Aislamiento de mutantes nulos o alterados de interacción mediante el ensayo de dos híbridos de levadura

Resumen

Las interacciones de las biomoléculas, como las interacciones proteína-proteína, son la base molecular de las funciones biológicas. Si se pueden aislar mutantes nulos/deteriorados por interacción que carecen específicamente de la interacción relevante, serán de gran ayuda para comprender las funciones de esta interacción. Este artículo presenta una forma eficiente de aislar mutantes nulos o deteriorados por interacción.

Resumen

Las interacciones proteína-proteína son uno de los procesos más básicos que subyacen a los fenómenos biológicos. Una de las formas más sencillas y mejores de comprender el papel y la función de una interacción proteína-proteína específica es comparar el fenotipo del tipo salvaje (con la interacción proteína-proteína relevante) y los de los mutantes que carecen de la interacción relevante. Por lo tanto, si estos mutantes se pueden aislar, ayudarán a dilucidar los procesos biológicos relacionados. El procedimiento de dos híbridos de levadura (Y2H) es un enfoque poderoso no solo para detectar interacciones proteína-proteína, sino también para aislar mutantes nulos o deteriorados de interacción. En este artículo, se presenta un protocolo para aislar mutantes nulos o deteriorados por interacción utilizando la tecnología Y2H. En primer lugar, se construye una biblioteca de mutaciones combinando la reacción en cadena de la polimerasa y una eficiente tecnología de clonación sin fisuras, que excluye eficazmente el vector vacío de la biblioteca. En segundo lugar, los mutantes nulos o deteriorados por interacción se examinan mediante el ensayo Y2H. Debido a un truco en el vector Y2H, los mutantes no deseados, como aquellos con cambio de marco y mutaciones sin sentido, se eliminan de manera eficiente del proceso de detección. Esta estrategia es simple y, por lo tanto, se puede aplicar a cualquier combinación de proteínas cuya interacción pueda ser detectada por el sistema de dos híbridos.

Introducción

Las interacciones entre biomoléculas son la parte más básica de los fenómenos biológicos. Las interacciones proteína-proteína constituyen una parte importante de dichas interacciones. Por lo tanto, la identificación de los socios de interacción de una proteína de interés es fundamental para dilucidar aún más la función de la proteína/gen de interés. El método de dos híbridos de levadura (Y2H) es una técnica popular para identificar interacciones proteína-proteína in vivo¹. En este sistema, dos proteínas (X e Y) cuya interacción se va a probar se fusionan con el dominio de unión al ADN (DB) y el dominio de activación transcripcional (AD), respectivamente. La proteína de fusión DB-X se une a una secuencia de reconocimiento del dominio DB; por lo tanto, cuando las proteínas X e Y interactúan, la proteína de fusión AD-Y entra en la proximidad de la secuencia de reconocimiento. En consecuencia, se activa la transcripción del gen reportero aguas abajo de la secuencia de reconocimiento. Por lo tanto, la presencia o ausencia de actividad del gen reportero puede utilizarse para determinar la presencia o ausencia de la interacción proteína-proteína¹.

Una vez que se identifica un socio de interacción específico de la proteína de interés, se deben realizar análisis adicionales para dilucidar la función biológica de la interacción. Para este propósito, si se pueden aislar los mutantes de las proteínas que perjudican o eliminan la interacción específica proteína-proteína, servirán como herramientas poderosas. El sistema Y2H se puede utilizar directamente para aislar dichos mutantes mediante el cribado de clones "negativos para la interacción", empezando por el clon de tipo salvaje "positivo para la interacción". Para acelerar este proceso, se desarrollaron sistemas Y2H "inversos" (rY2H) ^2,3. En los sistemas rY2H, las cepas de levadura huésped albergan genes marcadores contraseleccionables como genes reporteros, lo que significa que las células de levadura crecen solo cuando las proteínas AD-Y y DB-X no interactúan.

Aunque tanto el sistema Y2H como el rY2H permiten el aislamiento de mutantes con interacción negativa, el proceso de aislamiento de los mutantes es laborioso porque no todos los candidatos obtenidos mediante cribado portan el tipo de mutaciones deseado (normalmente mutaciones con cambio de sentido). El problema más grave es que una fracción significativa de los candidatos albergan mutaciones de cambio de marco o sin sentido, y es necesario realizar Western blot para excluir clones no deseados. Para superar este problema, se han desarrollado nuevos vectores plásmidos⁴. En estos vectores, KanMX, un marcador de resistencia a los fármacos, se posiciona fuera de marco aguas abajo del dominio DB o AD. El gen marcador se convierte en marco con el dominio DB o AD solo cuando se inserta el gen de interés. Cuando se introducen mutaciones aleatorias en el gen de interés, los mutantes indeseables, como los que tienen mutaciones con cambio de marco o mutaciones sin sentido, pueden eliminarse fácilmente mediante la selección de resistencia a los fármacos, y los candidatos portadores de mutaciones deseables con cambio de sentido pueden identificarse fácilmente con el cribado Y2H⁴. En este artículo se presenta un protocolo para aislar mutantes nulos/alterados de interacción de una proteína de interés utilizando esta estrategia.

Protocolo

1. Construcción de la biblioteca mutante

1. Configure la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) (a continuación se muestra un ejemplo). Generalmente, prepare 50 μL de la reacción, que se divide en diez alícuotas de 5 μL, y amplifique el fragmento de gen objetivo en una máquina de PCR⁴.
   NOTA: Los usuarios deben seleccionar una polimerasa apropiada para introducir mutaciones de manera eficiente. Si el fragmento de ADN que se va a amplificar es corto, se necesita una polimerasa con una tasa de error más alta, como la polimerasa Taq, que carece de actividad de corrección. Si el fragmento de ADN que se va a amplificar es largo, se necesita una polimerasa de mayor fidelidad para reducir el número de mutaciones. Las mutaciones ocurren cada pocos cientos de pares de bases después de 30 ciclos de amplificación con la polimerasa 4 Taq^regular. En los resultados representativos, se utilizó una polimerasa Taq diferente (ver Tabla de Materiales), que tiene mayor fidelidad que la polimerasa Taq regular, y la tasa de mutación fue de uno en 600 pares de bases. En el Archivo Complementario 1 se proporciona un ejemplo de las mezclas de PCR, los detalles del cebador y las condiciones de reacción.
2. Una vez finalizada la PCR, combinar todas las alícuotas de la reacción, confirmar que los fragmentos de ADN de interés han sido amplificados mediante electroforesis en gel de agarosa, etcétera, y purificar el ADN⁵.
3. Ensamble el fragmento de ADN generado en el paso 1.2 con el vector Y2H apropiado utilizando una estrategia de clonación "sin costuras" (Figura 1).
   NOTA: El sistema de clonación sin interrupciones, como el ensamblaje⁶ de Gibson, minimiza la contaminación de la biblioteca de mutantes construida por vectores vacíos generados a través de la autoligadura. En la Tabla 1 se proporciona una lista de vectores Y2H. Se pueden preparar por digestión BamHI antes del montaje. Todos los plásmidos están disponibles en el Proyecto Nacional de Recursos Biológicos - levadura (ver Tabla de Materiales).
4. Introducir la mezcla de reacción generada en el paso 1.3 en células competentes de Escherichia coli preparadas de acuerdo con un protocolo de transformación de E. coli altamente eficiente (por ejemplo, Inoue et al.7). Extienda todas las células competentes en varias placas de LB (1% de triptona, 0,5% de extracto de levadura, 1% de NaCl y 2% de agar) que contengan antibióticos apropiados (consulte la Tabla de materiales). En este punto, extienda una pequeña cantidad (~1/100 de la reacción total) en la misma placa de selección para calcular el título de la biblioteca. Incubar las placas a 37 °C durante la noche.
5. Una vez que haya aparecido un gran número de colonias de E. coli , raspe todas las células de la superficie de la placa con un asa de plástico desechable. Recuperar ADN plásmido de estas células utilizando métodos populares, como la lisis alcalina⁸. Al mismo tiempo, cuente el número de colonias que aparecen después de esparcir pequeñas alícuotas de la mezcla de transformación en el plato. Con este número, calcule el número total de clones independientes en la biblioteca.
   NOTA: En este punto, recoja algunas colonias independientes (4-6) que aparezcan en la placa en la que se extendieron las pequeñas alícuotas de la reacción de transformación, cultívelas por separado y aísle los plásmidos de ellas para confirmar que prácticamente todos los clones llevan los fragmentos de ADN deseados⁵. Hay muchos kits comerciales disponibles para aislar plásmidos de E. coli. El número de colonias que aparecen en la placa después de esparcir pequeñas alícuotas se puede contar manualmente.
6. Mida la concentración del grupo de ADN de la biblioteca. Por lo general, unos pocos cientos de nanogramos de ADN de biblioteca son suficientes para obtener varios miles de transformantes en el siguiente paso.
   NOTA: Se recomienda medir la concentración de ADN utilizando un tinte fluorescente que se adhiera al ADN porque la medición de A₂₆₀ suele ser inexacta.

2. Transformación de la levadura con la biblioteca de mutantes y revestimiento de réplicas

1. Introducir la biblioteca de mutantes en la cepa de levadura huésped (TAT-7 (L40-ura3)^9,10 MATa, leu2-3,112, trp1-901, his3-Δ200, ade2-101, gal80Δ, LYS2:(lexAop)_4-HIS3, ura3:(lexAop)_8-lacZ) para el ensayo Y2H utilizando unos 100 ng de ADN. Pretransforme las células huésped con el plásmido 'cebo'.
   1. Después del procedimiento de transformación, suspenda las células de levadura en agua estéril y extienda alícuotas de diferentes cantidades en placas apropiadas (generalmente medio SC sin leucina y triptófano: SC-LW [0,67% de base de nitrógeno de levadura, 2% de glucosa, 1,546 g/L de mezcla de doble abandono SC -Leu-Trp y agar al 2%, ver Tabla de Materiales]). Incubar estas placas durante la noche a 30 °C.
      NOTA: El protocolo estándar, como el método de acetato de litio-PEG¹¹ con ~ 5 × 10⁶ células de crecimiento logarítmico, es suficiente para la transformación de la levadura. También se puede utilizar otro método con una alta eficiencia de transformación, como la electroporación.
2. Al día siguiente, cuando aparezcan colonias diminutas, seleccione las placas con un número adecuado de células (500-2000) y haga réplicas de ellas de la siguiente manera.
3. Coloque dos hojas de papel de filtro en un bloque de réplica para hacer varias réplicas (el medio es SC-LW y SC-LW que contiene kanamicina) (ver Tabla de Materiales). Incubar a 30 °C durante 1-2 días.
   NOTA: La concentración de kanamicina (G418) es de 600 μg/mL. No use terciopelo para el enchapado de réplicas porque se perderá la resolución de las colonias.
4. Una vez que las colonias hayan crecido, compare los platos y elija los candidatos. Realice un ensayo de color Y2H (consulte el paso 3) si se utiliza lacZ como reportero.
   NOTA: Para el reportero Y2H, lacZ suele ser mejor para detectar una interacción débil que HIS3.

3. Ensayo de color Y2H

1. Coloque una hoja de papel de filtro cortada de antemano al tamaño adecuado en la placa de réplica preparada mediante el paso 2. Tenga cuidado de no permitir que se formen burbujas de aire entre el papel de filtro y la placa.
   NOTA: Utilice papel de filtro No. 4A o papel de filtro de grado 50 (consulte la Tabla de materiales). Cualquier placa de kanamicina SC-LW o SC-LW, que se fabrica mediante recubrimiento de réplica, se puede utilizar para el ensayo de color.
2. Cuando el papel de filtro de la placa esté completamente humedecido (cuando el color del papel de filtro cambie por completo), coloque varias hojas de toalla de papel encima y haga que entre en contacto con el papel de filtro para eliminar el exceso de humedad. Retire la toalla de papel cuando absorba el agua y cambie de color. Repite este proceso dos o tres veces.
3. Recoge los bordes del papel de filtro con unas pinzas, despégalo rápidamente de la placa, sumérgelo en nitrógeno líquido y congélalo. Si no dispone de nitrógeno líquido, coloque el papel de filtro en una bandeja de plástico con la colonia hacia arriba e inmediatamente colóquelo en un congelador (de -20 °C a -80 °C) para que se congele por completo.
4. Retire el papel de filtro congelado y colóquelo, con la colonia hacia arriba, sobre una toalla de papel seca para descongelar. Inmediatamente después de descongelar, coloque el papel de filtro, con el lado de la colonia hacia arriba, sobre otro papel de filtro que se haya colocado en una bandeja de plástico o recipiente hermético y empapado con tampón Z (60 mM Na₂HPO₄, 40 mM NaH₂PO₄, 10 mM KCl y 1 mM MgSO₄, pH 7.0) que contenga X-gal (5-bromo-5-cloro-3-indolil-β-D-galactósido) y 2-mercaptoetanol⁹ (consulte la tabla de materiales). Tenga cuidado de no permitir que se formen burbujas de aire entre los papeles de filtro superior e inferior.
5. Cubra la bandeja de plástico que contiene el papel de filtro y colóquela en un recipiente hermético o en una bolsa de plástico. Cierre el recipiente hermético o la bolsa de plástico e incube a 37 °C hasta que aparezca un color azul.
6. Cuando aparezca un color azul, coloque el papel de filtro con el lado de la colonia hacia arriba sobre unos 500 μL de solución de parada (1 M Na₂CO₃) colocado en una bandeja de plástico limpia. La solución de parada se absorbe rápidamente; Por lo tanto, retire el filtro inmediatamente, colóquelo sobre una toalla de papel limpia con la colonia hacia arriba y deje que se seque.
7. Después de reemplazar la toalla de papel y el filtro esté lo suficientemente seco, use un escáner u otro dispositivo para capturar los datos.

4. Recuperación y confirmación de clones candidatos

1. Seleccione clones candidatos blancos y Kan^R de la placa original de la réplica (o de la placa replicada que no se utilizó para el ensayo de color). Los ejemplos se muestran en la Figura 1C. Confirme que los clones candidatos son blancos y Kan^R volviéndolos a rayar como un pequeño parche en un medio SC-LW que contenga kanamicina e incubándolos a 30 °C durante 1-2 días. Haz al menos dos series o haz réplicas al día siguiente.
   NOTA: Se deben seleccionar colonias blancas porque las colonias de color azul pálido podrían retener la interacción.
2. Una vez que los clones candidatos hayan vuelto a crecer bien, repita el ensayo de color con al menos una placa generada en el paso 4.1 como se describe en el paso 3 y confirme que permanecen blancos y no se vuelven azules (Figura 2A).
   NOTA: Al volver a rayar los candidatos, no lleve grandes cantidades de celdas. Demasiadas células hacen que sea imposible distinguir los clones de Kan^R y Kan^S .
3. Tome clones que aún sean blancos y Kan^R generados en el paso 4.2 a partir de los restos de la placa y cultívelos independientemente en 1 mL de medio de selección (SC-L o SC-W, dependiendo del vector que se utilice para la construcción de la biblioteca) durante la noche a 30 °C.
4. Transfiera el cultivo a un microtubo y recoja las células por centrifugación (~ 15,000 × g, durante 10-30 segundos a temperatura ambiente). Aísle el ADN completo de la célula de la siguiente manera.
5. Suspender el pellet celular en 400 μL de tampón de lisis (2% Triton X-100, 1% SDS, 100 mM de NaCl, 10 mM de Tris-Cl (8.0) y 1 mM de EDTA) que contenga 1 μL de 2-mercaptoetanol y 20 mg/mL de Zymolyase 100T (ver Tabla de Materiales), e incubar a 37 °C durante 30 min para digerir las paredes celulares. En este momento, mezcle suavemente invirtiendo el tubo cada 5-10 minutos.
6. Cuando la suspensión celular se haya vuelto opaca o translúcida, añadir un volumen igual de una mezcla de fenol-cloroformo-alcohol isoamílico (25:24:1) y mezclar bien mediante vórtice a velocidad moderada durante 10-20 s.
7. Centrifugar los microtubos en una microcentrífuga durante 5 minutos a máxima velocidad (~15.000 × g, a temperatura ambiente) y recuperar la fase acuosa que contiene el ADN en un nuevo microtubo. Añadir 0,8 volumen de isopropanol y mezclar bien invirtiendo el tubo.
8. Deje el tubo a temperatura ambiente durante 2-3 minutos y luego centrifugar en una microcentrífuga durante 4-5 minutos a máxima velocidad (~15.000 × g, a temperatura ambiente) para precipitar el ADN.
9. Retirar el sobrenadante y lavar el precipitado con unos 500 μL de etanol al 70%. Retire el etanol por completo y seque el precipitado brevemente.
10. Agregue 20 μL de tampón TE (10 mM de Tris-Cl (8.0) y 1 mM de EDTA) al precipitado, mezcle brevemente y deje el tubo durante la noche a temperatura ambiente para disolver el precipitado.
    NOTA: Si los usuarios tienen prisa, mantenga los tubos a 37-50 °C. El precipitado de ADN se disolverá en unas pocas horas.
11. Una vez que el gránulo esté completamente disuelto, transforme E. coli con una pequeña cantidad de esta solución de ADN.
    NOTA: Aproximadamente 0,5 μL de solución de ADN es suficiente si se utiliza E. coli con una alta eficiencia de transformación.
12. Cuando aparezcan colonias de E. coli , elija varias colonias independientes, cultívelas y recupere los plásmidos mediante métodos estándar, como la lisis alcalina.
13. Introduzca el ADN del plásmido obtenido en el paso 4.12 en las células huésped Y2H que albergan el plásmido cebo. Cuando aparezcan los transformantes, compruébelos mediante el ensayo de color (deben aparecer blancos) y el western blot⁴ (deben expresar una proteína del tamaño deseado).
    NOTA: El método post-alcalino¹² es una forma fácil y rápida de preparar un extracto de célula entera a partir de levadura.
14. Si se cumplen los dos criterios anteriores, determine el sitio de mutación de los clones mediante secuenciación de nucleótidos⁴.

Resultados

Recientemente, se descubrió que la mitad C-terminal de la proteína Pol2 (Pol2-C) interactúa con Mcm10. Ambas proteínas son esenciales para el inicio de la replicación del ADN y, por lo tanto, para el crecimiento celular en la levadura en ciernes Saccharomyces cerevisiae 13,14,15. Para ayudar a comprender la importancia biológica de esta interacción, se aislaron mutantes Pol2-C que no tienen interacción o tienen ...

Discusión

En este artículo se describe cómo aislar mutantes nulos o deteriorados por interacción mediante el ensayo Y2H. Estos mutantes son herramientas poderosas para analizar la función de una proteína de interés. Para aislar dichos mutantes, se desarrollaron previamente ensayos de rY2H modificando^{la cepa 2,3} del huésped Y2H. Sin embargo, no han reducido en gran medida la cantidad de mano de obra. Por el contrario, los mutantes se pueden aislar con este método si...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.5 M EDTA (8.0)	Nacalai Tesque Inc.	14347-21
10% SDS Solution	Fujifilm Wako Pure Chemical Corp.	313-90275
2-mercaptoethanol	Fujifilm Wako Pure Chemical Corp.	135-07522
2-propanol	Kishida Chemical Co. Ltd.	110-64785
5-Bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D-galactopyranoside (X-Gal)	Fujifilm Wako Pure Chemical Corp.	021-07852
Agar	Formedium	AGR60
Ampicillin Sodium	Fujifilm Wako Pure Chemical Corp.	68-52-3
Anti-HA-tag mAb-HRP-DirecT	Medical & Biological Laboratories Co. Ltd.	M180-7
DNA from salmon testes	Merck KGaA.	D1626
Ethanol	Merck KGaA.	9-0770-4-4L-J
Filter paper for colony lift (Grade 50)	Whatman, Cytiva	1450-090
Filter paper for colony lift (No.4A)	Advantec Toyo Kaisha, Ltd.	01411090
Filter paper for replicaplating (No.1)	Advantec Toyo Kaisha, Ltd.	00011150
G-418 Sulfate	Fujifilm Wako Pure Chemical Corp.	075-05962
Hydrochloric acid	Kishida Chemical Co. Ltd.	230-37585
KCl	Fujifilm Wako Pure Chemical Corp.	163-03545
Lithium Acetate Dihydrate	Nacalai Tesque Inc.	20604-22
MgSO4•7H2O	Fujifilm Wako Pure Chemical Corp.	131-00405
Na2HPO4•12H2O	Nacalai Tesque Inc.	10039-32-4
NaCl	Nacalai Tesque Inc.	31319-45
NaH2PO4•2H2O	Nacalai Tesque Inc.	31717-25
Paper towel	AS ONE Corp.	7-6200-02
Phenol:Chloroform:Isoamyl Alcohol 25:24:1	Nacalai Tesque Inc.	25970-56
Plasmid DNAs	the National BioResource Project - yeast (https://yeast.nig.ac.jp/yeast/top.xhtml)
Plasmid isolation Kit	Nippon Genetics Co. Ltd.	FG-90502
Polyethylene Glycol #4,000	Nacalai Tesque Inc.	11574-15
SC double drop-out mix -Leu -Trp	Formedium	DSCK172
Seamless cloning kit (In-Fusion assembly )	Takara Bio Inc.	#639648
Skim milk powder	Fujifilm Wako Pure Chemical Corp.	190-12865
Streptomycin Sulfate	Fujifilm Wako Pure Chemical Corp.	3810-74-0
Taq polymerase (GoTaq Green Master Mixes)	Promega Corp.	M7122
TRIS (hydroxymethyl) aminomethane	Formedium	TRIS01
Triton X-100	Nacalai Tesque Inc.	12967-45
Tryptone	ThermoFisher scientific Inc.	211705
Tween 20	Nacalai Tesque Inc.	35624-15
Yeast Extract	ThermoFisher scientific Inc.	212750
Yeast Nitrogen Base (YNB)	Formedium	CYN0210
Zymolyase 100T	Nacalai Tesque Inc.	07665-55