando MZ1 no está presente, la respuesta de SPR entre VHL y Brd4^BD2 es despreciable. Cuando MZ1 está presente, el ajuste cinético indica que la interacción entre VHL y el complejo MZ1-Brd4^BD2 tiene k _on = 7,9 (± 1,5) *10⁷ /M/s, k_off = 0,014 ^s-1 y K_D = 1 nM. (Figura 4B)
3. SPR para CRBN e interacciones de moléculas pequeñas
   1. Preparación del tampón.
      1. Prepare un tampón de 1 L que contenga 50 mM de Tris, 100 mM de NaCl, 1 mM de MgCl 2, 0,5 mM de TCEP, 0,005% de P20, pH 7,5 y páselo por una unidad de filtro de_0,2 μm.
      2. Retire 20 ml de tampón y rellene 20 ml de DMSO al 100 % (2 % de DMSO en el tampón de ejecución final). Es importante mantener el DMSO al 2% en todas las muestras que se describen a continuación (pasos 3.3, 3.4 y 3.5).
   2. Active el chip SA siguiendo el protocolo del fabricante e inmovilice CRBN a ~800 RU.
   3. Preparar los compuestos en una dilución seriada de 3 veces y 6 pt en una placa de 384 pocillos con una concentración máxima de 30 μM, como se describe en el punto 3.1.3.
   4. Ejecute SPR utilizando la configuración de ciclo múltiple: Modo: Alto rendimiento, tiempo de contacto: 60 s, tiempo de disociación: 90 s; caudal: 50 μL/min. Para este sistema, tres inyecciones de tampón son suficientes para obtener un fondo estable. Para otros sistemas de ensayo, puede ser necesario realizar inyecciones de tampón adicionales.
   5. Realice análisis de datos utilizando el software del fabricante.
      NOTA: El análisis de estado estacionario indica que K_D de BRD-2512 y BRD-5110 son de alrededor de 3 μM. Sin embargo, la unión solo alcanzó ~ 70%_{de unión máxima} de R en la concentración superior. Tanto la afinidad débil como la forma del sensorgrama indican que es probable que ocurra insolubilidad de compuestos a altas concentraciones. Por lo tanto, el K_D real podría ser superior a 3 μM. BRD-4761, que no se une a CRBN, se incluyó como control negativo.
4. SPR para PPM1D e interacciones de moléculas pequeñas
   1. Prepare el búfer como se describe en el paso 3.3.1. Utilice un chip sensor de ácido nitriloacético (NTA).
   2. Aplique un solo ciclo porque la ojiva PPM1D tiene un encendido y apagado k _lentos. Regenere el chip NTA utilizando la configuración predeterminada del fabricante e inmovilice PPM1D a ~ 1000 RU después de cada inyección de compuesto (inyecte una solución de proteína de 5 μg/ml a 5 μl/min).
   3. Preparar los compuestos en una dilución seriada de 3 veces y 5 puntos con la concentración máxima a 400 nM, como se describe en el punto 3.1.3.
   4. Ejecute SPR utilizando la configuración de un solo ciclo: Modo: alto rendimiento; Tiempo de contacto: 90 s; tiempo de disociación: 600 s; caudal: 50 μL/min. Aplique tres inyecciones de tampón antes de cada compuesto para garantizar un fondo estable.
   5. Análisis de datos. Aplique la tercera inyección del búfer como fondo para la resta. Como control negativo, BRD-2512 no muestra unión a PPM1D. Para BRD-4761 y BRD-5110, el ajuste cinético indicó que el KD para ambos era de 1-2 nM.
5. SPR para CRBN:PROTAC: Complejo ternario PPM1D
   1. Prepare el búfer como se describe en el paso 3.3.1.
   2. Activar el chip SA siguiendo el protocolo del fabricante e inmovilizar CRBN a ~35 RU (inyectar una solución proteica de 0,5 μg/mL a 5 μL/min).
   3. Preparar tres compuestos en una dilución seriada de 3 veces y 6 puntos con una concentración máxima de 30 μM manteniendo [PPM1D] a 1 μM en todas las muestras, incluidos los blancos, utilizando el método descrito en el paso 3.2.3.
   4. Ejecute SPR utilizando la configuración de varios ciclos: Modo: Alto rendimiento; Tiempo de contacto: 60 s; tiempo de disociación: 90 s; caudal: 50 μL/min.
   5. Realice análisis de datos utilizando el software del fabricante.
      NOTA: Mientras que BRD-2512 y BRD-4761 muestran una respuesta nula o insignificante, BRD-5110 muestra claramente el "efecto gancho" en el estado estacionario con una cinética rápida de encendido/apagado (Figura 5A-C). La respuesta de unión experimental de BRD-5110 (Figura 5C) se encuentra entre la respuesta predicha de la simulación cuando se asume que K D (CRBN, cpd) es de 3 o 10 μM (Figura 5E), lo que sugiere que el K D ternario y el K_D binario son muy similares. No hay cooperación aparente de PPM1D: BRD-5110: formación del complejo CRBN.

Resultados

La caracterización del complejo binario BVS: MZ1 y del complejo ternario BVS: MZ1: Brd4^BD2 se puede encontrar en la Figura 2 (ITC), la Figura 3 (BLI) y la Figura 4 (SPR) utilizando un tampón muy similar. El K_D extraído de los ensayos ortogonales es consistente. La cooperatividad se puede calcular por K D (binario) / K_D (ternario), que es altamente positivo (15 de ITC o 26 de SPR).

...

Discusión

La caracterización biofísica de las interacciones binarias y ternarias entre las moléculas PROTAC y sus socios de unión a proteínas puede proporcionar información única y complementaria en relación con los sistemas celulares ampliamente utilizados. Comprender la afinidad entre cada ojiva de una molécula PROTAC y sus socios de unión a proteínas puede ayudar a guiar los esfuerzos de química médica hacia la optimización de esas interacciones. Las estructuras cristalinas de los complejos ternarios PROTAC public...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
96-plate	Greiner	655076	flat-bottom, black plates used In BLI experiments
96-well plate	Nunc	73520-120	Plate use for ITC sample preparation
96-well plate	Greiner	650101	Plate used to prepare samples for SPR experiments
Auto iTC200 micro-calorimeter	Malvern Panalytical		Instrument used to perform ITC experiments. Product discontinued.
Biacore S200	Cytiva	29136649	Instrument used to perform SPR experiments
MZ1	ProbeChem	PC-60099	PROTAC that binds to VHL and Brd4BD2
NTA sensor chip	Cytiva	BR100532	SPR chip used to perform SPR experiments involving PPM1D
Octet Red-384	Sartorius		Instrument used to perform BLI experiments. Product discontinued.
Plate cover	Malvern	PQA0001	Cover for Nunc 96-well plate (73520-120)
Plate cover	Cytiva	28975816	Plate cover for Greiner plate (650101)
Series S SA sensor chip	Cytiva	BR100531	SPR chip used to perform SPR experiments involving MZ1:VHL:BRD4
Streptavidin (SA) Dip and Read Biosensors	Sartorius	18-509	Coated sensors used in BLI experiments