Agradecemos al Dr. Mickey Yang para la edición y los comentarios, y los Dres. Lei Zhang y Bo Peng para obtener ayuda. Este trabajo fue apoyado por la Oficina de Ciencia, Oficina de Ciencias Básicas y Energía del Departamento de Energía de Estados Unidos (contrato no. DE-AC02-05CH11231), el Instituto Nacional del Corazón, los Pulmones y la Sangre de los Institutos Nacionales de Salud (sin . R01HL115153), y el Instituto Nacional de Ciencias Médicas Generales de los Institutos Nacionales de Salud (no. R01GM104427).

1 Preparación de la solución de tinción negativa fresca al 1% (w / v) <ol><li> Ponga 1 mg de uranilo formiato de (UF) en polvo en la botella de vidrio que contiene 100 ml de agua desionizada en un cuarto oscuro o caja. </li><li> Agitar la solución O / N a temperatura ambiente en una habitación / caja oscura. Envuelva la botella de solución con papel de aluminio para evitar que la luz dé la solución. </li><li> Filtrar la solución suavemente a través de 0,2 micras (tamaño de poro) de filtro montado en una jeringa de 5 ml. La solución filtrada se recogió en tubos Falcon de varias cubiertas de papel de aluminio. La jeringa filtro también debe ser envuelto con papel de aluminio para evitar la exposición a la luz. </li><li> Filtrar la solución a través de nuevo 0,02 m (tamaño de poro) de filtro montado en 1 ml jeringa. La solución filtrada se recogió y alícuota en viales de 2 ml. Las jeringas y viales están cubiertos con papel de aluminio antes de su uso. </li><li> Congele los viales alícuotas utilizando fórceps mango largo sumergiendo los viales en un contenedor lleno de nitrógeno líquido inmediatamentedespués la solución se filtró. </li><li> Transfiera los viales congelados en un congelador -80 ° C para el almacenamiento y el uso futuro. </li></ol> 2 Preparación de la estación de trabajo negativo de tinción e Incubación de estación de trabajo <ol><li> Descongelar un vial de solución de UF 1% en un baño de agua a temperatura ambiente. Asegúrese de que el papel de aluminio permanece envuelta alrededor del vial para evitar la exposición a la luz. </li><li> Filtrar la solución después de que esté completamente descongelado mediante el uso de una lámina de aluminio envuelto 1 ml de la jeringa montada con un filtro de 0,02 micras. Recoja la solución filtrada en un nuevo papel de aluminio envuelto vial, y la colocó en el hielo dentro de una caja de hielo tapa cubierta a la espera de su uso. </li><li> Hacer placas solución por el dedo empujando una hoja larga Parafilm ~ 8 pulgadas sobre la superficie de una placa de cristalización de proteínas vacío. Se generará filas de placas circulares con un diámetro de ~ 5 mm. Hacer 6 placas en cada lugar fila las placas Parafilm sobre una superficie de hielo aplastado dentro de un hielo contienener tapa, como una estación de trabajo de tinción. </li><li> Pipeta ~ 35 l de agua desionizada en cada uno de izquierda tres placas de cada fila, y pipeta ~ 35 l filtran solución UF a tres placas correctas en cada fila. Cubra la estación de trabajo de tinción con una tapa para evitar la exposición a la luz antes de la tinción de proteínas. </li><li> Preparar una estación de incubación rejilla EM llenando una caja vacía hasta la mitad con hielo, y se adhiere al lado de una percha que se puede montar en una base de soporte. Colocar las pinzas de la muestra en la percha, en el que los consejos pinzas &#39;están cerca de la superficie del hielo. Cubrir la mitad de las pinzas &quot;consejos de la altura del labio caja. Una caja de hielo ideal para hacer una estación de incubación está utilizando un recipiente vacío de puntas de pipeta. </li></ol> 3. opns Operación <ol><li> Glow-descargue la película fina de carbono recubierto de malla de 300 redes de EM de cobre durante 10 s. </li><li> Hacerse con una rejilla con pinzas y enganche la pinza en la percha al mantener la red a una inclinación de 45 ° y 1 pulgada sobre el hielosuperficie interior de la estación de incubación. </li><li> Diluir la muestra de proteína con fosfato de Dulbecco Buffered Saline (DBP) a una concentración final de proteína de ~ 0,01 a ~ 0,005 mg / ml. Depósito ~ 4 l diluyó la muestra inmediatamente después de la dilución en el lado de carbono de la red de EM. (DPBS se pueden cambiar a otro búfer si la proteína es sensible a DPBS) </li><li> Incubar la muestra en las redes de EM para ~ 1 min dentro de la estación de incubación. </li><li> Retire el exceso de solución a través de tocar rápidamente el borde de la rejilla con papel de filtro. </li><li> Toque la rejilla rápidamente a la primera gota (~ 35 l) de la superficie de agua pura encima de la lámina de Parafilm justo después de la solución en exceso se eliminó en la red EM. Y a continuación, retire el exceso de agua con prontitud con papel de filtro. </li><li> Repita el paso 3.6 para otras dos veces por lavado de la rejilla de EM en los dos gotas de agua restantes en el Parafilm (Paso 3.6 y 3.7 se pueden omitir si la muestra es muy sensible al agua). </li><li> Flotador del gri EMd inmediatamente en la superficie de la primera gota de solución de UF justo después el exceso de agua en la rejilla EM fue eliminado. Y luego incubar durante 10 seg. Asegúrese de terminar los procedimientos de lavado con agua a menos de 3 segundos antes de la flotación de la cuadrícula en la superficie de la solución de UF. Cuanto más corto sea el tiempo de lavado, mejor será la calidad. </li><li> Limpie las pinzas penetrando las puntas en un papel de filtro de ~ 2 - 3 veces. </li><li> Retire el exceso de solución de la parrilla a través de contacto con el borde de la rejilla con el papel de filtro, y luego flotar la cuadrícula en la segunda gota de UF. </li><li> Continuar por encima de paso 3.10 en la segunda gota. </li><li> Flotar la cuadrícula de la tercera gota de solución de UF y para abarcar la estación de tinción para ~ 1 min. </li><li> Paso opcional: lavar la rejilla rápidamente en una parte superior de agua como se describe en 3.6. Este paso adicional beneficiará a las muestras que contienen más de partículas de oro gratis cargados o fondo mancha. </li><li> Retire el exceso de solución al tocar el papel de filtro a the toda la parte trasera de rejilla (opuesto al lado de carbono). Secar la rejilla bajo una corriente suave de nitrógeno gaseoso a temperatura ambiente justo después de la observación de la solución absorbente al papel de filtro. </li><li> Coloque la rejilla sobre una hoja de papel de filtro dentro de una caja de Petri, y cubrir el plato parcialmente con una tapa que se seque por lo menos durante 30 min bajo RT. Para algunas muestras, colocar la rejilla en un 40 ° C incubadora hornear por una hora. </li><li> Guarde la rejilla en una celda de la malla EM para el futuro examen de EM. </li></ol> 4. EM Examinar <ol><li> Alinear el TEM correctamente antes de EM examen de las pequeñas proteínas de la parrilla. <ol><li> Compruebe la resolución de la más alta visible Thon-anillo que es el espectro de potencia de una película de carbono amorfo para determinar si el TEM se ha alineado correctamente. Desde el TEM es compartido por muchos usuarios diferentes, el TEM no era a menudo alineada correctamente. </li><li> Revise cuidadosamente el espectro de potencia en el área de la película de carbono de la muestra para ajustar la alineación condition de la máquina. Los más altos visibles Thon tóricas son mejores que la resolución específica. NOTA: Como un ejemplo de una alineación apropiada de un filamento de TEM LaB6 operado bajo 120 kV de alta tensión, más de 20 Thon-anillos pueden ser visualizados, en el que, la correspondiente resolución puede ser mejor que 5,0 Å. Este Thon-anillo se logró mediante la transferencia de Fourier de una película de carbono amorfo fotografiado bajo un desenfoque de ~ 1,6 micras y una dosis de 20,4 electrónico / A2 (Figura 5). NOTA: La observación de la alta resolución Thon-ring es una condición necesaria, pero no es una condición suficiente para la correcta alineación. Para lograr realmente las imágenes de alta resolución, muchos otros parámetros también son importantes, tales como la calidad de la muestra, daño por radiación, la carga y la deriva, así como la tasa de dosis iluminación. </li></ol></li><li> Llevar el desenfoque de nuevo a casi Scherzer enfoque para obtener imágenes de las pequeñas proteínas en una zona ideal de colores. </li><li> Búsqueda de área &quot;nublado&quot; a image. Un área idealmente manchado normalmente se encuentra cerca del borde de un área de la mancha más gruesa, que se parece a una zona &quot;nublado&quot; en la red puesto que el espesor de la mancha es normalmente no se distribuye de manera uniforme sobre la rejilla recubierta de carbono (Figura 6). Normalmente, un bajo aumento (&lt;100x) era ayudar a encontrar estas áreas nubladas primero antes de hacer zoom para imágenes. </li></ol>

We have nothing to disclose.

En comparación con las técnicas convencionales NS, opns pueden evitar artefactos rouleaux (Figura 1 y 9), que proporcionan alta resolución fiable y razonable (~ 1 nm) detalles estructurales de las proteínas pequeñas (Figura 2). En comparación con la crio-EM, opns proporciona un método de alto rendimiento y se puede examinar una amplia variedad de proteínas y las interacciones proteína-proteína 6. Sin embargo, NPA todavía tiene sus desventajas. En comparación con los convencionales NS, opns implica: i) los más complicados pasos en la preparación de muestras; ii) el uso de una sustancia radiactiva, UF; iii) mantener la mancha fresca debido a la potencia más corta de la mancha UF debido a su sensibilidad a la luz; iv) para evitar la precipitación de la solución UF debe ser almacenado en -80 ° C y requiere descongelación antes de su uso; v) y finalmente todo UF debe ser manejado como residuo peligroso. En comparación con la crio-ME, opns ofrece imágenes de resolución relativamente más bajos y ninguna garantía para cualquier artefacto aún no descubiertoen el futuro. Operación NS efectos procesales sobre la formación de rollos lipoproteína NS protocolos para la preparación de proteínas para su examen 16,29-36,55 se pueden clasificar en tres grandes grupos de métodos de mezcla 50: 55, gota a gota 16, y los procedimientos de lavado 29. i) El protocolo de mezcla requiere la mezcla preliminar de la muestra mancha y proteína en una proporción específica, y luego aplicando la solución mezclada en una placa de carbono recubierta por una rejilla, finalmente eliminar el exceso de solución con papel de filtro antes del secado de aire para el examen EM 55. ii) El protocolo gota a gota implica la aplicación (~ 4 l) gota de la muestra directamente a una rejilla EM recubierta de carbono para sentarse dejando ~ 1 min, posteriormente eliminar el exceso de solución de la muestra antes de la aplicación de una gota (~ 4 l) de la mancha solución en el mismo lado de la rejilla. Después de ~ 1 min de incubación, retire los exces mancha a través del contacto con papel de filtro limpio, finalmente someter a secado al aire 16,56-58. iii) El protocolo de lavado (Figura 7) que requieren aplicación de la solución de muestra a una rejilla EM recubierta de carbono durante 1 min, a continuación, lavar con agua desionizada tres veces justo después de retirar el exceso de solución cada vez por papel de filtro 3,29,30. Opns protocolo fue modificado a partir de este procedimiento de lavado. Tipos de manchas NS y los efectos sobre la formación de rollos lipoproteína En NS, más fuerte dispersión de electrones debido a las manchas de metales pesados ​​proporcionar contraste de las proteínas 17-20,59. Muestras NS pueden sufrir, además, mayores dosis de radiación, y mejorar las características de la proteína por un contraste más agudo negativo 8,9,60. Manchas de metales pesados ​​se pueden clasificar como: aniónicos, incluyendo ácido fosfotúngstico (PTA) 16, tungstato de metilamina 14 y tungstato de silicio 61; y cationesic, tales como acetato de uranilo (UA) 62, UF 3,29,30, y nitrato de uranilo (UN) 63. Una de las manchas NS aniónicos que se usa más comúnmente es PTA 33,64-67. PTA es un heteropoliácido, que se utiliza típicamente alrededor de un pH 7,0 a 7,5. La PTA también se puede utilizar para la tinción positiva 3,16,68. Las cargas negativas de PTA pueden mediar interacciones electrostáticas con los lípidos insaturados cargados positivamente grupos de cabeza, como POPC, en ambas superficies de lipoproteínas y liposomas. PTA puede causar la formación de rollos a través de esta interacción, incluso bajo 29,30 29,30 salinidad tampón regular (Figura 1). Manchas de uranilo, como UA, UF y la ONU son opciones alternativas para metales catiónicos manchas y UA pesados, en particular, se utilizan con frecuencia para NS de una variedad de muestras biológicas 62,69,70. Experimentos encontraron UF no causa rouleaux de las lipoproteínas que contienen lípidos de ácido grasa insaturados, tales como POPC. Sin embargo, todavía puede inducir UF rouleaux en la formación de lipoproteína que contienen lípidos de ácidos grasos saturados, tales como la fosfatidilcolina dimiristoil (DMPC) y 1-hexadecanoil-2-octadecanoil-sn-glicero-3-fosfocolina (PSPC). El mecanismo detallado de esta interacción es desconocido. UA / UF / ONU puede todo el trabajo a valores de pH más bajos fluctúa entre 3,5 y 4.6. Tales valores de pH más bajo puede no adecuado para ciertas macromoléculas biológicas que son sensibles a pH 14,71. Curiosamente, UA / UF puede fijar la estructura de proteínas dentro de unos pocos milisegundos a través de un mecanismo desconocido 72. A diferencia de PTA, UA / UF es más similar a una sal de un ácido. UF informes, puede proporcionar mejores resultados que UA 73, en el que, UF y de la ONU manchas tienen tamaños más pequeños granos que UA (UF: 0,3 nm, de la ONU: ~ 0.5 nm) 3,74. Un ejemplo interesante, de estructura como detalles secundarios de una proteína pequeña (53 kDa CETP) se puede visualizar directamente desde las micrografías primas cuando se utilizó como reactivo de UF de tinción negativa por la siguienteanteriormente reportado crio--tinción positiva (crio-PS) método (Figura 8) 6. En la crio-PS, la muestra teñida se congelaron rápidamente siguiendo la crio-EM procedimiento de preparación de la muestra en lugar del procedimiento de secado en el protocolo NPA, que puede causar el colapso de la estructura secundaria. La crio-PS es un método de alto contraste e imágenes de alta resolución de las proteínas pequeñas 75. Dado que las imágenes de crio-PS han invertido contraste en comparación con los del protocolo de la crio-NS reportado 22, pero tienen un contraste de imagen consistente a los de las imágenes de crio-EM convencionales, por lo que se llamó el método crio-PS. Las imágenes de crio-PS muestran que el reactivo de tinción, uranilo formato, penetra en la superficie molecular, desafiando la visión convencional de que la tinción puede visualizar sólo la estructura de la superficie exterior. El mecanismo de cómo formiato de uranilo penetra en la superficie molecular es desconocida. Una posibilidad es que el catión uranilo se une grupos carboxilo de proteína disponibles, y por lo tanto lacircundante hielo vítreo es de menor densidad que la tinción de la proteína y los grupos de uranilo, actuando así como una mancha positiva. El método de la crio-PS es similar al método de reemplazamiento isomórfico múltiple (MIR), que era un enfoque común para resolver el problema de la fase en la cristalografía de rayos X 76-78. En MIR, muestras de cristal se empapan con una solución átomo pesado, incluyendo uranio, para obtener un formulario isomorfo a su forma nativa. La adición del átomo pesado a veces no afecta a la formación de cristal o dimensiones de la celda unidad, pero proporciona información adicional de determinación de la estructura cristalina 76-78. Si aprovecha el pequeño grano de UF, la crio-PS podría proporcionar una imagen de alta resolución de alto contraste y de una sola proteína, que es importante para los estudios de estructura de proteínas, sobre todo si se considera que casi todas las proteínas son, naturalmente, dinámica y heterogénea en solución. Para la validación de este método crio-PS, abrimos para cualquier prueba a ciegas desde el campo EM. </p&gt; Efectos de la concentración de sal en la formación de rollos en las lipoproteínas El uso de reactivos de tinción negativa PTA tradicional, la formación de rollos observado es más probable en relación con las interacciones de lípidos en lugar de interacción de proteínas. Imágenes de las muestras de vesículas de liposomas POPC preparados bajo considerable salinidad (NaCl 0,5 M), salinidad moderada (NaCl 0,25 M), relativamente débil salinidad (NaCl 0,1 M), y agua pura (Figura 9), las micrografías electrónicas muestran la formación de rollos era correlacionada con la concentración de sal (Figura 9A - D). Usando UF reactivo de tinción negativa, no rouleaux se observó en POPC muestra vesículas de liposomas 30 (Figura 2 l), lo que sugiere el procedimiento de lavado para reducir rápidamente la concentración de sal justo antes es necesario una tinción, pero no paso de forma independiente suficiente para prevenir rouleaux en POPC relacionada muestras. pequeña proteína de imágenes TEM requiere una condición de enfoque cerca-Scherzer. Imágenes TEM exitosa de proteínas pequeñas a mayor resolución requiere dos condiciones críticas, una alineación adecuada del haz y una condición adquisición enfoque casi Scherzer. i) Una alineación adecuada del haz puede ser juzgado a través del número de timbres Thon visible (espectro de energía) a la transferencia de Fourier de una imagen de la película de carbono adquiridos en virtud de un relativamente alto desenfoque. Cuanto mejor sea la condición de alineación de la viga, los más anillos Thon puede ser visualizado y medible .. ii) La adquisición de imagen con un cerca-Scherzer enfoque es otra condición crítica. Una estrategia tradicional estándar para obtener imágenes de especímenes biológicos utiliza típicamente alta desenfoque (1 - 2 micras y aún más), que puede mejorar la muestra biológica imagen de contraste 79. Esta estrategia es significativo diferente de la estrategia típica para obtener imágenes de la estructura atómica resolución de materiales duros, que a menudoutiliza un enfoque cerca Scherzer (~ 50 nm de desenfoque). Aunque, un desenfoque mayor podría fortalecer contraste muestra biológica, señales de alta resolución serían parcialmente eliminados. Como resultado, la complicidad de señal de alta resolución sería inferior en una condición de formación de imágenes desenfoque superior. La razón es que, la imagen TEM es la convolución de la estructura de la muestra y la CTF instrumento. El CTF es una curva oscilante frente a la frecuencia, en el que la curva de frecuencia osciló cruzar amplitud cero a alta frecuencia. Cada vez que CTF través de cero, la señal estructural de la muestra a esta frecuencia específica será eliminado (cero veces cualquier número será cero). La señal eliminado en esta frecuencia nunca puede ser recuperado por cualquier algoritmo de corrección de CTF (un cero dividido por un cero puede ser cualquier número aleatorio en lugar de la señal estructural original). Bajo desenfoque de imagen superior, el CTF oscilará mucho más agresiva, así la CTF cruza amplitud cero con más frecuencia, como resultado,las señales estructurales a un mayor número de frecuencias específicas serán eliminados. Los más señales de que se eliminan, menos la complicidad de la imagen tendrán. En particular, la complicidad de la imagen no se puede recuperar o corregido por cualquier corrección CTF. Sin embargo, un número de imágenes incompletas adquiridos bajo diferentes desenfoca se puede utilizar para llenar sus huecos entre sí para obtener una señal estructural completa de la estructura de la muestra a través de un método de promedio, en el que incluso una resolución atómica puede lograrse 9-12. El método de promedio es un enfoque poderoso para lograr la estructura de algunas proteínas altamente simétricas y proteínas relacionadas estructuralmente rígidas. Sin embargo, todavía sigue siendo un reto en el estudio estructural de las proteínas pequeñas y asimétricas, especialmente para la dinámica de las proteínas estructurales y flexibles, tales como anticuerpos y HDLs. Promedio se basa en la suposición de que las partículas de proteína son idénticos en estructura y conformación pero diferente en orientaciones, sin embargo, muchas proteínas se sabe que someterse fluctuación termodinámico en solución. Al aplicar el método de promedio sin conocer previamente las proteínas fluctuaciones termodinámicas de fluctuación, la estructura promedio puede causar a menudo dominios 10,80 o variación local en la resolución 81 en las reconstrucciones crio-EM falta. El éxito en el logro de la reconstrucción 3D de la pequeña proteína, tal como 53 kDa de la CETP, y la estructura 3D de una sola proteína, tales como 160 kDa anticuerpo IgG1, beneficios del uso de la condición de formación de imágenes de enfoque cerca-Scherzer bajo una condición de alineación adecuada. Aunque el contraste de la imagen parece baja en los cerca de Scherzer-imágenes de enfoque, el contraste se puede mejorar fácilmente mediante la simple aplicación de un filtrado de paso bajo para reducir el ruido de alta frecuencia en el fondo. Creemos que, a corto Scherzer enfocar imágenes transmiten las señales estructurales máximos, y puede aumentar la exactitud de la alineación de partículas y mejorar la efieficiencia en la reconstrucción 3D de una sola partícula y partícula individual tomografía electrónica reconstrucción.

La comprensión de la función de proteínas requiere el conocimiento de la estructura de proteínas. Determinación estructural es un reto para las proteínas cuya masa molecular se encuentran dentro de 40 a 200 kDa. Cristalografía de rayos X está limitada por la cristalización de proteínas; resonancia magnética nuclear (RMN) se limita a las masas moleculares menores de 40 kDa, mientras que crio-microscopía electrónica (crio-ME) tiene dificultades tanto en la adquisición de imágenes y tridimensionales (3D) de las reconstrucciones de las proteínas pequeñas, que las masas moleculares son menos de 200 kDa. En particular, más de 50% de proteínas tienen una masa molecular dentro de la gama de 40 a 200 kDa 1,2, como los métodos actuales son difíciles en el estudio de proteínas de este tamaño, se necesita un nuevo método. Aunque la mayoría de microscopios electrónicos de transmisión (TEM) son capaces de resolución atómica, es decir, mejor que 3 Å de resolución, incluso lograr una estructura de resolución nanométrica cerca de unas muestras biológicas es más bien challenging 7. El daño por radiación, bajo contraste, desviaciones estructurales, así como los artefactos tales como deshidratación todos obstaculizan alta resolución TEM imágenes 3,8. Entre los diversos enfoques de TEM, crio-EM es un método avanzado y borde de corte para lograr estructuras de resolución atómica de grandes macromoléculas altamente simétricas en condiciones fisiológicas cerca de 9-12. La muestra crio-EM se prepara flash de congelación de la solución de muestra, la incorporación de las macromoléculas en hielo vítreo, que es imaginada posteriormente a temperaturas criogénicas, tales como nitrógeno o helio temperaturas del líquido 13. Cryo-EM es la ventaja de que las muestras no presentan artefactos y son casi nativa en la estructura 8-12. Cryo-EM tiene sus desventajas: i) se requieren dispositivos adicionales para ser instalado o adquirido para actualizar un instrumento TEM estándar para una capacidad de crio-EM. Los dispositivos incluyen: anti-contaminador, crio-titular, software de modo de baja dosis y dosis bajas de sensitiva cámara CCD, aunque los precios de estos dispositivos son mucho más bajos que el precio del propio instrumento TEM; ii) el funcionamiento de la crio-EM necesita más tiempo que el servicio de NS. Examinar una muestra de la crio-EM a menudo requiere más tiempo para preparar muestras y operar el instrumento TEM que la de NS porque crio-EM requiere afrontar dificultades adicionales, incluyendo: operación líquido la temperatura del nitrógeno, la carga de la muestra, la deriva de imágenes, gradientes de temperatura, de baja dosis operación del modelo, muestra la sensibilidad de radiación y las limitaciones de dosis. Estos pasos adicionales se ralentizará la velocidad de adquisición de datos útiles en comparación con la adquisición de datos de NS, aunque algunas imágenes de crio-EM ciertamente se pueden obtener en 1 hora o menos por los expertos de la crio-EM con el instrumento preparado con un gradiente de temperatura equilibrada; iii) los usuarios requieren una formación adicional, como el manejo de nitrógeno líquido, la congelación rejillas crio-EM, operación de baja dosis, la medición de la dosis, el manejo de la carga, a la deriva y el conocimiento en proc imágenesesser; iv) la falta de formación de imágenes repetible para las mismas crio-espécimen durante las diferentes sesiones de TEM. Especímenes Cryo-EM se dañan fácilmente con la contaminación de hielo durante la carga y descarga para la muestra / del instrumento TEM. Este daño es especialmente una preocupación cuando las muestras son difíciles de ser aislado / purificado 14; v) las proteínas pequeñas (&lt;200 kDa de masa molecular) son difíciles de obtener imágenes debido a la baja de contraste; vi) el bajo contraste y alto nivel de ruido de las imágenes de crio-EM reduce el valor de correlación cruzada entre las imágenes, por lo tanto, la disminución de la precisión global en la determinación de las orientaciones de proteínas, conformaciones y clasificaciones, especialmente para proteínas que son estructuralmente flexible y fluctúan de forma natural en solución 4,5. Tinción negativa (NS) es un relativamente &quot;antiguo&quot; e histórica método que cualquier laboratorio, con cualquier tipo de EM, se puede utilizar para examinar la estructura de proteínas. Brenner y Horne desarrollaron por primera vez el concepto of tinción negativa hace medio siglo para el examen de los virus 15. NS se logra mediante el revestimiento de la muestra con sales de metales pesados ​​cargados. Este concepto originalmente viene de microscopía de luz y la práctica de la incorporación de bacterias en una solución de tinción que proporciona la oscuridad alrededor de las muestras, lo que permite un mayor contraste de la imagen cuando ve la imagen negativa 16. Puesto que los iones de metales pesados ​​tienen una mayor capacidad para dispersar electrones en comparación con átomos de menos densas en las proteínas de 17-20, y de la mancha de recubrimiento de metales pesados ​​permite una limitación de dosis más alta con un contraste mejorado. Espécimen NS pueden proporcionar imágenes de alto contraste para facilitar la determinación 8 orientación de las partículas y la reconstrucción 3D de imágenes de crio-EM. NS tradicionales, por desgracia, se pueden producir artefactos inducidos por las interacciones proteína-la mancha, como adición general, la disociación molecular, aplanado y apilado 8,21,22. Para lípidos relacionados proteins, tales como lipoproteínas 16,23-30, un artefacto común resultados en partículas que se apilan y se embalan juntos en una rouleaux (Figura 1) 31-36. Muchos estudios de lipoproteínas, tales como electroforesis en gel desnaturalizante en gradiente de poliacrilamida, crio-EM estudia 13,29,37-40, espectrometría de masas 39,41, y pequeñas datos de difracción de rayos X de ángulo 42 todas las partículas de lipoproteínas espectáculo son partículas aisladas en lugar de apilado naturalmente juntos formando un rouleaux 21,29,30,35,42-45. La observación de la formación de rollos por NS convencional es posiblemente causado por interacciones dinámicas entre lipoproteínas compuestas de apolipoproteínas (apo) y fosfolípidos que son estructuralmente flexibles en solución 13,29,30,46-49 y la sensibilidad con el protocolo estándar NS. Para identificar este artefacto, la apolipoproteína E4 (apoE4) palmitoil-oleoylphosphatidylcholine (POPC) lipoproteína de alta densidad (HDL) de la muestra se utilizó como muestra de ensayo y crioEM imágenes para una libre artefacto norma 29, la selección de las muestras NS preparados bajo una serie de condiciones. Mediante la comparación de los tamaños de partícula y las formas obtenidas a partir de NS y crio-EM, el tipo específico de reactivo de tinción y la concentración de sal se encontró que dos parámetros clave que causan los fenómenos rouleaux bien conocidos. De este modo, se informó de un protocolo de tinción negativa optimizado (NPA). Por NPA, el fenómeno bien conocido de rouleaux apoE4 HDL fue eliminado por NPA (Figura 2A). El análisis estadístico demostró opns rendimientos imágenes muy similares (menos de 5% de desviación) en tamaño y forma en comparación con los de la crio-EM, sin embargo, el contraste fue eliminado. Las validaciones de NPA se realizaron mediante el examen de la eliminación del artefacto rouleaux de casi todas las clases o subclases de lipoproteínas de muestras 6,29,30,50,51, incluyendo apoA-I 7,8 nm (Figura 2B), 8,4 nm (Figura 2C) , 9,6 nm discoidal reconstituido HDL (rHDL) (Figura 2D), 9,3 nm esférica rHDL (Figura 2E), HDL de plasma humano (Figura 2F), lípido libre apoA-I (Figura 2G), HDL plasmática (Figura 2H), lipoproteínas de baja densidad (LDL ) (Figura 2I), lipoproteínas de densidad intermedia (IDL) (Figura 2J), lipoproteínas de muy baja densidad (VLDL) (Figura 2K), y POPC liposoma (Figura 2L) 30. Validaciones adicionales fueron realizadas por la formación de imágenes pequeñas proteínas y asimétricas, incluyendo la proteína de 53 kDa de transferencia de ésteres de colesterol (CETP) (Figura 3A - C) 6,29, y altamente flexible 160 de anticuerpos IgG kDa (Figura 4A y B) 4,5,29 , 52, y dos proteínas estructuralmente bien conocidos, GroEL y proteasoma (Figura 2 M y N). Para requerir ninguna validación adicional de colleagues, estamos abiertos a cualquier prueba a ciegas en este método de NPA. NPA como un protocolo de alto rendimiento también se ha utilizado para estudiar mecanismo de proteína a través de examen de cientos de muestras de proteínas pequeñas, tales como la CETP que fue la unión a diversas proteínas bajo una serie de condiciones (incluyendo la CETP interactuar a 4 clases de lipoproteínas, recombinado HDL, plasma HDL, LDL y VLDL, con / sin 2 anticuerpos, H300 y N13, bajo los tiempos de incubación, 9 de los cuales 3 min, 20 min, 1 hora, 2 horas, 4 horas, 8 horas, 24 horas, 48 ​​horas y 72 horas, menores de 4 relaciones molares, es decir, 1: 0,5, 1: 1, 1: 2, 1: 4, y 3 diluciones, es decir, / ml, 0,01 mg / ml y 0,001 / ml, además de las muestras de control adicionales mg 0,1 mg, incluyendo CETP solo, LDL solo, y VLDL solo, con pruebas triples de experimentos anteriores por diferentes personas) 6,29. Opns imágenes de CETP proporcionado imágenes de alto contraste con bastante finos detalles estructurales; lo que nos permite reconstruir con éxito un mapa de densidad de 3D de los 53 kDa small proteína CETP (Figura 3D - F) por la reconstrucción de una sola partícula. Por otra parte, las imágenes de alto contraste opns nos proporcionan una señal suficiente de una proteína individual (Figura 4 A - C), lo que nos permitió lograr la resolución intermedia (~ 1,5 nm) de un único (un objeto, sin promedio) estructura IgG anticuerpo 3D a través del método (Figura 4 E - J) tomografía electrónica-partícula individual (IPET) 5. La descripción detallada de la estrategia IPET reconstrucción, la metodología, los procesos paso a paso y el análisis de la variación estructural previamente se notificaron 4. Una película sobre los procedimientos de reconstrucción de anticuerpos IPET, incluyendo las imágenes en bruto y los resultados intermedios, mapa de densidad de 3D ​​y de acoplamiento estructural también estaba disponible para el público por el subido a YouTube 5. La comparación de las reconstrucciones en 3D de diferentes partículas de anticuerpos individuales podría revelar la dinámica de proteínas y conformational cambios durante las reacciones químicas 4,5. Teniendo en cuenta que más del 50% de las proteínas tienen una masa molecular que varía desde 40 hasta 200 kDa 1,2, el éxito en la formación de imágenes de estas pequeñas proteínas pone de manifiesto que el método de NPA es una herramienta útil para empujar el límite EM convencional hacia pequeñas y asimétricos determinaciones estructurales y el mecanismo de descubrimientos . Así, se proporciona el protocolo detallado a continuación.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1070">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:228px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:159px;">Company</td>
			<td style="width:137px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:547px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:228px;">Stain: Uranyl Formate</td>
			<td style="width:159px;">The SPI Supplies Division of Structure Probe, Inc.</td>
			<td style="width:137px;">02545-AA</td>
			<td>http://www.2spi.com/catalog/chem/Uranyl_Formate.shtml</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:228px;">SYRINGE: 1ML NORM-JECT</td>
			<td style="width:159px;">VWR</td>
			<td style="width:137px;">89174-491</td>
			<td>https://us.vwr.com/store/catalog/product.jsp?catalog_number=89174-491</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:228px;">Syringe filter: 0.2 &#956;m&#160;</td>
			<td style="width:159px;">VWR</td>
			<td style="width:137px;">28145-487</td>
			<td>https://us.vwr.com/store/catalog/product.jsp?catalog_number=28145-487</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:228px;">Syringe filter: 0.02 &#956;m filter (Anotop 10)</td>
			<td style="width:159px;">Whatman</td>
			<td style="width:137px;">6809-1002</td>
			<td>http://www.whatman.com/AnotopSyringeFilters.aspx</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:228px;">Dulbecco&#8217;s Phosphate Buffered Saline</td>
			<td style="width:159px;">SIGMA-Aldrich</td>
			<td style="width:137px;">D8537</td>
			<td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/d8537?lang=en&#38;region=US</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:228px;">Parafilm: 4 in. x 125 ft.</td>
			<td style="width:159px;">VWR</td>
			<td style="width:137px;">470152-246</td>
			<td>https://us.vwr.com/store/catalog/product.jsp?catalog_number=WLS65710-A</td>
		</tr>
		<tr height="46">
			<td height="46" style="height:47px;width:228px;">Carbon film coated TEM grid: 300 mesh</td>
			<td style="width:159px;">Pacific Grid-Tech</td>
			<td style="width:137px;">Cu-300CN</td>
			<td>http://www.grid-tech.com/catalog.htm#1-thincarbon</td>
		</tr>
		<tr height="45">
			<td height="45" style="height:46px;width:228px;">Carbon film coated TEM grid: 200 mesh</td>
			<td style="width:159px;">EMS (Electro Microscopy Sciences)</td>
			<td style="width:137px;">CF200-Cu</td>
			<td>http://www.emsdiasum.com/microscopy/products/grids/support.aspx</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:228px;">Tweezer: Dumont Tweezer L5</td>
			<td style="width:159px;">EMS (Electro Microscopy Sciences)</td>
			<td style="width:137px;">72882-D</td>
			<td>http://www.emsdiasum.com/microscopy/products/tweezers/dumont_clamping.aspx#02-L5</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:228px;">Milli-Q Advantage A10 Ultrapure Water Purification System</td>
			<td style="width:159px;">EMD Millipore</td>
			<td style="width:137px;">Milli-Q Advantage A10</td>
			<td>http://www.millipore.com/catalogue/module.do?id=C10117</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:228px;">Filter Paper: Grade 1 circles</td>
			<td style="width:159px;">Whatman</td>
			<td style="width:137px;">1001-090</td>
			<td>http://www.whatman.com/QualitativeFilterPapersStandardGrades.aspx</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:228px;">Aluminum Foil</td>
			<td style="width:159px;">NA</td>
			<td style="width:137px;">NA</td>
			<td>Any type</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:228px;">Glow Discharge Unit</td>
			<td style="width:159px;">Ted Pella</td>
			<td style="width:137px;">91000</td>
			<td>http://www.tedpella.com/easiglow_html/Glow-Discharge-Cleaning-System.htm</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:228px;">Filter Tips: Low-Retention Aerosol Filter Tips for 10&#181;L Pipettors</td>
			<td style="width:159px;">VWR</td>
			<td style="width:137px;">89174-520</td>
			<td>https://us.vwr.com/store/catalog/product.jsp?catalog_number=89174-520</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:228px;">Filter Tips: Low-Retention Aerosol Filter Tips for 40&#181;L Pipettors</td>
			<td style="width:159px;">VWR</td>
			<td style="width:137px;">89174-524</td>
			<td>https://us.vwr.com/store/catalog/product.jsp?catalog_number=89174-524</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:228px;">Filter Tips: VWR Signature 200 &#181;L Pipet Tips</td>
			<td style="width:159px;">VWR</td>
			<td style="width:137px;">37001-528</td>
			<td>https://us.vwr.com/store/catalog/product.jsp?catalog_number=37001-528</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:228px;">Pipet</td>
			<td style="width:159px;">Pipetman</td>
			<td style="width:137px;">F161201 and F167300</td>
			<td>http://www.pipetman.com/Pipettes/Single-Channel/PIPETMAN-Classic.aspx</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

optimized negative staining: a high-throughput protocol for examining small and asymmetric protein structure by electron microscopy

La determinación estructural de proteínas es un gran reto para las proteínas con masas moleculares entre 40 a 200 kDa. Teniendo en cuenta que más de la mitad de las proteínas naturales tienen una masa molecular entre 40 a 200 kDa 1,2, se necesita un método robusto y de alto rendimiento con una capacidad de resolución nanométrica. Tinción negativa (NS) microscopía electrónica (EM) es un enfoque fácil, rápida y cualitativa que con frecuencia se ha utilizado en los laboratorios de investigación para examinar la estructura de la proteína y proteína-proteína interacciones. Por desgracia, los protocolos NS convencionales a menudo generan artefactos estructurales en las proteínas, sobre todo a las lipoproteínas que normalmente se forman presentando artefactos rouleaux. Mediante el uso de imágenes de las lipoproteínas de crio-microscopía electrónica (crio-ME) como estándar, los parámetros clave en NS condiciones de preparación de la muestra fueron seleccionados recientemente y se presenta como el protocolo optimizado NS (NPA), un protocolo de NS convencional modificado 3. Artefactos como rouleaux puede ser limitada en gran medida por NPA, proporcionando, además, un alto contraste junto con razonablemente alta resolución (cerca de 1 nm) imágenes de proteínas pequeñas y asimétricos. Estas imágenes de alta resolución y alto contraste son incluso favorables para una proteína individual (un solo objeto, sin promedio) reconstrucción en 3D, tal como un anticuerpo 160 kDa, a través del método de la tomografía de electrones 4,5. Además, NPA pueden ser una herramienta de alto rendimiento para examinar cientos de muestras de pequeñas proteínas. Por ejemplo, el mecanismo previamente publicado 53 de la proteína de transferencia de ésteres de colesterol kDa (CETP) implicó la selección y obtención de imágenes de cientos de muestras 6. Teniendo en cuenta la crio-EM rara vez con éxito proteínas imágenes menos de 200 kDa aún no ha publicado ningún estudio que implica la detección de más de un centenar de condiciones de la muestra, es justo llamar opns un método de alto rendimiento para el estudio de las proteínas pequeñas. Esperemos que el protocolo NPA que aquí se presenta puede ser una herramienta útil para ampliar los límites de EM y acelerar los estudios de EM en pequeña estructura de proteínas, la dinámica y mecanismos.

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Optimized Negative Staining: a High-throughput Protocol for Examining Small and Asymmetric Protein Structure by Electron Microscopy

Más de la mitad de las proteínas son proteínas pequeñas (masa molecular &lt;200 kDa) que son difíciles tanto para formación de imágenes de microscopio electrónico y reconstrucciones tridimensionales. Tinción negativa optimizado es un protocolo robusto y de alto rendimiento para obtener imágenes de alto contraste y de pequeñas proteínas o complejos asimétricos en diferentes condiciones fisiológicas relativamente alta resolución (~ 1 nm).

Optimizado tinción negativa: un protocolo de alto rendimiento para el examen de Estructura Pequeña y asimétrica de proteínas por Microscopía Electrónica

Structural determination of proteins is rather challenging for proteins with molecular masses between 40 - 200 kDa. Considering that more than half of ...

optimized-negative-staining-high-throughput-protocol-for-examining

Research

JoVE Journal

Environment

43.0K vistas.  The Molecular Foundry.  Más de la mitad de las proteínas son proteínas pequeñas (masa molecular 

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High-throughput Fluorometric Measurement of Potential Soil Extracellular Enzyme Activities

Microbes in soils and other environments produce extracellular enzymes to depolymerize and hydrolyze organic macromolecules so that they can be assimilated for energy and nutrients. Measuring soil microbial enzyme activity is crucial in understanding soil ecosystem functional dynamics. The general concept of the fluorescence enzyme assay is that synthetic C-, N-, or P-rich substrates bound with a fluorescent dye are added to soil samples. When intact, the labeled substrates do not fluoresce. Enzyme activity is measured as the increase in fluorescence as the fluorescent dyes are cleaved from their substrates, which allows them to fluoresce. Enzyme measurements can be expressed in units of molarity or activity. To perform this assay, soil slurries are prepared by combining soil with a pH buffer. The pH buffer (typically a 50 mM sodium acetate or 50 mM Tris buffer), is chosen for the buffer&#39;s particular acid dissociation constant (pKa) to best match the soil sample pH. The soil slurries are inoculated with a nonlimiting amount of fluorescently labeled (i.e. C-, N-, or P-rich) substrate. Using soil slurries in the assay serves to minimize limitations on enzyme and substrate diffusion. Therefore, this assay controls for differences in substrate limitation, diffusion rates, and soil pH conditions; thus detecting potential enzyme activity rates as a function of the difference in enzyme concentrations (per sample).
Fluorescence enzyme assays are typically more sensitive than spectrophotometric (i.e. colorimetric) assays,&#160;but can suffer from interference caused by impurities and the instability of many fluorescent compounds when exposed to light; so caution is required when handling fluorescent substrates. Likewise, this method only assesses potential enzyme activities under laboratory conditions when substrates are not limiting. Caution should be used when interpreting the data representing cross-site comparisons with differing temperatures or soil types, as in situ soil type and temperature can influence enzyme kinetics.

To measure potential rates of soil extracellular enzyme activities, synthetic substrates that are bound to a fluorescent dye are added to soil samples. Enzyme activity is measured as the fluorescent dye is released from the substrate by an enzyme-catalyzed reaction, where higher fluorescence indicates more substrate degradation.

De Alto Rendimiento Fluorometric Medición de Potencial del Suelo extracelulares enzimáticos Actividades

Microbes in soils and other environments produce extracellular enzymes to depolymerize and hydrolyze organic macromolecules so that they can be ...

Investigación

Medio ambiente

Experimental Protocol for Manipulating Plant-induced Soil Heterogeneity

Coexistence theory has often treated environmental heterogeneity as being independent of the community composition; however biotic feedbacks such as plant-soil feedbacks (PSF) have large effects on plant performance, and create environmental heterogeneity that depends on the community composition. Understanding the importance of PSF for plant community assembly necessitates understanding of the role of heterogeneity in PSF, in addition to mean PSF effects. Here, we describe a protocol for manipulating plant-induced soil heterogeneity. Two example experiments are presented: (1) a field experiment with a 6-patch grid of soils to measure plant population responses and (2) a greenhouse experiment with 2-patch soils to measure individual plant responses. Soils can be collected from the zone of root influence (soils from the rhizosphere and directly adjacent to the rhizosphere) of plants in the field from conspecific and heterospecific plant species. Replicate collections are used to avoid pseudoreplicating soil samples. These soils are then placed into separate patches for heterogeneous treatments or mixed for a homogenized treatment. Care should be taken to ensure that heterogeneous and homogenized treatments experience the same degree of soil disturbance. Plants can then be placed in these soil treatments to determine the effect of plant-induced soil heterogeneity on plant performance. We demonstrate that plant-induced heterogeneity results in different outcomes than predicted by traditional coexistence models, perhaps because of the dynamic nature of these feedbacks. Theory that incorporates environmental heterogeneity influenced by the assembling community and additional empirical work is needed to determine when heterogeneity intrinsic to the assembling community will result in different assembly outcomes compared with heterogeneity extrinsic to the community composition.

Understanding the role of environmental heterogeneity in species coexistence has typically focused on types of heterogeneity that are extrinsic to the community&#8217;s species composition. We provide novel detailed methods for creating soil heterogeneity treatments using soils subject to plant-soil feedback conditioning, or heterogeneity intrinsic to the community composition.

Protocolo Experimental para la inducida por la planta Manipulación de la heterogeneidad del suelo

Coexistence theory has often treated environmental heterogeneity as being independent of the community composition; however biotic feedbacks such as ...

Multimodal Optical Microscopy Methods Reveal Polyp Tissue Morphology and Structure in Caribbean Reef Building Corals

An integrated suite of imaging techniques has been applied to determine the three-dimensional (3D) morphology and cellular structure of polyp tissues comprising the Caribbean reef building corals Montastraeaannularis and M. faveolata. These approaches include fluorescence microscopy (FM), serial block face imaging (SBFI), and two-photon confocal laser scanning microscopy (TPLSM). SBFI provides deep tissue imaging after physical sectioning; it details the tissue surface texture and 3D visualization to tissue depths of more than 2 mm. Complementary FM and TPLSM yield ultra-high resolution images of tissue cellular structure. Results have: (1) identified previously unreported lobate tissue morphologies on the outer wall of individual coral polyps&#160;and (2) created the first surface maps of the 3D distribution and tissue density of chromatophores and algae-like dinoflagellate zooxanthellae endosymbionts. Spectral absorption peaks of 500 nm and 675 nm, respectively, suggest that M. annularis and M. faveolata contain similar types of chlorophyll and chromatophores. However, M. annularis and M. faveolata exhibit significant differences in the tissue density and 3D distribution of these key cellular components. This study focusing on imaging methods indicates that SBFI is extremely useful for analysis of large mm-scale samples of decalcified coral tissues. Complimentary FM and TPLSM reveal subtle submillimeter&#160;scale changes in cellular distribution and density in nondecalcified coral tissue samples. The TPLSM technique affords: (1) minimally invasive sample preparation,&#160;(2) superior optical sectioning ability,&#160;and (3) minimal light absorption and scattering, while still permitting deep tissue imaging.

An integrated suite of imaging techniques has been applied to determine polyp morphology and tissue structure in the Caribbean corals Montastraeaannularis and M. faveolata. Fluorescence, serial block face,&#160;and two-photon confocal laser scanning microscopy have identified lobate structure, polyp walls, and estimated chromatophore and zooxanthellae densities and distributions.

Multimodales ópticos Métodos Microscopía Reveal Polyp Tissue Morfología y Estructura del Caribe del filón de construcción corales

An integrated suite of imaging techniques has been applied to determine the three-dimensional (3D) morphology and cellular structure of polyp tissues ...

Semi-High Throughput Screening for Potential Drought-tolerance in Lettuce (Lactuca sativa) Germplasm Collections

This protocol describes a method by which a large collection of the leafy green vegetable lettuce (Lactuca sativa L.) germplasm was screened for likely drought-tolerance traits. Fresh water availability for agricultural use is a growing concern across the United States as well as many regions of the world. Short-term drought events along with regulatory intervention in the regulation of water availability coupled with the looming threat of long-term climate shifts that may lead to reduced precipitation in many important agricultural regions has increased the need to hasten the development of crops adapted for improved water use efficiency in order to maintain or expand production in the coming years. This protocol is not meant as a step-by-step guide to identifying at either the physiological or molecular level drought-tolerance traits in lettuce, but rather is a method developed and refined through the screening of thousands of different lettuce varieties. The nature of this screen is based in part on the streamlined measurements focusing on only three water-stress indicators: leaf relative water content, wilt, and differential plant growth following drought-stress. The purpose of rapidly screening a large germplasm collection is to narrow the candidate pool to a point in which more intensive physiological, molecular, and genetic methods can be applied to identify specific drought-tolerant traits in either the lab or field. Candidates can also be directly incorporated into breeding programs as a source of drought-tolerance traits.

Semi-High Throughput Screening for Potential Drought-tolerance in Lettuce Lactuca sativa Germplasm Collections

This protocol was developed to screen a large germplasm collection of the leafy vegetable lettuce (Lactuca sativa L.) for drought-tolerance, in order to identify a small candidate pool of lettuce for use in physiological, molecular, and genetic studies to identify underlying drought-tolerance traits along with breeding programs.

Semi-Alto rendimiento para Screening Potencial Sequía-tolerancia en lechuga (<em&gt; Lactuca sativa</em&gt;) colecciones de germoplasma

This protocol describes a method by which a large collection of the leafy green vegetable lettuce (Lactuca sativa L.) germplasm was screened for likely ...

High-throughput Screening of Recalcitrance Variations in Lignocellulosic Biomass: Total Lignin, Lignin Monomers, and Enzymatic Sugar Release

The conversion of lignocellulosic biomass to fuels, chemicals, and other commodities has been explored as one possible pathway toward reductions in the use of non-renewable energy sources. In order to identify which plants, out of a diverse pool, have the desired chemical traits for downstream applications, attributes, such as cellulose and lignin content, or monomeric sugar release following an enzymatic saccharification, must be compared. The experimental and data analysis protocols of the standard methods of analysis can be time-consuming, thereby limiting the number of samples that can be measured. High-throughput (HTP) methods alleviate the shortcomings of the standard methods, and permit the rapid screening of available samples to isolate those possessing the desired traits. This study illustrates the HTP sugar release and pyrolysis-molecular beam mass spectrometry pipelines employed at the National Renewable Energy Lab. These pipelines have enabled the efficient assessment of thousands of plants while decreasing experimental time and costs through reductions in labor and consumables.

Plant cell wall structure and chemistry traits are evaluated to identify ideal feedstocks for biofuels and bio-materials. Standard methods have limitations when applied to large data sets. These high-throughput pretreatment, enzyme saccharification, and pyrolysis-molecular beam mass spectrometry methods compare large numbers of biomass samples with decreased experimental time and cost.

Selección de alto rendimiento de las Variaciones obstinación en lignocelulósica Biomasa: Total lignina, lignina Monómeros y enzimática Azúcar de lanzamiento

The conversion of lignocellulosic biomass to fuels, chemicals, and other commodities has been explored as one possible pathway toward reductions in the ...

Administering and Detecting Protein Marks on Arthropods for Dispersal Research

Monitoring arthropod movement is often required to better understand associated population dynamics, dispersal patterns, host plant preferences, and other ecological interactions. Arthropods are usually tracked in nature by tagging them with a unique mark and then re-collecting them over time and space to determine their dispersal capabilities. In addition to actual physical tags, such as colored dust or paint, various types of proteins have proven very effective for marking arthropods for ecological research. Proteins can be administered internally and/or externally. The proteins can then be detected on recaptured arthropods with a protein-specific enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA). Here we describe protocols for externally and internally tagging arthropods with protein. Two simple experimental examples are demonstrated: (1) an internal protein mark introduced to an insect by providing a protein-enriched diet and (2) an external protein mark topically applied to an insect using a medical nebulizer. We then relate a step-by-step guide of the sandwich and indirect ELISA methods used to detect protein marks on the insects. In this demonstration, various aspects of the acquisition and detection of protein markers on arthropods for mark-release-recapture, mark-capture, and self-mark-capture types of research are discussed, along with the various ways that the immunomarking procedure has been adapted to suit a wide variety of research objectives.

Proteins are often used to mark arthropods for dispersal research. Methods for administering internal and external protein marks on arthropods are demonstrated. Protein mark detection techniques, either through indirect or sandwich enzyme-linked immunosorbent assays (ELISAs), are also illustrated.

Administrar y Detección de Marcas de proteínas de Artrópodos de Dispersión de Investigación

Monitoring arthropod movement is often required to better understand associated population dynamics, dispersal patterns, host plant preferences, and other ...

A Push-pull Protocol to Reduce Colonization of Bird Nest Boxes by Honey Bees

Introduction of the invasive Africanized honey bee (AHB) into the Neotropics is a serious problem for many cavity nesting birds, specifically parrots. These bees select cavities that are suitable nest sites for birds, resulting in competition. The difficulty of removing bees and their defensive behavior makes a prevention protocol necessary. Here, we describe a push-pull integrated pest management protocol to deter bees from inhabiting bird boxes by applying a bird safe insecticide, permethrin, to repel bees from nest boxes, while simultaneously attracting them to pheromone-baited swarm traps. Shown here is an example experiment using Barn Owl nest boxes. This protocol successfully reduced colonization of Barn Owl nest boxes by Africanized honey bees. This protocol is flexible, allowing adjustments to accommodate a wide range of bird species and habitats. This protocol could benefit conservation efforts where AHB are located.

Preventing colonization of bird nest boxes by invasive Africanized honey bees is important for conservation efforts of nest-site limited birds. We provide an integrated pest management approach to &#34;push&#34; bees away from nest boxes with a repellant insecticide, permethrin, and &#34;pull&#34; them toward pheromone baited swarm traps.

Un protocolo push-pull para reducir la colonización de Bird Cajas Nido de abejas de la miel

Introduction of the invasive Africanized honey bee (AHB) into the Neotropics is a serious problem for many cavity nesting birds, specifically parrots. ...

A Protocol for Collecting and Constructing Soil Core Lysimeters

Leaching of nutrients from land applied fertilizers and manure used in agriculture can lead to accelerated eutrophication of surface water. Because the landscape has complex and varied soil morphology, an accompanying disparity in flow paths for leachate through the soil macropore and matrix structure is present. The rate of flow through these paths is further affected by antecedent soil moisture. Lysimeters are used to quantify flow rate, volume of water and concentration of nutrients leaching downward through soils. While many lysimeter designs exist, accurately determining the volume of water and mass balance of nutrients is best accomplished with bounded lysimeters that leave the natural soil structure intact. 
Here we present a detailed method for the extraction and construction of soil core lysimeters equipped with soil moisture sensors at 5 cm and 25 cm depths. Lysimeters from four different Coastal Plain soils (Bojac, Evesboro, Quindocqua and Sassafras) were collected on the Delmarva Peninsula and moved to an indoor climate controlled facility. Soils were irrigated once weekly with the equivalent of 2 cm of rainfall to draw down soil nitrate-N concentrations. At the end of the draw down period, poultry litter was applied (162 kg TN ha-1) and leaching was resumed for an additional five weeks. Total recovery of applied irrigation water varied from 71% to 85%. Nitrate-N concentration varied over the course of the study from an average of 27.1 mg L-1 before litter application to 40.3 mg L-1 following litter application. While greatest flux of nutrients was measured in soils dominated by coarse sand (Sassafras) the greatest immediate flux occurred from the finest textured soil with pronounced macropore development (Quindocqua).

A detailed method for extraction and assembly of intact soil core lysimeters and their use for study of leachate and associated loss of nutrients from surface applied poultry litter is demonstrated.

Un protocolo de recogida y la construcción de Lisímetros testigo del suelo

Leaching of nutrients from land applied fertilizers and manure used in agriculture can lead to accelerated eutrophication of surface water. Because the ...

High-throughput, Microscale Protocol for the Analysis of Processing Parameters and Nutritional Qualities in Maize (Zea mays L.)

Maize is an important grain crop in the United States and worldwide. However, maize grain must be processed prior to human consumption. Furthermore, whole grain composition and processing characteristics vary among maize hybrids and can impact the quality of the final processed product. Therefore, in order to produce healthier processed food products from maize, it is necessary to know how to optimize processing parameters for particular sets of germplasm to account for these differences in grain composition and processing characteristics. This includes a better understanding of how current processing techniques impact the nutritional quality of the final processed food product. Here, we describe a microscale protocol that both simulates the processing pipeline to produce cornflakes from large flaking grits and allows for the processing of multiple grain samples simultaneously. The flaking grits, the intermediate processed products, or final processed product, as well as the corn grain itself, can be analyzed for nutritional content as part of a high-throughput analytical pipeline. This procedure was developed specifically for incorporation into a maize breeding research program, and it can be modified for other grain crops. We provide an example of the analysis of insoluble-bound ferulic acid and p-coumaric acid content in maize. Samples were taken at five different processing stages. We demonstrate that sampling can take place at multiple stages during microscale processing, that the processing technique can be utilized in the context of a specialized maize breeding program, and that, in our example, most of the nutritional content was lost during food product processing.

High-throughput, Microscale Protocol for the Analysis of Processing Parameters and Nutritional Qualities in Maize Zea mays L.

Here, we present a microscale protocol for processing grain samples and for incorporating this microscale approach into a high-throughput analytical pipeline. This is a higher throughput adaptation of currently available protocols.

Alto rendimiento, microescala protocolo para el análisis de los parámetros de procesamiento y cualidades nutritivas en maíz (Zea mays L.)

Maize is an important grain crop in the United States and worldwide. However, maize grain must be processed prior to human consumption. Furthermore, whole ...

A 3-dimensional (3D)-printed Template for High Throughput Zebrafish Embryo Arraying

The zebrafish is a globally recognized fresh water organism frequently used in developmental biology, environmental toxicology, and human disease related research fields. Thanks to its unique features, including large fecundity, embryo translucency, rapid and simultaneous development, etc., zebrafish embryos are often used for large scale toxicity assessment of chemicals and drug/compound screening. A typical screening procedure involves adult zebrafish spawning, embryos selection, and arraying the embryos into multi-well plates. From there, embryos are subjected to exposure and the toxicity of chemical, or the effectiveness of the drugs/compounds can be evaluated relatively quickly based on phenotypic observations. Among these processes, embryos arraying is one of the most time-consuming and labor-intensive steps that limits the throughput level. In this protocol, we present an innovative approach that makes use of a 3D-printed arraying template coupled with vacuum manipulation to speed up this laborious step. The protocol herein describes the overall design of the arraying template, a detailed experimental setup and step-by-step procedure, followed by representative results. When implemented, this approach should prove beneficial in a variety of research applications using zebrafish embryos as testing subjects.

A 3-dimensional 3D-printed Template for High Throughput Zebrafish Embryo Arraying

Here, we present a protocol to design and fabricate a zebrafish embryo arraying template, followed by a detailed procedure on the use of such template for high throughput zebrafish embryo arraying into a 96-well plate.

3 dimensiones (3D)-impreso la plantilla para alto rendimiento embrión de pez cebra matriz

The zebrafish is a globally recognized fresh water organism frequently used in developmental biology, environmental toxicology, and human disease related ...