Los modelos experimentales de donación de órganos generalmente imitan situaciones aisladas de lesión tisular relacionadas con el proceso de muerte y/o eventos relacionados con la preservación e implantación del órgano. Estos modelos son muy útiles en el desarrollo de terapias que buscan aumentar el número de donaciones, y en consecuencia disminuir la lista de ponderación de potenciales receptores. En consecuencia, se ha vuelto importante desarrollar diferentes modelos, como los que inducen la muerte encefálica y la muerte circulatoria.
Ya que estos eventos están asociados a diferentes procesos deletéreos que comprometen la funcionalidad de los órganos donados y los tejidos. Anestesia y preparación prequirúrgica. Coloque a la rata en una cámara cerrada con isoflurano al 5% durante uno a cuatro minutos.
Confirme la anestesia adecuada comprobando el reflejo de pellizco del dedo del pie. En ausencia de reacciones reflejas, realizar intubación orotraqueal, angiocatería calibre 14 con la ayuda de un laringoscopio pediátrico. Con un ventilador mecánico previamente ajustado y un volumen corriente de 10 mililitros por kilogramo, 90 ciclos por minuto y PEEP de 3,0 centímetros H2O, conecte el catéter traqueal al ventilador y ajuste la concentración de anestésico al 2%Retire el pelo de las regiones de interés, cabeza, cuello, tórax y abdomen.
Luego, utilizando una gasa, se limpió el campo quirúrgico y la cola del animal con una solución alcohólica de digluconato de clorhexidina, se repitió el procedimiento de desinfección al 2% tres veces. Corta la punta de la cola del animal, coloca el pulgar y el índice sobre la base de la cola y luego presiónalos y deslízalos lejos de la base. Recolectar una muestra de sangre periférica, 20 microlitros a través de la cola para el recuento total de leucocitos. Traqueostomía.
Realizar una disección longitudinal de la tráquea cervical, comenzando desde el tercio medio del cuello hasta la escotadura supraesternal. Incisión de aproximadamente 1,5 centímetros. Después de la incisión de la piel y el tejido subcutáneo, diseccione los músculos cervicales hasta que la tráquea quede expuesta.
Coloque la ligadura de seda 2.0 debajo de la tráquea. Con microtijeras, se practican traqueotomías en el tercio superior de la tráquea para lograr una ventilación uniforme. Cortar horizontalmente la tráquea entre dos anillos cartilaginosos para acomodar el diámetro de una cánula metálica, 3,5 centímetros.
Inserte el tubo de ventilación y fíjelo con las ligaduras preparadas. Conecte el tubo de ventilación al sistema de ventilación para animales pequeños. Ventile la rata con un volumen corriente de 10 mililitros por kilogramo, una velocidad de 70 ciclos por minuto y una PEEP de 3 centímetros de H2O.
Cateterismo de arteria y vena femoral. Por lo tanto, exponga el triángulo femoral a través de una pequeña incisión, de aproximadamente 1,5 centímetros en la región inguinal. Identificar y aislar los vasos femorales.
Para este procedimiento, utilice un microscopio estereoscópico con un aumento de 3,2 veces. Coloque dos ligaduras de seda 4.0 debajo de los vasos sanguíneos, vena o arteria, una distalmente y la otra proximalmente. Cerrar la ligadura más distal y colocar un nudo preajustado en la ligadura proximal y tirar.
Inserte el catéter a través de una pequeña incisión preformada en los vasos. Fije la cánula para evitar la luxación. Conecte el catéter arterial a un transductor de presión y a un sistema de monitoreo de signos vitales para registrar el MAP.
El transductor debe colocarse a la altura del corazón del animal. Conecte el catéter de tiro con arco a un transductor de presión y a un sistema de monitoreo de signos vitales para registrar el MAP. El transductor debe colocarse a la altura del corazón del animal.
Coloque el catéter de la jeringa 3 mililitros en la vena, con el objetivo de hidratarlo y desangrarlo cuando sea necesario. Inducción de shock hemorrágico. A través del eje venoso y con una jeringa heparinizada, extraer pequeños volúmenes de sangre hasta alcanzar valores de PAM de aproximadamente 50 milímetros de mercurio.
Estableciéndose así un shock hemorrágico. Tenga en cuenta que las alícuotas de sangre deben tomarse a intervalos de 10 minutos. Mantenga la presión estable en aproximadamente 50 milímetros de mercurio durante un período de 360 minutos.
Para ello, retira o añade alícuotas de sangre si la presión aumenta o disminuye respectivamente. Coloque una fuente de calor cerca para evitar la hipotermia. Al final del protocolo, recoja el bloqueo pulmonar a la capacidad pulmonar total para la recolección, y congele rápidamente en nitrógeno líquido o colóquelo en una solución de fijación para estudios adicionales.
Inducción de la muerte circulatoria. Para inducir la muerte circulatoria, administre 150 miligramos por kilogramo de tiopental sódico a través de la vía venosa. Luego, apague el sistema de ventilación.
Obsérvese la disminución progresiva de la PMA. El animal debe permanecer en isquemia tibia a temperatura ambiente durante 180 minutos. Al final del protocolo, vuelva a conectar los pulmones al ventilador mecánico y extraiga el bloqueo pulmonar a la capacidad pulmonar total para su recolección.
Y congelar rápidamente en nitrógeno líquido o colocar en una solución de fijación para estudios adicionales. Inducción de la muerte encefálica. Coloca a la rata en posición prona.
Retire la piel del cráneo con unas tijeras quirúrgicas. Taladre un pozo de calibre 1 milímetro, 2,8 milímetros anterior, ventral de 10 milímetros y lateral de 1,5 milímetros a la sutura sagital. Inserte todo el catéter con balón en la cavidad craneal y asegúrese de que el balón esté precargado con solución salina de 500 microlitros.
Con la ayuda de una jeringa, infle rápidamente el catéter. Confirme la muerte encefálica mediante la observación de una elevación abrupta de la PAM. Reflejo de Cushing, ausencia de reflejos, midriasis bilateral y apnea.
Después de la confirmación, suspenda la anestesia y mantenga al animal con ventilación mecánica durante 360 minutos. Coloque una fuente de calor cerca para evitar la hipotermia. Al final del protocolo, recoja el bloqueo pulmonar a la capacidad pulmonar total para la recolección. Resultados.
Después de la insuflación del catéter, el grupo de muerte cerebral experimentó un aumento abrupto en los niveles de presión arterial. El pico hipertensivo es un evento peculiar relacionado con el aumento de la presión intracraneal, y puede considerarse la primera evidencia del establecimiento de la muerte encefálica. Este pico de presión fue seguido por una rápida disminución de la MAP.
La hipotensión persistió durante aproximadamente 50 minutos, después de los cuales, los niveles de PAM volvieron a valores cercanos a los basales. A diferencia del grupo de muerte encefálica, la disminución de la PAM en el grupo de shock hemorrágico se asocia con la retirada de alícuotas sanguíneas en los primeros 10 minutos del experimento. El shock hipovolémico se mantuvo durante 360 minutos.
Seis horas después del inicio del shock hemorrágico, los animales mostraron una mayor resistencia del tejido pulmonar, seguida de una reducción de la distensibilidad del sistema respiratorio. Para evaluar los cambios en el edema pulmonar, se examinó la relación entre el peso húmedo y el seco. En este contexto, la muerte encefálica mostró mayor edema en comparación con el grupo de shock hemorrágico y muerte circulatoria.
Finalmente, el grupo de shock hemorrágico se asoció con un mayor número total de leucocitos sistémicos en comparación con los valores basales, y en relación con el grupo de muerte encefálica. Esto se acompañó de un aumento de los niveles de expresión de IL1 Beta en el grupo de muerte encefálica y en el grupo de shock hemorrágico que en el grupo de muerte circulatoria. El grupo de shock hemorrágico también mostró niveles más altos de TNF Alfa en comparación con el grupo de muerte encefálica y el grupo de muerte circulatoria.
Los modelos de donantes de órganos descritos aquí son herramientas potenciales en el estudio de los cambios asociados con diferentes metodologías de recolección de injertos, y podrían proporcionar medios por los cuales se puede obtener una comprensión completa del impacto de la calidad de estos órganos en los resultados posteriores al trasplante. Dada la reproducibilidad y fiabilidad de las metodologías aquí presentadas.
