Transplantation hépatique porcine sans pontage veino-veineux comme modèle de donneur à critères étendus

Résumé

Dans ce protocole, un modèle de transplantation hépatique orthotopique porcine après entreposage statique à froid d’organes de donneurs pendant 20 h sans pontage veino-veineux pendant la greffe est décrit. L’approche utilise une technique chirurgicale simplifiée avec minimisation de la phase hépatique et une gestion sophistiquée du volume et du vasopresseur.

Résumé

La transplantation hépatique est considérée comme l’étalon-or pour le traitement d’une variété de maladies hépatiques mortelles. Cependant, les problèmes non résolus de l’échec chronique des greffons, des pénuries persistantes de donneurs d’organes et de l’utilisation accrue de greffons marginaux appellent à l’amélioration des concepts actuels, tels que la mise en œuvre de la perfusion des machines d’organes. Afin d’évaluer de nouvelles méthodes de reconditionnement et de modulation du greffon, des modèles translationnels sont nécessaires. En ce qui concerne les similitudes anatomiques et physiologiques avec les humains et les progrès récents dans le domaine de la xénotransplantation, les porcs sont devenus la principale grande espèce animale utilisée dans les modèles de transplantation. Après l’introduction initiale d’un modèle de transplantation hépatique orthotopique porcine par Garnier et al. en 1965, plusieurs modifications ont été publiées au cours des 60 dernières années.

En raison de traits anatomiques spécifiques spécifiques, un pontage veino-veineux pendant la phase anhépatique est considéré comme une nécessité pour réduire la congestion intestinale et l’ischémie entraînant une instabilité hémodynamique et une mortalité périopératoire. Cependant, la mise en place d’un bypass augmente la complexité technique et logistique de la procédure. De plus, des complications associées telles que l’embolie gazeuse, l’hémorragie et la nécessité d’une splénectomie simultanée ont déjà été signalées.

Dans ce protocole, nous décrivons un modèle de transplantation hépatique orthotopique porcine sans pontage veino-veineux. La greffe de foies de donneurs après une conservation statique au froid de 20 h - simulant des conditions de donneur à critères étendus - démontre que cette approche simplifiée peut être réalisée sans altérations hémodynamiques significatives ni mortalité peropératoire et avec une absorption régulière de la fonction hépatique (telle que définie par la production biliaire et le métabolisme hépatique spécifique du CYP1A2). Le succès de cette approche est assuré par une technique chirurgicale optimisée et une gestion sophistiquée du volume anesthésiologiste et du vasopresseur.

Ce modèle devrait présenter un intérêt particulier pour les groupes de travail axés sur l’évolution postopératoire immédiate, les lésions d’ischémie-reperfusion, les mécanismes immunologiques associés et le reconditionnement des organes de donneurs à critères étendus.

Introduction

La transplantation hépatique reste la seule chance de survie dans une variété de maladies différentes conduisant à une insuffisance hépatique aiguë ou chronique. Depuis sa première application réussie dans l’humanité en 1963 par Thomas E. Starzl, le concept de transplantation hépatique a évolué pour devenir une option de traitement fiable appliquée dans le monde entier, principalement en raison des progrès dans la compréhension du système immunitaire, du développement de l’immunosuppression moderne et de l’optimisation des soins périopératoires et des techniques chirurgicales ^1,2 . Cependant, le vieillissement de la population et une demande accrue d’organes ont entraîné des pénuries de donneurs, avec une utilisation accrue de greffons marginaux provenant de donneurs à critères élargis et l’émergence de nouveaux défis au cours des dernières décennies. L’introduction et la mise en œuvre généralisée de la perfusion par machine d’organes ouvriraient un éventail de possibilités en ce qui concerne le reconditionnement et la modulation des greffons et contribueraient à atténuer les pénuries d’organes et à réduire la mortalité sur les listes d’attente 3,4,5,6.

Afin d’évaluer ces concepts et leurs effets in vivo, des modèles de transplantation translationnelle sont nécessaires⁷. En 1983, Kamada et al. ont introduit un modèle orthotopique efficace de transplantation hépatique chez le rat qui a depuis été largement modifié et appliqué par des groupes de travail du monde entier 8,9,10,11. Le modèle orthotopique de transplantation hépatique chez la souris est techniquement plus exigeant, mais aussi plus précieux en termes de transférabilité immunologique, et a été signalé pour la première fois en 1991 par Qian et ^al.12. Malgré les avantages en termes de disponibilité, de bien-être animal et de coûts, les modèles de rongeurs sont limités dans leur applicabilité en milieu clinique⁷. Par conséquent, de grands modèles d’animaux sont nécessaires.

Ces dernières années, les porcs sont devenus la principale espèce animale utilisée pour la recherche translationnelle en raison de leurs similitudes anatomiques et physiologiques avec les humains. En outre, les progrès actuels dans le domaine de la xénotransplantation pourraient encore accroître l’importance des porcs en tant qu’objets de recherche^13,14.

Garnier et al. ont décrit un modèle de transplantation hépatique chez le porc dès 1965¹⁵. Plusieurs auteurs, dont Calne et al. en 1967 et Chalstrey et al. en 1971, ont par la suite signalé des modifications, conduisant finalement à un concept sûr et réalisable de transplantation hépatique porcine expérimentale dans les décennies suivantes 16,17,18,19,20,21.

Plus récemment, différents groupes de travail ont fourni des données sur les problèmes actuels de transplantation hépatique à l’aide d’une technique de transplantation hépatique orthotopique porcine, incluant presque invariablement un pontage veino-veineux actif ou passif, c’est-à-dire porto-caval,^19,22. La raison en est une intolérance spécifique à l’espèce au clampage de la veine cave inférieure et de la veine porte pendant la phase anhépatique en raison d’un intestin comparativement plus gros et de moins de shunts porto-caval ou cavo-caval (par exemple, absence de veine azygos), entraînant une augmentation de la morbidité et de la mortalité périopératoires²³. Les techniques de transplantation de veine cave inférieure appliquées chez des receveurs humains comme alternative ne sont pas réalisables car la veine cave inférieure porcine est enveloppée de tissu hépatique²³.

Cependant, l’utilisation d’un pontage veino-veineux augmente encore la complexité technique et logistique d’une intervention chirurgicale déjà exigeante, empêchant ainsi les groupes de travail de tenter la mise en œuvre complète du modèle. Outre les effets physiologiques et immunologiques directs d’un pontage, certains auteurs ont souligné la morbidité importante telle que la perte de sang ou l’embolie gazeuse lors de la pose du shunt et la nécessité d’une splénectomie simultanée, affectant potentiellement les résultats à court et à long terme après la greffe^24,25.

Le protocole suivant décrit une technique simple de transplantation hépatique orthotopique porcine après entreposage frigorifique statique des organes du donneur pendant 20 h, représentant des conditions de donneur à critères étendus sans utilisation d’un pontage veino-veineux pendant la greffe, y compris l’obtention du foie du donneur, la préparation de la table arrière, l’hépatectomie du receveur et la prise en charge anesthésiologique pré- et peropératoire.

Ce modèle devrait présenter un intérêt particulier pour les groupes de travail chirurgicaux axés sur l’évolution postopératoire immédiate, les lésions d’ischémie-reperfusion, le reconditionnement des organes donneurs à critères étendus et les mécanismes immunologiques associés.

Protocole

Cette étude a été réalisée au laboratoire de sciences animales de la faculté de médecine de Hanovre après approbation par l’autorité régionale de Basse-Saxe pour la protection des consommateurs et la sécurité alimentaire (Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit [LAVES]; 19/3146)

1. Prélèvement de foie de donneur

NOTE: Les donneurs de foie étaient des porcs domestiques femelles (Sus scrofa domesticus), âgés de 4-5 mois et d’un poids corporel moyen d’environ 50 kg, qui avaient déjà été en quarantaine au centre de recherche animale pendant au moins 10 jours avant la chirurgie.

1. Effectuer une prémédication par injection intramusculaire d’atropine (0,04-0,08 mg / kg de poids corporel), de zolazépam (5 mg / kg de poids corporel) et de tilétamine (5 mg / kg de poids corporel). Après avoir établi un accès intraveineux (par exemple, veine auriculaire), induisez l’anesthésie avec une injection de propofol (1,5 à 2,5 mg / kg de poids corporel).
2. Effectuer l’intubation avec un tube endotrachéal de 8,0 à 8,5 mm, selon la taille et l’anatomie de l’animal. Établir une surveillance de l’électrocardiographie, la mesure des gaz respiratoires et de la saturation périphérique en oxygène, et la mesure non invasive de la pression artérielle.
3. Maintenir l’anesthésie chez les porcs pendant l’obtention du foie du donneur par inhalation d’isoflurane (0,8-1,5 vol%) et application intraveineuse de fentanyl (0,003-0,007 mg/kg de poids corporel). Effectuer une ventilation à volume contrôlé tout au long de la procédure.
4. Après la mise en place du porc donneur en décubitus dorsal et la fixation des membres à la base de la table d’opération avec des bandes élastiques, frottez la peau avec un agent antiseptique, par exemple de la povidone iodée ou de l’alcool isopropylique, et couvrez l’animal avec des champs stériles.
5. Confirmer une profondeur d’anesthésie adéquate par perte de la réponse de retrait au pincement de l’orteil. Effectuer une laparotomie médiane commençant au processus xiphoïde en utilisant la cautérisation monopolaire. Placez un rétracteur abdominal et mobilisez l’intestin à la droite du donneur.
6. Effectuer une splénectomie par dissection du ligament splénocolique, du ligament gastrosplénique et du ligament phrénicosplénique. Serrez la veine splénique et l’artère splénique près du hile splénique avec une pince Overholt et placez les ligatures (suture polyfilamentaire 3-0) après avoir sectionné les vaisseaux. Couper les vaisseaux supplémentaires (plus petits) soit par pince bipolaire, soit par ligature.
   REMARQUE: Une splénectomie lors de l’obtention du foie du donneur n’est pas obligatoire, mais réduit l’efflux de sang pendant et après la perfusion.
7. Mobiliser l’intestin du côté gauche du donneur et sectionner le ligament falciforme et les ligaments triangulaires à l’aide de ciseaux et de cautérisation bipolaire.
8. Après une dissection suffisante du foie, inciser la partie gauche du diaphragme sur une distance de 5 à 10 cm à l’aide de ciseaux pour localiser le segment thoracique de l’aorte descendante. Encercler et placer une ligature (suture polyfilament 3-0) sans serrer.
9. Inciser la partie droite du diaphragme sur une distance de 5 à 10 cm à l’aide de ciseaux et identifier la veine cave suprahépatique inférieure.
10. Déplacez l’intestin en haut à gauche du donneur et entrez dans l’espace rétropéritonéal par incision transversale du péritoine sur une distance de 5 à 10 cm à l’aide de ciseaux.
11. Localisez l’aorte abdominale et la veine cave inférieure juste au-dessus de la bifurcation iliaque et séparez les deux vaisseaux sur une longueur d’environ 6 cm. Placez deux ligatures polyfilamentaires 3-0 autour de l’aorte abdominale: une crânienne de la bifurcation iliaque et une d’environ 3 cm crâniennement, sans serrer. Placez une autre ligature autour de la veine cave intrahépatique inférieure sans serrer.
12. Injecter de l’héparine par voie intraveineuse (25 000 I.E.). Choisissez une canule appropriée et désaérez la ligne d’égouttage avec une solution de conservation refroidie.
13. Serrez la première ligature située caudale autour de l’aorte abdominale. Après avoir obstrué l’aorte abdominale crânienne de la deuxième ligature (manuellement ou en plaçant une pince vasculaire atraumatique), faites une incision transversale entre les deux ligatures à l’aide de ciseaux.
14. Insérez la canule dans l’incision et fixez-la avec la ligature restante. Couper la veine cave inférieure suprahépatique loin crânienne (près de l’oreillette droite) à l’aide de ciseaux.
15. Après une perte de sang d’environ 1 500 à 2 000 mL, serrez le segment thoracique de l’aorte descendante en attachant la ligature et commencez la perfusion antégrade.
    REMARQUE : Pour le besoin possible de sang (transfusions) pendant la greffe ou pour la perfusion de machines normothermes, le sang total (environ 1 500 mL) peut être prélevé à l’aide d’un contenant contenant un anticoagulant à base de citrate.
16. Serrez la ligature placée autour de la veine cave infrahépatique inférieure, incisez le vaisseau crânien de la ligature et insérez un aspirateur chirurgical. Injectez une dose létale de pentobarbital sodique (5 000 mg). Placez de la glace stérile pilée dans la cavité thoracique et abdominale sans compromettre le tissu hépatique.
17. Après perfusion avec 3 500 mL de solution de conservation sur une période d’environ 10 à 15 minutes, couper la veine cave suprahépatique incisée inférieure. Couper la veine cave infrahépatique inférieure au niveau de la veine rénale gauche.
18. Sectionner le canal biliaire crânien du tissu pancréatique entre deux ligatures (polyfilament 3-0) pour éviter les déversements de bile. Sectionner la veine porte crânienne du pancréas.
19. Localisez l’artère cœliaque après une préparation émoussée et suivez dorsalement jusqu’à l’aorte abdominale. Excise le segment aortique respectif afin de créer un patch pour une greffe ultérieure.
20. Extrayez le diaphragme autour de la veine cave suprahépatique inférieure et coupez les adhérences restantes à l’aide de ciseaux. Extraire le foie.
21. Effectuer une cholécystectomie ou resserrer une ligature autour du canal kystique et rincer le canal cholédoque avec au moins 20 ml de solution de conservation. Placer la canule de perfusion dans la veine porte et rincer le greffon avec 500 ml supplémentaires de solution de conservation. Placez le greffon dans un bol stérile placé sur de la glace.
    NOTE: Selon l’objectif scientifique, l’organe peut être immédiatement préparé pour la greffe ou maintenu sur glace pour une durée indéterminée (20 h dans ce protocole) avant de commencer la préparation et la greffe de la table arrière.

2. Préparation du foie en back-table

1. Enlever le tissu lymphatique en commençant par le segment aortique et ainsi identifier et obstruer les branches latérales artérielles et les vaisseaux lymphatiques avec des clips, des ligatures (polyfilament 4-0) ou des sutures (monofilament 5-0; Figure 1A). De même, retirez le tissu lymphatique autour de la veine porte et obstruez les branches latérales avec des sutures (monofilament 5-0).
2. Identifier la veine cave suprahépatique inférieure et placer des sutures autour des deux veines diaphragmatiques (monofilament 5-0) après avoir enlevé le tissu diaphragmatique environnant. Rincer tous les récipients avec une solution saline froide ou une solution de préservation pour identifier les fuites restantes. Effectuer le raccourcissement des vaisseaux et la préparation du patch aortique uniquement lors de la greffe pour tenir compte des circonstances anatomiques individuelles.

3. Hépatectomie du receveur, greffe du foie du donneur et prise en charge périopératoire

NOTE: Comme receveurs de foie, des porcs domestiques femelles (Sus scrofa domesticus) âgés de 4-5 mois et d’un poids corporel moyen d’environ 50 kg, ont été utilisés. De la même manière que les donneurs de foie, les receveurs avaient été en quarantaine au centre de recherche animale pendant au moins 10 jours avant la transplantation.

1. Anesthésie et prise en charge périopératoire
   1. Effectuer une prémédication par injection intramusculaire d’atropine (0,04-0,08 mg / kg de poids corporel), de zolazépam (5 mg / kg de poids corporel) et de tilétamine (5 mg / kg de poids corporel). Après avoir établi un accès intraveineux (par exemple, veine auriculaire), induire l’anesthésie avec une injection de propofol (1,5-2,5 mg / kg de poids corporel).
   2. Effectuer l’intubation avec un tube endotrachéal de 8,0 à 8,5 mm, selon la taille et l’anatomie de l’animal. Établir une surveillance de l’électrocardiographie, la mesure des gaz respiratoires et de la saturation périphérique en oxygène, et la mesure non invasive de la pression artérielle. Dans le cas d’un modèle chronique, appliquez une pommade oculaire pour éviter la sécheresse après l’intervention chirurgicale.
   3. Placez l’animal receveur sur une base chauffante en décubitus dorsal et fixez les membres sur la base de la table d’opération à l’aide de bandes élastiques.
   4. Pour une surveillance prolongée, sous guidage échographique, placer un cathéter veineux central à trois lumières et un cathéter veineux de gros calibre (7 Fr.) dans la veine jugulaire interne et un cathéter veineux de gros calibre (7 Fr.) pour la thérapie de volume. De plus, insérer un cathéter artériel dans l’artère carotide/cervicale interne sous contrôle échographique pour la mesure invasive de la pression artérielle (Figure 1B).
   5. Maintenir l’anesthésie pendant le prélèvement d’organes par inhalation d’isoflurane (0,8-1,5 vol%) et application intraveineuse de fentanyl (0,003-0,007 mg/kg de poids corporel). Effectuer une ventilation à volume contrôlé tout au long de la procédure. Appliquer 2 000 mg de sultamicilline pour l’antibiose périopératoire et 250 mg de méthylprednisolone par voie intraveineuse.
   6. Administrer un vasopresseur tel que la noradrénaline par voie intraveineuse pour atteindre une pression artérielle moyenne cible de 60 mmHg. De plus, appliquez des solutions cristalloïdes telles que la solution de lactate de Ringer ou des solutions colloïdales telles que des gélatines fluides si nécessaire.
   7. Appliquez du gluconate de calcium (10%) et du bicarbonate de sodium (8,4%), du glucose (40%) ou du chlorure de potassium (7,45%) par voie intraveineuse en ce qui concerne les analyses de gaz du sang obtenues toutes les 30 minutes.
2. Hépatectomie du receveur
   1. Frottez la peau avec un agent antiseptique, par exemple de la povidone iodée ou de l’alcool isopropylique, et couvrez l’animal de champs stériles.
   2. Confirmer une profondeur d’anesthésie adéquate par perte de la réponse de retrait au pincement de l’orteil. Effectuer une laparotomie médiane commençant au processus xiphoïde en utilisant la cautérisation monopolaire. Placez un rétracteur abdominal et mobilisez l’intestin à gauche du donneur. Couvrez l’intestin avec un chiffon humidifié.
   3. Placer une sonde urinaire sus-pubienne pour optimiser la gestion du volume peropératoire.
   4. Couper le ligament falciforme et les ligaments triangulaires à l’aide de ciseaux et de cautérisation bipolaire. Après une dissection suffisante du foie, encercler la veine cave suprahépatique et infrahépatique inférieure près du parenchyme hépatique.
   5. Disséquer et sectionner le canal cholédoque sous la jonction du canal kystique entre deux ligatures (polyfilament 3-0).
   6. Inciser la couche péritonéale superficielle recouvrant le ligament hépatoduodénal et identifier les artères hépatiques peu avant d’entrer dans le parenchyme hépatique. Disséquer à l’aide d’une cautérisation bipolaire ou de la mise en place de clips, de ligatures ou de sutures.
   7. Disséquer l’aorte abdominale par incision dans la ligne médiane (couche avasculaire) des muscles diaphragmatiques droit et gauche. Préparer l’aorte pour l’anastomose aortique en enlevant le tissu environnant.
      REMARQUE: Cette étape n’est requise que si une anastomose aortique est effectuée. Sinon, disséquez davantage l’artère hépatique / la région hilaire pour vous préparer à une anastomose conventionnelle de bout en bout entre les artères hépatiques donneuse et receveuse.
   8. Effectuer une hépatectomie receveuse en plaçant une pince vasculaire atraumatique sur la veine porte, suivie de pinces vasculaires atraumatiques sur la veine cave suprahépatique inférieure (y compris le diaphragme environnant tout en rétractant caudalement le foie) et la veine cave infrahépatique inférieure.
   9. Sectionner les trois vaisseaux proches du parenchyme hépatique. Retirez le foie receveur de la cavité abdominale.
      NOTE: Le serrage des vaisseaux marque le début de la phase anhépatique. Pendant la phase anhépatique, les porcs sont hémodynamiquement instables et ont besoin de quantités importantes de vasopresseurs/catécholamines. L’anesthésiologiste doit être prêt à appliquer la noradrénaline et l’épinéphrine. Gardez la phase jusqu’à la reperfusion du foie aussi courte que possible. Communiquez bien avec l’anesthésiste.
3. Greffe de foie du donneur
   1. Placez le foie du donneur dans la cavité abdominale. Raccourcir la veine cave suprahépatique donneuse et/ou receveuse inférieure à une longueur adéquate tout en évitant les plissements ou trop de tension sur l’anastomose.
   2. Placer une seule suture comme fil de support (monofilament 5-0), en adaptant le coin droit de la veine cave suprahépatique donneuse et receveuse inférieure. Commencer la face dorsale de l’anastomose à partir du coin gauche du ou des vaisseaux avec une suture en cours d’exécution (monofilament 5-0, à deux bras).
   3. Lorsque vous atteignez le coin droit, retirez le fil de support, fixez la suture en cours d’exécution avec une pince et continuez avec la face ventrale de l’anastomose, en commençant à nouveau par le coin gauche du ou des vaisseaux. Serrez la suture avec plusieurs nœuds sans resserrer le diamètre du vaisseau afin d’éviter la sténose.
   4. Raccourcir la veine porte du donneur et/ou du receveur à une longueur adéquate tout en évitant le pliage ou une tension trop importante sur l’anastomose.
   5. Effectuer une anastomose vasculaire de la veine porte donneuse et receveuse analogue aux étapes 3.3.2-3.3.3 à l’aide d’une suture monofilament 6-0 à double bras.
   6. Effectuer la reperfusion porto-veineuse en retirant la pince vasculaire, en obstruant la veine porte receveuse et en obstruant la veine cave infrahépatique inférieure du donneur avec une pince vasculaire après avoir drainé environ 200 à 400 ml de sang. Retirez lentement la pince vasculaire obstruant la veine cave suprahépatique receveuse inférieure et recherchez un saignement actif.
      REMARQUE: Le retrait des deux pinces marque la fin de la phase anhépatique. La quantité de catécholamines nécessaire devrait diminuer considérablement peu de temps après.
   7. Raccourcir la veine cave infrahépatique donneuse et/ou receveuse inférieure. Effectuer une anastomose vasculaire de la veine cave infrahépatique donneuse et receveuse inférieure analogue aux étapes 3.3.2-3.3.3 à l’aide d’une suture monofilament à double bras 5-0. Retirer les pinces obstruant la veine cave infrahépatique donneuse et receveuse inférieure.
   8. Préparez un patch aortique elliptique (patch Carrel) d’un diamètre d’environ 1-1,5, cm selon les circonstances anatomiques, en utilisant des ciseaux. Serrez l’aorte abdominale avec une pince vasculaire de Cooley atraumatique et faites une incision à l’aide d’un scalpel. Agrandir l’incision à l’aide de ciseaux pour l’adapter au patch.
   9. Commencez l’anastomose aortique par une suture en cours d’exécution (monofilament 6-0, à deux bras) au coin crânien de l’incision / patch. Lorsque vous atteignez le coin caudal, fixez la suture en cours d’exécution avec une pince et terminez à nouveau l’anastomose en commençant par le coin crânien. Serrez la suture avec plusieurs nœuds et retirez lentement la pince vasculaire.
      REMARQUE: Le clampage de l’aorte abdominale affectera considérablement la pression artérielle du porc. Communiquez bien avec l’anesthésiste.
   10. Placez une gaze hémostatique autour de l’anastomose artérielle. Placez un cathéter dans le canal cholédoque et fixez-le avec une seule ligature. Assurez-vous de ne pas obstruer le diamètre du cathéter.
   11. Fermez temporairement l’abdomen en adaptant le fascia musculaire et la peau avec une suture courante et couvrez l’abdomen avec un film alimentaire et/ou des rideaux pour éviter les pertes thermiques.
       REMARQUE : Si les objectifs scientifiques nécessitent un modèle chronique, effectuer une anastomose de bout en bout entre le canal biliaire donneur et receveur, fermer l’abdomen avec des sutures séparées pour le péritoine et le fascia musculaire, et fermer la peau avec des sutures simples.
   12. À la fin du suivi, injecter une dose létale de 5 000 mg de pentobarbital sodique pour l’euthanasie peropératoire.

Résultats

La technique présentée dans ce protocole a fourni des résultats fiables et reproductibles en termes de stabilité hémodynamique et de survie de l’animal tout au long de la procédure, ainsi que de fonction du greffon dans le cours postopératoire.

Plus récemment, nous avons appliqué le modèle pour l’étude des lésions d’ischémie-reperfusion et des interventions thérapeutiques atténuant les effets néfastes dans le cours postopératoire immédiat. Lors du prélèvement et de 20...

Discussion

Les développements techniques récents tels que l’introduction de la perfusion automatique ont le potentiel de révolutionner le domaine de la transplantation hépatique. Afin de traduire les concepts de reconditionnement ou de modification du greffon en milieu clinique, les modèles de transplantation reproductibles chez les grands animaux sont inévitables.

Après l’introduction initiale de la transplantation hépatique orthotopique porcine, plusieurs auteurs ont travaillé sur l’amé...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Abdominal retractor	No Company Name available	No Catalog Number available
Aortic clamp, straight	Firma Martin	No Catalog Number available
Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL	Radiometer Medical ApS	956-622
Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL)	B.Braun	648037
Backhaus clamp	Bernshausen	BF432
Bipolar forceps, 23 cm	SUTTER	780222 SG
Bowl 5 L, 6 L, 9 L	Chiru-Instrumente	35-114327
Braunol Braunoderm	B.Braun	3881059
Bulldog clamp	Aesculap	No Catalog Number available
Button canula	Krauth + Timmermann GmbH	1464LL1B
Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%))	B.Braun	2353745
Cell Saver (Autotransfusion Reservoir)	Fresenius Kabi AG	9108471
Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm	Arrow	AD-24703
Clamp	INOX	B-17845  /  BH110  / B-481
Clamp	Aesculap	AN909R
Clamp, 260 mm	Fehling Instruments GMbH &Co.KG	ZAU-2
Clip Forceps, medium	Ethicon	LC207
Clip forceps, small	Ethicon	LC107
CPDA-1 solution	Fresenius Kabi AG	41SD09AA00
Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution)	Dr.Franz Köhler Chemie GmbH	2125921
Dissecting scissors	LAWTON  05-0641	No Catalog Number available
Dissecting scissors, 180 mm	Metzenbaum	BC606R
Endotracheal tube 8.0 mm	Covetrus	800764
Epinephrine (Adrenalin 1:1000)	InfectoPharm	9508734
Falcon Tubes 50ml	Greiner	227 261 L
Femoralis clamp	Ulrich	No Catalog Number available
Fentanyl 0.1mg	PanPharma	00483
Forceps, anatomical	Martin	12-100-20
Forceps, anatomical, 250 mm	Aesculap	BD052R
Forceps, anatomical, 250 mm	Aesculap	BD032R
Forceps, anatomical, 250 mm	Aesculap	BD240R
Forceps, surgical	Bernshausen	BD 671
Forceps, surgical	INOX	B-1357
G40 solution	Serag Wiessner	10755AAF
Gelafundin ISO solution 40 mg/mL	B. Braun	210257641
Guidewire with marker	Arrow	14F21E0236
Haemostatic gauze ("Tabotamp"  5 x 7.5 cm)	Ethicon	474273
Heparin sodium 25,000IE	Ratiopharm	W08208A
Hico-Aquatherm 60	Hospitalwerk	No Catalog Number available
Infusion Set Intrafix	B.Braun	4062981 L
Intrafix SafeSet 180 cm	B.Braun	4063000
Introcan Safety, 18 G	B.Braun	4251679-01
Isofluran CP	CP-Pharma	No Catalog Number available
Large-bore venous catheter, 7Fr.	Edwards Lifesciences	I301F7
Ligaclip, medium	Ethicon	LT200
Ligaclip, small	Ethicon	LT100
Material scissors	Martin	11-285-23
Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg)	Sanofi	7823704
Monopolar ERBE ICC 300	Fa. Erbe	No Catalog Number available
NaCl solution (0.9%)	Baxter	1533
Needle holder	Aesculap	BM36
Needle holder	Aesculap	BM035R
Needle holder	Aesculap	BM 67
Neutral electrode	Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen	21191 - 060
Norepinephrine (Sinora)	Sintetica GmbH	04150124745717
Omniflush Sterile Filed 10 mL	B.Braun	3133335
Original Perfusorline 300 cm	B.Braun	21E26E8SM3
Overhold clamp	INOX	BH 959
Overhold clamp	Ulrich	CL 2911
Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL)	WDT, Garbsen	21217
Perfusers	B.Braun	49-020-031
Perfusor Syringe 50 mL	B.Braun	8728810F
Petri dishes  92 x 17 mm	Nunc	150350
Poole Suction Instrument Argyle flexibel	Covidien, Mansfield USA	20C150FHX
Potassium chloride (7.45%)	B.Braun	4030539078276
Pressure measurement set	Codan pvb Medical GmbH	957179
Propofol (1%)	CP-Pharma	No Catalog Number available
S-Monovette 2.6 mL K3E	Sarstedt	04.1901
S-Monovette 2.9 mL 9NC	Sarstedt	04.1902
S-Monovette 7.5 mL Z-Gel	Sarstedt	11602
Sartinski clamp	Aesculap	No Catalog Number available
Scalpel  No.11	Feather Safety Razor Co.LTD	02.001.40.011
Scissors	INOX	BC 746
Seldinger Arterial catheter	Arrow	SAC-00520
Sodium bicarbonate (8.4%)	B.Braun	212768082
Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC")	B.Braun	4899719
Sterofundin ISO solution	B.Braun	No Catalog Number available
Suction	Dahlhausen	07.068.25.301
Suction Aesculap Securat 80	Aesculap	No Catalog Number available
Suction catheter	ConvaTec	5365049
Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam)	Pfizer	DL253102
Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm	ConvaTec	UK  1F02772
Suprasorb ("Toptex lite RK")	Lohmann & Rauscher	31654
Suture Vicryl 3-0	Ethicon	VCP 1218 H
Suture Vicryl 4-0	Ethicon	V392H
Suture, Prolene 4-0	Ethicon	7588 H
Suture, Prolene 5-0, double armed	Ethicon	8890 H
Suture, Prolene 5-0, single armed	Ethicon	8720 H
Suture, Prolene 6-0, double armed	Ethicon	7230 H
Suture, Prolene 6-0, single armed	Ethicon	EH 7406 H
Suture, Prolene: blau 3-0	Ethicon	EH 7499H
Suture, Safil 2/0	Aesculap	C 1038446
Suture, Terylene 0	Serag Wiessner	353784
Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL	B.Braun	4606027V
TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm	Fresenius Kabi AG	2877101
Ultrasound Butterfly IQ+	Butterfly Network Inc.	850-20014
Ventilator "Oxylog Dräger Fl"	Dräger Medical AG	No Catalog Number available
Yankauer Suction	Medline	RA19GMD
Zoletil 100 mg/mL  (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin)	Virbac	794-861794861