Induction et phénotypage de l’insuffisance cardiaque droite aiguë dans un grand modèle animal d’hypertension pulmonaire thromboembolique chronique

Résumé

Nous présentons un protocole pour induire et phénotyper une insuffisance cardiaque droite aiguë dans un grand modèle animal avec hypertension pulmonaire chronique. Ce modèle peut être utilisé pour tester des interventions thérapeutiques, pour développer des mesures du cœur droit ou pour améliorer la compréhension de la physiopathologie de l’insuffisance cardiaque droite aiguë.

Résumé

Le développement de l’insuffisance cardiaque droite aiguë (ARHF) dans le contexte de l’hypertension pulmonaire chronique (HTP) est associé à de mauvais résultats à court terme. Le phénotypage morphologique et fonctionnel du ventricule droit revêt une importance particulière dans le contexte du compromis hémodynamique chez les patients atteints d’ARHF. Ici, nous décrivons une méthode pour induire l’ARHF dans un modèle animal de grande taille de pH chronique décrit précédemment, et pour phénotyper, dynamiquement, la fonction ventriculaire droite en utilisant la méthode de référence (c.-à-d. les boucles PV pression-volume) et avec une méthode clinique non invasive disponible (c.-à-d. échocardiographie). L’HTP chronique est d’abord induite chez les porcs par ligature de l’artère pulmonaire gauche et embolie du lobe inférieur droit avec de la colle biologique une fois par semaine pendant 5 semaines. Après 16 semaines, l’ARHF est induite par une charge volumique successive à l’aide d’une solution saline suivie d’une embolie pulmonaire itérative jusqu’à ce que le rapport entre la pression pulmonaire systolique et la pression systémique atteigne 0,9 ou jusqu’à ce que la pression systémique systolique diminue en dessous de 90 mmHg. L’hémodynamique est restaurée avec une perfusion de dobutamine (de 2,5 μg/kg/min à 7,5 μg/kg/min). Des boucles PV et une échocardiographie sont effectuées pour chaque condition. Chaque condition nécessite environ 40 minutes pour l’induction, la stabilisation hémodynamique et l’acquisition de données. Sur 9 animaux, 2 sont morts immédiatement après une embolie pulmonaire et 7 ont terminé le protocole, qui illustre la courbe d’apprentissage du modèle. Le modèle a induit une augmentation de 3 fois de la pression artérielle pulmonaire moyenne. L’analyse de la boucle PV a montré que le couplage ventriculo-artériel était préservé après la charge volumique, diminuait après une embolie pulmonaire aiguë et était restauré avec de la dobutamine. Les acquisitions échocardiographiques ont permis de quantifier les paramètres ventriculaires droits de morphologie et de fonction avec une bonne qualité. Nous avons identifié des lésions ischémiques ventriculaires droites dans le modèle. Le modèle peut être utilisé pour comparer différents traitements ou pour valider des paramètres non invasifs de la morphologie et de la fonction ventriculaire droite dans le contexte de l’ARHF.

Introduction

L’insuffisance cardiaque droite aiguë (ARHF) a récemment été définie comme un syndrome à évolution rapide avec congestion systémique résultant d’une altération du remplissage ventriculaire droit (RV) et / ou d’une réduction du débit ^rv1. L’ARHF peut survenir dans plusieurs conditions telles que l’insuffisance cardiaque du côté gauche, l’embolie pulmonaire aiguë, l’infarctus aigu du myocarde ou l’hypertension pulmonaire (HTP). Dans le cas de l’HTP, l’apparition de la FHA est associée à un risque de 40 % de mortalité à court terme ou de transplantation pulmonaire ^urgente2,3,4. Ici, nous décrivons comment créer un grand modèle animal d’ARHF dans le cadre de l’hypertension pulmonaire chronique et comment évaluer le ventricule droit en utilisant l’échocardiographie et les boucles pression-volume.

Les caractéristiques physiopathologiques de l’ARHF comprennent une surcharge de pression RV, une surcharge volumique, une diminution de la production RV, une augmentation de la pression veineuse centrale et / ou une diminution de la pression systémique. Dans l’HTP chronique, il y a une augmentation initiale de la contractilité du VR permettant de préserver le débit cardiaque malgré l’augmentation de la résistance vasculaire pulmonaire. Par conséquent, dans le contexte de l’ARHF sur l’HTP chronique, le ventricule droit peut générer des pressions presque isosystémiques, en particulier sous support inotrope. Pris ensemble, l’ARHF sur le pH chronique et la restauration hémodynamique avec des inotropes conduisent au développement de lésions ischémiques aiguës de RV, comme récemment décrit dans notre grand modèle ^animal5. L’augmentation des inotropes crée une demande énergétique accrue qui peut développer davantage de lésions ischémiques et finalement conduire au développement d’un dysfonctionnement des organes terminaux et à de mauvais résultats cliniques. Cependant, il n’y a pas de consensus sur la façon de gérer les patients atteints d’ARHF sur PH, principalement en ce qui concerne la gestion des fluides, les inotropes et le rôle du soutien circulatoire extra-corporel. Par conséquent, un grand modèle animal d’insuffisance cardiaque aiguë droite peut aider à fournir des données précliniques sur la prise en charge clinique de l’ARHF.

Comme première étape pour quantifier la réponse au traitement, des méthodes simples et reproductibles pour phénotyper le ventricule droit sont nécessaires. À ce jour, il n’y a pas de consensus sur la façon d’améliorer le phénotypage de la morphologie et de la fonction du VR des patients atteints d’ARHF. La méthode de référence pour évaluer la contractilité rv (c.-à-d. la capacité intrinsèque à se contracter) et le couplage ventriculo-artériel (c.-à-d. la contractilité normalisée par la postcharge ventriculaire; un indice d’adaptation ventriculaire) est l’analyse des boucles pression-volume (PV). Cette méthode est deux fois invasive car elle nécessite un cathétérisme cardiaque droit et une réduction transitoire de la précharge RV à l’aide d’un ballonnet inséré dans la veine cave inférieure. Dans la pratique clinique, des méthodes non invasives et reproductibles pour évaluer le ventricule droit sont nécessaires. La résonance magnétique cardiaque (CMR) est considérée comme la référence en matière d’évaluation non invasive du ventricule droit. Chez les patients atteints d’ARHF sous HTP chronique qui sont pris en charge en unité de soins intensifs (USI), l’utilisation de la CMR peut être limitée en raison de l’état hémodynamique instable du patient; de plus, les évaluations CMR répétées, plusieurs fois par jour, y compris la nuit, peuvent être limitées en raison de son coût et de sa disponibilité limitée. Inversement, l’échocardiographie permet des évaluations non invasives, reproductibles et peu coûteuses de la morphologie et de la fonction du VR chez les patients en soins intensifs.

Les grands modèles animaux sont idéaux pour effectuer des études précliniques axées sur la relation entre les paramètres hémodynamiques invasifs et les paramètres non invasifs. La grande anatomie du cochon blanc est proche de celle des humains. Par conséquent, la plupart des paramètres échocardiographiques décrits chez l’homme sont quantifiables chez le porc. Il existe quelques variations mineures entre le cœur humain et le cœur de porc qui doivent être prises en compte pour les études échocardiographiques. Les porcs présentent une dextrocardie constitutionnelle et une rotation légèrement dans le sens inverse des aiguilles d’une montre de l’axe du cœur. En conséquence, la vue apicale à 4 chambres devient une vue apicale à 5 chambres et la fenêtre acoustique est située sous l’appendice xiphoïde. De plus, les fenêtres acoustiques parasternales à long et court axes sont situées sur le côté droit du sternum.

Nous décrivons ici une nouvelle méthode pour induire l’ARHF dans un grand modèle animal d’HTP thromboembolique chronique et pour restaurer l’hémodynamique à l’aide de la dobutamine. Nous signalons également des lésions ischémiques rv présentes dans le modèle dans les 2 à 3 heures suivant la restauration hémodynamique avec la dobutamine. De plus, nous décrivons comment acquérir des boucles PV et des paramètres échocardiographiques RV à chaque condition, ce qui donne un aperçu des changements dynamiques dans la morphologie et la fonction du VR. Comme le grand modèle animal de PH thromboembolique chronique et les méthodes de boucle PV ont été décrits ^{précédemment6}, ces sections seront brièvement décrites. En outre, nous avons rapporté les résultats d’évaluations échocardiographiques qui sont jugés potentiellement difficiles dans les modèles porcins. Nous expliquerons les méthodes pour obtenir une échocardiographie répétée dans le modèle.

Le modèle d’ARHF sur l’HTP chronique rapporté dans cette étude peut être utilisé pour comparer différentes stratégies thérapeutiques. Les méthodes de phénotypage rv peuvent être utilisées dans d’autres grands modèles animaux imitant des situations cliniquement pertinentes telles que l’embolie pulmonaire ^aiguë7, l’infarctus du myocarde ^RV8, le syndrome de détresse respiratoire aiguë9 ou l’insuffisance cardiaque droite associée à une insuffisance ventriculaire ^gauche10 ou un soutien circulatoire mécanique ventriculaire ^gauche11.

Protocole

L’étude était conforme aux principes de soins aux animaux de laboratoire selon la Société nationale de recherche médicale et a été approuvée par le comité d’éthique local pour l’expérimentation animale à l’hôpital Marie Lannelongue.

1. HTP thromboembolique chronique

1. Induire une HTP thromboembolique chronique telle que décrite ^{précédemment6,12}.
2. En bref, induire un modèle de pH thrombo-embolique chronique chez environ 20 kg de gros porcs blancs (sus scrofa). Effectuer une ligature de la ligature de l’artère pulmonaire gauche par une thoracotomie gauche à la semaine 0 (péricarde fermé); et effectuer chaque semaine une embolisation de l’artère pulmonaire du lobe inférieur droit (0,2 mL à 0,4 mL par semaine) avec une solution mélangée composée de 1 mL de colle des tissus mous comprenant du N-butyl-2-cyanoacrylate et 2 mL de colorant de contraste lipidique (lipiodol) pendant 5 semaines.
3. Effectuer une xyphoïdectomie à la semaine 0 au moment de la ligature de l’artère pulmonaire gauche pour améliorer la faisabilité de l’échocardiographie. Pour ce faire, effectuez une incision longitudinale de 4 cm devant le processus xiphoïde. Retirez le processus xyphoïde à l’aide d’un couteau à diathermie. Fermez le plan sous-cutané et la peau avec une suture courante.
4. Effectuer une embolie pulmonaire supplémentaire du lobe inférieur droit à la semaine 10 en utilisant le même protocole expliqué ci-dessus (étape 1.2).
5. Effectuer le modèle d’induction de l’ARHF (rubrique 6) 6 semaines après la dernière embolisation du lobe inférieur droit (semaine 16) afin d’éviter les lésions aiguës du cœur droit induites par les embolies pulmonaires aiguës.
   REMARQUE: D’autres grands modèles animaux d’insuffisance cardiaque droite peuvent être utilisés, ou d’autres conditions pathologiques peuvent être induites dans le modèle d’HTP thromboembolique chronique.

2. Positionnement des animaux et placement des cathéters

1. Effectuer une anesthésie générale comme décrit ^{précédemment6}.
   1. Brièvement, laissez l’animal jeûner pendant 12 h. Effectuez ensuite une injection intramusculaire de chlorhydrate de kétamine (30 mg/kg) pour la prémédication. Effectuer un bolus intraveineux de fentanyl (0,005 mg/kg), de propofol (2 mg/kg) et de cisatracurium (0,3 mg/kg) par voie intraveineuse à travers une veine de l’oreille et intuber de manière non sélective le porc avec une sonde de 7 Français.
   2. Maintenir l’anesthésie générale avec de l’isoflurane inhalé à 2 %, une perfusion continue de fentanyl (0,004 mg/kg) et de propofol (3 mg/kg).
2. Après induction de l’anesthésie générale, positionner le porc sur son dos avec ses pattes antérieures dans une position légèrement écartée pour permettre l’acquisition échocardiographique parastrénale (section 3).
3. Placer les électrodes de l’appareil sur les bras et les jambes (échocardiographe, poste de travail pour les acquisitions hémodynamiques) avant le placement des champs stériles.
4. Placez une gaine de 8 Français dans la veine jugulaire en utilisant la méthode ^Seldinger13.
   1. Introduire un cathéter IV de 18 G (1,3 mm x 48 mm) dans la veine jugulaire.
      1. Effectuer une ponction percutanée sur la ligne médiane à 2 cm au-dessus du manubrium avec une orientation de 45°.
      2. Après avoir obtenu un reflux veineux, insérez un fil guide dans le cathéter (0,035 pouce / 0,089 mm, 180 cm, incliné).
      3. Vérifiez l’emplacement correct du fil guide dans la veine cave supérieure par fluoroscopie et jetez la gaine de 8 Français sur le fil guide dans la veine cave supérieure.
         REMARQUE: Le fil guide est correctement placé lorsqu’il traverse la veine cave inférieure le long du bord droit de la colonne vertébrale.
5. Effectuer une division des vaisseaux fémoraux droits pour introduire un cathéter rempli de liquide dans l’artère fémorale droite pour une surveillance continue de la pression systémique et un cathéter de dilatation par ballonnet dans la veine cave inférieure à travers la veine fémorale comme suit.
   1. Effectuer une incision transversale de 4 cm au niveau de l’aine.
   2. Placez un rétracteur Beckman et divisez la face antérieure de la veine fémorale et de l’artère fémorale à l’aide d’une pince Debackey et de ciseaux Metzenbaum.
   3. Placez un cathéter de 20 G dans l’artère fémorale sous contrôle visuel direct et connectez-le à un transducteur jetable avec un cathéter rempli de liquide pour obtenir une surveillance continue de la pression artérielle systémique.
      REMARQUE: La pression artérielle moyenne doit être continuellement supérieure à 60 mmHg.
   4. Utilisez un cathéter de 18 G pour insérer un fil guide (0,035 pouce / 0,089 mm, 180 cm, incliné) dans la veine fémorale à travers la veine cave inférieure sous contrôle fluoroscopique.
   5. Insérez un cathéter de dilatation par ballonnet sur le fil guide à travers la veine cave inférieure au niveau intrapéricardique sous contrôle fluoroscopique.
6. Effectuez le contrôle fluoroscopique avec un arceau à l’aide d’une vue antéropostérieure. Placez les marqueurs visibles du ballon immédiatement au-dessus du niveau du diaphragme sous contrôle fluoroscopique. Retirez le fil de guidage lorsque le ballon est placé.
7. Coudre un sac à main avec une suture monofilament de polypropylène 5.0 autour du cathéter à ballonnet de dilatation veineuse pour éviter les saignements de la veine fémorale.

3. Échocardiographie

1. Effectuer l’échocardiographie juste après le positionnement de l’animal et la mise en place du cathéter (section 2) chez les animaux encore sous anesthésie générale et ventilation mécanique.
2. Acquérir chaque vue échocardiographique au format boucle cinétique pendant au moins 3 cycles cardiaques pendant l’apnée expiratoire finale.
3. Acquérez toutes les vues en modes Doppler 2 dimensions et Tissu.
4. Acquérir la vue apicale à 5 chambres sous le processus xiphoïde.
5. Acquérir les vues parasternales à axe court et long sur le côté droit du sternum.
6. Acquérir un flux valvulaire en utilisant les modes Doppler continu et pulsé.
7. Acquérir les signaux Doppler tissulaires de l’anneau tricuspide latéral et de l’anneau mitral latéral et septal.
   REMARQUE : Utilisez les dernières lignes directrices pour l’évaluation échocardiographique chez l’homme pour les acquisitions et les interprétations échocardiographiques14.

4. Cathétérisme cardiaque droit

1. Effectuer le cathétérisme cardiaque droit après l’écho cardiaque (section 3) et avant les acquisitions de la boucle pression-volume (section 5)
2. Reliez le cathéter Swan-Ganz au transducteur jetable.
3. Introduire le cathéter Swan-Ganz dans la gaine jugulaire 8-Français préalablement insérée dans la veine jugulaire (section 2.4) et acquérir les pressions moyennes auriculaires droites, ventriculaires droites et pulmonaires. Placez le cathéter sous fluoroscopie si nécessaire.
   REMARQUE: Vérifiez que les cathéters remplis de liquide sont bien purgés avec une solution saline et éliminez les bulles d’air pour éviter l’amortissement du signal de pression.
4. Après avoir placé le cathéter Swan-Ganz dans l’artère pulmonaire, mesurez le débit cardiaque avec la méthode de thermodilution comme expliqué par les instructions du fabricant; mesurer simultanément la fréquence cardiaque pour le calcul du volume de l’AVC.
   1. Assurez-vous que la solution saline est à 4 °C pour éviter une surestimation du débit cardiaque.
   2. Connectez le transducteur jetable au poste de travail en boucle PV pour les acquisitions en direct des pressions dérivées des cathéters remplis de fluide.

5. Acquisition de boucle de volume de pression à l’aide de la méthode de conductance

REMARQUE : Cette section a déjà été ^publiée15.

1. Introduire le cathéter de conductance dans le ventricule droit sous contrôle fluoroscopique.
   1. Vérifiez le signal de qualité à l’aide de l’acquisition « en direct » de boucles pression-volume.
2. Activez des électrodes adéquates pour obtenir un signal optimal (c.-à-d. boucles PV dans le sens inverse des aiguilles d’une montre avec une forme physiologique).
3. Suivre les étapes d’étalonnage de la pression et du volume du flux de travail selon les instructions du fabricant (conductivité sanguine, volume parallèle, étalonnage du volume de course = étalonnage alpha).
   REMARQUE: L’AVC externe avec le cathéter Swan-Ganz peut être répété pour chaque condition; alors que les autres étapes d’étalonnage ne peuvent être effectuées qu’une seule fois.
4. Acquérir des familles de boucles PV à l’état d’équilibre et pendant la réduction aiguë de la précharge (c.-à-d. occlusion aiguë de la veine cave inférieure) pendant l’apnée expiratoire finale.
5. Effectuer au moins 3 acquisitions par condition (stable + occlusion IVC).

6. Induction de l’insuffisance cardiaque droite aiguë par surcharge de volume et de pression (Figure 1).

1. Induire une surcharge volumique à l’aide d’une perfusion saline en 3 étapes (environ 2 h).
   1. Commencer la première perfusion de 15 mL/kg de solution saline avec une sortie de perfusion à écoulement libre.
   2. Effectuer les mesures (cathétérisme cardiaque droit, boucles PV et échocardiographie) 5 min après stabilisation hémodynamique après la fin de chaque perfusion.
   3. Commencez la deuxième perfusion en volume de 15 mL/kg immédiatement après la fin des mesures.
   4. Commencer la troisième perfusion en volume de 30 mL/kg de solution saline immédiatement après la fin des mesures.
      ATTENTION : La charge volumique peut induire un compromis hémodynamique ou un œdème pulmonaire selon le modèle animal utilisé. Dans ce modèle, la charge volumique a révélé une réponse adaptative caractérisée par une augmentation du débit cardiaque, une pression auriculaire droite stable et un couplage ventriculo-artériel préservé.
      REMARQUE: La charge volumique peut être arrêtée en cas de mauvaise tolérance respiratoire ou hémodynamique.
2. Induire une surcharge de pression avec embolie pulmonaire itérative.
   1. Insérez un cathéter angiographique de 5 Français à travers la gaine jugulaire dans l’artère pulmonaire du lobe inférieur droit sous contrôle fluoroscopique.
   2. Embolier l’artère pulmonaire du lobe inférieur droit avec un bolus de 0,15 mL d’une solution mélangée composée de 1 mL de colle pour tissus mous comprenant du N-butyl-2-cyanoacrylate et 2 mL de colorant de contraste lipidique. Laver le cathéter avec 10 mL de solution saline.
   3. Évaluer la réponse hémodynamique 2 minutes après l’embolisation en utilisant la pression systémique et la pression artérielle pulmonaire.
   4. Répétez les embolies de 0,15 mL toutes les 2 minutes jusqu’à obtention d’un compromis hémodynamique (c.-à-d. pression systémique systolique <90 mmHg ou pression pulmonaire systolique sur rapport de pression systémique systolique >0,9).
      ATTENTION : L’embolie pulmonaire peut induire un compromis hémodynamique grave, parfois irréversible, entraînant la mort immédiate. Avant de commencer l’étape d’embolisation, soyez prêt à commencer le soutien hémodynamique (protocole dobutamine ou épinéphrine en cas d’arrêt circulatoire). Soyez prêt à démarrer les boucles PV et la surveillance échocardiographique. Comme cette étape peut être associée à un compromis hémodynamique grave, le cathétérisme cardiaque droit à l’aide du cathéter Swan-Ganz peut être évité afin de commencer le soutien de la dobutamine plus tôt.

7. Induire la restauration de l’hémodynamique systémique avec la dobutamine

1. Après avoir atteint un compromis hémodynamique et effectué des boucles PV et des acquisitions échocardiographiques, commencez la perfusion de dobutamine à 2,5 μg / kg / min.
   REMARQUE: D’autres médicaments ou traitements peuvent être commencés à ce stade.
2. Attendez 10 à 15 min pour la stabilisation hémodynamique.
3. Effectuer un cathétérisme cardiaque droit, des boucles PV et des acquisitions échocardiographiques.
4. Augmenter la dose de perfusion de dobutamine à 5 μg/kg/min.
5. Attendez 15 min pour la stabilisation hémodynamique et les acquisitions répétées.
6. Répétez le cathétérisme cardiaque droit, les boucles PV et les acquisitions échocardiographiques.
7. Augmenter la dose de perfusion de dobutamine à 7,5 μg/kg/min.
   REMARQUE: D’autres doses, médicaments ou traitements peuvent être initiés.

8. Euthanasie et prélèvement de tissus cardiaques

1. À la fin du protocole, effectuez une sternotomie médiane à l’aide d’une scie oscillante.
2. Ouvrez le péricarde et injectez une solution létale de chlorure de potassium (0,2 g/kg).
3. Récoltez le cœur; sélectionner des échantillons des parois libres ventriculaires droite et gauche pour des évaluations pathologiques et moléculaires.
   NOTE: Les méthodes pour les évaluations pathologiques du ventricule droit et pour les statistiques ont été précédemment ^rapportées5.

Résultats

Faisabilité
Nous décrivons les résultats de 9 procédures consécutives d’induction de l’ARHF dans un modèle CTEPH de gros animaux précédemment ^rapporté5. La durée du protocole était d’environ 6 heures, y compris l’induction de l’anesthésie, l’installation, l’accès vasculaire / la mise en place de cathéters, l’induction de la surcharge volume / pression et la restauration hémodynamique, les acquisitions de données e...

Discussion

Nous décrivons une méthode pour modéliser les principales caractéristiques physiopathologiques de l’ARHF sur le pH chronique dans un grand modèle animal, y compris la surcharge de volume et de pression et la restauration hémodynamique avec de la dobutamine. Nous avons également expliqué comment acquérir des données hémodynamiques et d’imagerie pour phénotyper les changements dynamiques du ventricule droit à chaque condition créée au cours du protocole. Ces méthodes peuvent fournir des données de base...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Radiofocus Introducer II	Terumo	RS+B80K10MQ	catheter sheath
Equalizer, Occlusion Ballon Catheter	Boston Scientific	M001171080	ballon for inferior vena cava occlusion
Guidewire	Terumo	GR3506	0.035; angled
Vigilance monitor	Edwards	VGS2V	Swan-Ganz associated monitor
Swan-Ganz	Edwards	131F7	Swan-Ganz catheter 7 F; usable lenghth 110 cm
Echocardiograph; Model: Vivid 9	General Electrics	GAD000810 and H45561FG	Echocardiograph
Probe for echo, M5S-D	General Electrics	M5S-D	Cardiac ultrasound transducer
MPVS-ultra Foundation system	Millar	PL3516B49	Pressure-volume loop unit; includes a powerLab16/35, MPVS-Ultra PV Unit, bioamp and bridge amp and cables
Ventricath 507	Millar	VENTRI-CATH-507	conductance catheter
Lipiodol ultra-fluid	Guerbet	306 216-0	lipidic contrast dye
BD Insyte Autoguard	Becton, Dickinson and Company	381847	IV catheter
Arcadic Varic	Siemens	A91SC-21000-1T-1-7700	C-arm
Prolene 5.0	Ethicon	F1830	polypropilene monofil