Modélisation de la chirurgie de la cataracte chez la souris

Résumé

Cette méthode modélise la chirurgie de la cataracte in vivo en retirant les cellules de fibre du cristallin de souris adultes et en laissant derrière elle le sac capsulaire avec les cellules épithéliales du cristallin (LEC) attachées. La réponse à la blessure est ensuite évaluée à divers moments postopératoires à l’aide de critères moléculaires et morphologiques.

Résumé

La chirurgie de la cataracte (CS) est un traitement efficace de la cataracte, une cause majeure de handicap visuel dans le monde. Cependant, la césarienne entraîne une inflammation oculaire et, à long terme, elle peut entraîner une opacification capsulaire postérieure (OCP) et/ou une luxation du cristallin due à la prolifération post-chirurgicale des cellules épithéliales du cristallin (LEC) et à leur conversion en myofibroblastes et/ou en cellules fibreuses aberrantes. Cependant, les mécanismes moléculaires par lesquels la CS entraîne l’inflammation et la PCO sont encore obscurs car la plupart des modèles in vitro ne récapitulent pas la réponse de cicatrisation des LEC observées in vivo, tandis que les modèles animaux traditionnels de la chirurgie de la cataracte, tels que les lapins, ne permettent pas la manipulation génétique de l’expression des gènes pour tester les mécanismes. Récemment, notre laboratoire et d’autres ont utilisé avec succès des souris génétiquement modifiées pour étudier les mécanismes moléculaires qui entraînent l’induction de la signalisation pro-inflammatoire et de la transition épithéliale à mésenchymateuse LEC, ce qui a permis de mieux comprendre la pathogenèse du PCO. Ici, nous rapportons le protocole établi pour la modélisation de la chirurgie de la cataracte chez la souris, qui permet un profilage transcriptionnel robuste de la réponse des LEC à l’élimination des cellules de fibres du cristallin via le RNAseq, l’évaluation de l’expression des protéines par immunofluorescence semi-quantitative et l’utilisation d’outils de génétique de souris modernes pour tester la fonction des gènes dont on suppose qu’ils participent à la pathogenèse des séquelles aiguës comme l’inflammation ainsi qu’à la conversion ultérieure des LEC en myofibroblastes et/ou cellules de fibre de lentille aberrantes.

Introduction

Le cristallin est un tissu transparent très organisé qui réfracte la lumière pour produire une image clairement focalisée sur la rétine ^1,2,3. Cet organe spécialisé est entouré d’une membrane basale ininterrompue (la capsule), qui isole le cristallin des autres parties de l’œil. La surface antérieure interne de la capsule ancre une monocouche de cellules épithéliales du cristallin (LEC), qui se différencient ensuite à l’équateur du cristallin en cellules de fibre du cristallin, qui constituent la grande majorité du cristallin³. Une cataracte se produit lorsque le cristallin perd sa transparence en raison de facteurs tels que le vieillissement, les mutations génétiques, les rayons UV, le stress oxydatif et les traumatismes oculaires⁴. La cataracte est l’une des principales causes de cécité dans le monde, en particulier dans les pays où les soins médicaux sont médiocres⁵. Cependant, cette affection est maintenant facilement traitée par l’ablation chirurgicale des cellules opaques du cristallin par phacoémulsification au cours de laquelle la capsule centrale du cristallin et l’épithélium du cristallin attaché sont retirés, suivie de l’utilisation d’une sonde vibrante pour briser la masse cellulaire du cristallin en fragments plus petits qui peuvent être aspirés ; laissant derrière lui un sac capsulaire avec quelques LEC équatoriaux attachés¹. La vision est alors le plus souvent restaurée par l’implantation post-chirurgicale d’une lentille intraoculaire artificielle (LIO).

Bien que la chirurgie de la cataracte (CS) soit un traitement très efficace et peu invasif de la cataracte, la récupération post-chirurgicale d’un patient peut être gravement entravée par le développement d’une inflammation oculaire ^5,6,8. Cette inflammation peut provoquer des douleurs post-chirurgicales, un œdème rétinien conduisant à un décollement de la rétine, ainsi que l’exacerbation d’autres affections inflammatoires et fibrotiques comme l’uvéite et le glaucome 4,7,8,9. L’inflammation oculaire post-CS (PCS) est généralement traitée avec des gouttes ophtalmiques anti-inflammatoires, qui sont en proie à une mauvaise observance du patient ou à une chirurgie de la cataracte sans goutte qui peut entraîner une prévalence accrue de corps flottants ^8,10,11. À long terme, les résultats de la césarienne peuvent être compromis par le développement d’une opacification capsulaire postérieure (OCP)¹². L’OCP se produit lorsque les LEC résiduels laissés après la chirurgie subissent une réponse de cicatrisation, prolifèrent et migrent sur la capsule postérieure du cristallin pendant des mois ou des années, contribuant ainsi à une obstruction visuelle secondaire^13,14.

Comprendre les mécanismes moléculaires par lesquels la CS entraîne de telles réponses aiguës et chroniques représente un défi majeur dans le domaine, car une grande partie de la littérature sur le PCO repose sur l’induction de la conversion de la LEC en myofibroblastes en culture via un traitement avec le facteur de croissance transformant actif bêta (TGFβ)^12,15. Les modèles de sacs capsulaires humains créés à partir de lentilles de cadavres cultivées in vitro reflètent mieux la biologie du PCS du cristallin, car les LEC sont cultivés sur leur membrane basale native, mais sont difficiles à manipuler mécaniquement, ne récapitulent pas l’environnement intraoculaire et sont intrinsèquement variables en raison de la variabilité du cristallin à l’autre (ou du donneur au donneur)^16,17. Des modèles in vivo de chirurgie de la cataracte chez le lapin ^1,18 et le primate non humain^19,20 surmontent certains de ces problèmes, mais ne sont toujours pas faciles à manipuler pour des études mécanistes. Notamment, une étude antérieure sur la régénération du cristallin chez les mammifères a révélé une régénération significative du cristallin dans les quatre semaines suivant le retrait des cellules de la fibre du cristallin chez la souris, laissant derrière elles les cellules épithéliales et la capsule du cristallin, tandis qu’aucune repousse du cristallin ne s’est produite lorsque le cristallin entier a été retiré^21,22. Par la suite, nous avons rationalisé cette procédure et l’avons optimisée pour l’étude de la réponse aiguë des LEC à l’élimination des cellules de fibres du cristallin et de leur conversion ultérieure en une population mixte de cellules ayant des propriétés de myofibroblastes et de cellules de fibres. 

En utilisant ce modèle murin de chirurgie de la cataracte, nous avons montré que les cellules épithéliales du cristallin remodèlent drastiquement leur transcriptome en 6 heures PCS pour produire de nombreuses cytokines pro-inflammatoires²³, tandis qu’elles commencent à exprimer des marqueurs fibrotiques dès 24 h PCS ^12,23, avant le début de la signalisation canonique TGFβ. Des expériences mécanistes sur des souris knock-out utilisant ce modèle ont révélé que l’expression cellulaire de la fibronectine par les LEC est nécessaire pour une réponse fibrotique soutenue PCS, probablement en raison de son rôle dans l’assemblage de l’ECM fibreux et de la signalisation cellulaire¹². D’autres études ont montré que l’intégrine αVβ8 est nécessaire à la transition des LEC vers les myofibroblastes en raison de sa fonction dans l’activation du TGFβ, et le potentiel de cette approche pour identifier les pistes thérapeutiques anti-PCO a été confirmé car un antagoniste de l’intégrine αVβ8 a également bloqué la LEC EMT¹⁵.

Ici, nous fournissons un protocole détaillé décrivant comment retirer les cellules de la fibre du cristallin des souris vivantes (Figure 1et Figure 4) tout en laissant derrière la capsule du cristallin et les LEC pour modéliser la réponse du LEC à la chirurgie de la cataracte.

Protocole

Le protocole suivant a été approuvé par le comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université du Delaware en vertu du protocole #1039-2021-1. Conformément à l’Association pour la recherche en vision et en ophtalmologie (ARVO) pour l’utilisation d’animaux dans la recherche ophtalmique et visuelle²⁴, toutes les chirurgies de survie oculaire ne peuvent être pratiquées que dans un seul œil. Voir la Table des matériaux pour plus de détails sur les réactifs et les instruments utilisés dans ce protocole. D’autres approches pour l’extraction des fibres du cristallin et la suture sont présentées à la figure 2 et à la figure 3.

1. Animaux

1. Pour cette procédure, utilisez n’importe quelle souche de souris de laboratoire de type sauvage ou génétiquement modifiée qui a des yeux avec des lentilles intactes.
   1. Utilisez les souris C57BL/6 comme point de départ, car leurs réponses sont hautement reproductibles aux niveaux morphologique et moléculaire^25,26.
      REMARQUE : C57BL/6 ou n’importe quelle souche de souris peut être utilisé. Dans le protocole vidéo, la souris FVB est utilisée pour une meilleure démonstration visuelle.
   2. Effectuer des études de la réponse des mutants sur d’autres souches de souris avec des témoins appariés à la souche.
      REMARQUE : Avec de la pratique, cette procédure peut être effectuée sur des souris dont le cristallin a des cataractes tant que la capsule du cristallin est intacte et que le cristallin n’a pas subi de liquéfaction significative. Voir l’étude de souris avec délétion conditionnelle du cristallin du facteur de transcription Sip1²⁷.
2. Effectuez cette chirurgie sur des souris des deux sexes dès l’âge de 8 semaines à 24 mois^25,26.
   1. Effectuez cette chirurgie chez des souris encore plus jeunes (après l’ouverture de la paupière) avec de la pratique, bien que ce soit plus difficile car ces yeux seront nettement plus petits.
   2. Faites particulièrement attention aux interventions chirurgicales sur les souris âgées en raison de leur faible tolérance à l’anesthésie^25,26.
      REMARQUE : Les différences entre les sexes dans les réponses chirurgicales sont plus fréquentes chez les souris âgées²⁶.

2. Préparation des solutions et des outils chirurgicaux

1. Procurez-vous des agents anesthésiques et analgésiques, des gouttes de dilatation, un scalpel jetable stérile, une pince Dumont #5, une pince à suture 2-110, des aiguilles (26 G 1/2 et 27 G 45° fléchie 1"), des seringues et une solution saline équilibrée (BSS).
2. Stérilisez les instruments chirurgicaux dans un autoclave.

3. Avant l’anesthésie

1. Avant l’anesthésie, donnez à la souris une goutte d’atropine à 1 % et une goutte de phényléphrine à 2,5 % pour dilater la pupille (voir Figure 1A) de l’œil opéré. Appliquez une pommade ophtalmique sur l’œil non opéré pour empêcher la surface de sécher.
   REMARQUE : La déclaration de l’ARVO sur l’utilisation d’animaux dans la recherche oculaire²⁴ n’autorise qu’un seul œil à subir une chirurgie de survie, laissant l’autre œil intact afin que l’animal conserve la vision. Ainsi, les chirurgies de survie sont toujours unilatérales ; Cependant, l’œil controlatéral non opéré peut être opéré juste avant le sacrifice pour créer des commandes de « temps zéro » adaptées à l’animal.
2. Assurez-vous que les gouttes oculaires ne coulent pas sur le visage de la souris et ne pénètrent pas dans le nez, car cela peut obstruer sa respiration.
3. Préparez une seringue avec du BSS stérile à l’aide d’une aiguille stérile de 26 G 1/2. Ajustez la seringue avec un embout de distribution émoussé stérile de 27 G à 45° de 1 pouce (appelé embout de distribution ci-dessous).

4. Anesthésie

1. Après avoir reçu des gouttes ophtalmiques, anesthésier la souris avec une injection intrapéritonéale d’une solution de xylazine/kétamine/acépromazine (35 mg/kg, 80 mg/kg et 0,5 mg/kg) (figure 1B).
   REMARQUE : L’anesthésie inhalée peut ne pas être possible à moins qu’un cône nasal spécialisé ne puisse être utilisé pour permettre l’accès à l’œil nécessaire à la chirurgie.

5. Faire l’incision

1. Une fois que la souris est complètement sous anesthésie, mesurée par l’absence de réflexe de pincement des orteils, et que sa pupille s’est complètement dilatée (2 mm) (Figure 4A), la souris est prête pour la chirurgie.
   1. Déplacez la souris anesthésiée jusqu’à la platine d’un microscope optique à dissection composée. Utilisez un coussin chauffant pour vous assurer que la souris a une régulation thermique adéquate et utilisez des rideaux stériles.
   2. Observez l’œil sous un grossissement de 10x-20x à l’aide d’un microscope de dissection (voir le tableau des matériaux pour plus de détails).
2. Faites une incision de 1 à 1,5 mm au centre de la cornée à l’aide d’un scalpel chirurgical stérile. Assurez-vous que l’incision s’étend à travers la cornée et incise la capsule antérieure du cristallin (Figure 1C et Figure 4B).

6. Séparation des fibres de la lentille du sac capsulaire

1. Saisissez la seringue à l’aide d’un embout de distribution contenant du BSS stérile et expulsez doucement 1 goutte de BSS au-dessus de la cornée pour mouiller la surface afin de poursuivre la manipulation.
2. Séparez la masse de fibre de lentille de la capsule de lentille.
   1. Insérez l’embout de distribution à travers l’incision cornéenne centrale dans l’incision de la capsule du cristallin, puis déplacez doucement l’aiguille dans un mouvement circulaire tout en relâchant lentement le BSS pour séparer les connexions apicales-apicales entre l’épithélium du cristallin et les cellules fibreuses (hydrodissection), expulsant finalement la masse de fibre du cristallin (Figure 1D).
   2. Dans la plupart des cas, la masse de fibres finira par adhérer à la pointe de distribution au cours de cette procédure (Figure 2A). Si cela se produit, retirez délicatement l’embout de distribution de l’intérieur de l’œil ; et nettoyez avec une serviette stérile pour enlever ce tissu. Répétez l’opération jusqu’à ce que toutes les cellules de la fibre du cristallin soient retirées.
   3. Vous pouvez également utiliser une micro-pince (numéro 5 Dumont) pour extraire le noyau du cristallin (Figure 2B). Si vous utilisez cette méthode, veillez à ce que l’incision cornéenne d’origine dépasse le diamètre du noyau pour assurer un retrait facile.
3. Rincez la capsule de la lentille avec un BSS stérile pour éliminer toutes les fibres restantes.
4. Confirmez que la capsule du cristallin est laissée à l’intérieur de l’œil (figures 1E et 4C) en observant son aspect translucide/vitreux au microscope.

7. Gonfler la chambre antérieure et suturer l’incision cornéenne

1. Gonflez la chambre antérieure à sa profondeur normale en injectant du BSS par l’incision dans la chambre antérieure.
   1. Ajouter des inhibiteurs ou des activateurs des voies de signalisation d’intérêt pour le BSS afin de tester leur rôle dans la réponse aux lésions du cristallin^12,15.
      REMARQUE : Les animaux peuvent également être traités par voie systémique avec des inhibiteurs de voies, qui peuvent être nécessaires en fonction de la pharmacocinétique du renouvellement du médicament, car l’équilibre de l’humeur aqueuse est rétabli après la chirurgie¹⁵.
2. Suturez l’incision cornéenne avec des nœuds carrés à l’aide d’un fil de nylon 10-0 avec une aiguille 1/2c effilée et incurvée de 5,3 mm (figure 1F et figure 4D-F).
   1. Placez soit un point de nœud carré dans la partie centrale de l’incision, soit deux points de nœud carré dans les moitiés supérieure et inférieure de l’incision d’origine (voir Figure 3). Le nombre de points de suture dépend de la longueur de l’incision cornéenne.
   2. Ne percez pas les deux volets cornéens à la fois. Au lieu de cela, tenez un volet cornéen à l’aide d’une pince dans la main non dominante et enfoncez l’aiguille/le nylon à travers. Une fois qu’un côté de la cornée a été perforé, poussez l’aiguille/le nylon à travers le volet cornéen suivant. Fermez les rabats cornéens à l’aide de points de nœud carrés.

8. Soins post-chirurgicaux

REMARQUE : Une pommade antibiotique topique est appliquée sur l’œil et des agents analgésiques sont administrés. Les souris ne montrent généralement pas de signes de détresse après la chirurgie initiale. Si nécessaire, une version à libération lente de la buprénorphine pourrait être utilisée.

1. Immédiatement après cette chirurgie, effectuez les sous-étapes suivantes.
   1. Appliquez une goutte de pommade ophtalmique à l’érythromycine à 0,5 % directement au-dessus de la suture. Assurez-vous que toute l’incision est recouverte de pommade.
   2. Administrer une injection intrapéritonéale de buprénorphine (0,1 mg/kg).
2. Laissez la souris récupérer de l’anesthésie dans une cage posée sur un coussin chauffant pour optimiser le soutien thermique.
   REMARQUE : Surveillez l’animal pour détecter des signes de traumatisme, de détresse ou d’inconfort. Certains signes comprennent une infection/un grattage au site chirurgical, une suture déplacée, une perte de fourrure, etc.

9. Suivi du rétablissement des animaux

1. Surveillez le rétablissement de l’animal après la chirurgie jusqu’à ce qu’il se réveille de l’anesthésie.
2. Vérifiez les souris tous les jours pendant les 3 premiers jours suivant la chirurgie.
   REMARQUE : Il n’est généralement pas nécessaire d’enlever les points de suture car les souris sont soit sacrifiées avant la guérison complète (2 semaines de PCS), soit les points de suture tombent spontanément.
3. Administrer la buprénorphine par voie orale, au besoin pour la gestion de la douleur après 4 à 8 heures après la chirurgie, à une dose de 0,5 mg/kg (dans Jello) ou à une dose de 0,1 mg/kg pour ceux qui ne mangent pas. Vous pouvez également administrer de la buprénorphine à libération prolongée juste avant la chirurgie.
   REMARQUE : Dans la mesure du possible, des analgésiques préventifs doivent être utilisés, mais cela peut nécessiter des ajustements au protocole analgésique qui nécessitent l’examen et l’approbation du comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux.

10. Euthanasie

1. Euthanasier la souris au moment souhaité après la chirurgie
   1. enlevé l’œil opéré en utilisant l’œil non opéré comme tissu de contrôle ; ou anesthésier à nouveau l’animal, effectuer une chirurgie d’ablation des cellules de la fibre du cristallin sur l’œil controlatéral non opéré auparavant, puis sacrifier immédiatement l’animal (sans lui permettre de se réveiller de l’anesthésie) pour fournir un contrôle opéré en temps zéro.
   2. Assurez-vous d’une dissection et d’un prélèvement tissulaire rapides.
      REMARQUE : Les LEC subissent des modifications transcriptomiques dans les minutes qui suivent la chirurgie, de sorte que la récolte rapide de tissus et la fixation/congélation sont nécessaires lors de l’étude des réponses précoces des LEC à la chirurgie.

11. Réalisation d’une analyse plus poussée sur les tissus du cristallin prélevés

1. Utiliser le tissu obtenu pour l’immunomarquage, le séquençage de l’ARN, la culture cellulaire ou l’analyse occidentale 12,15,23,25,26,28. La cytométrie en flux est théoriquement également possible¹², bien que le petit nombre de LEC dans le cristallin de la souris (~40 000)²⁹ et la présence de débris cellulaires associés à la capsule après la chirurgie rendent cela difficile.
2. Immunomarquage
   1. Euthanasier la souris dans une chambre par inhalation de CO₂ (4 L/min) à partir d’une bouteille de gaz. Augmentez le débit à 8-10 L/min une fois que la souris est inconsciente et continuez cette exposition jusqu’à l’arrêt complet de la respiration plus 1 min.
      REMARQUE : La souris peut être euthanasiée à l’aide d’une méthode appropriée, conformément aux directives de l’AVMA pour l’euthanasie des animaux ou aux directives ou politiques approuvées par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux.
   2. Assurez-vous d’un sacrifice approprié en utilisant une méthode secondaire d’euthanasie, par exemple la luxation cervicale.
      REMARQUE : Le laboratoire Duncan a étudié des points temporels allant de quelques minutes à quelques mois PCS ^12,15,23.
   3. Une fois que la souris a été sacrifiée humainement, isolez l’œil opéré pour l’analyse.
      1. Tenez la micro-pince dans la main non dominante pour saisir l’œil opéré tout en tenant les micro-ciseaux dans la main dominante.
      2. Coupez doucement le nerf optique et les muscles qui ancrent l’œil.
         REMARQUE : Soyez particulièrement prudent en manipulant les yeux qui ont été récemment opérés par rapport à ceux qui ont eu plus de temps pour guérir le PCS. Les yeux récemment opérés sont structurellement plus fragiles.
   4. Intégrer l’œil disséqué dans un milieu OCT pour une cryo-section, une immunocoloration et une microscopie confocale semi-quantitative^{ultérieure 28,30}.
3. Isolement du sac capsulaire avec les cellules associées pour le séquençage de l’ARN, la culture cellulaire ou l’analyse par transfert Western
   1. Euthanasier la souris dans une chambre par inhalation de CO₂ (4 L/min) à partir d’une bouteille de gaz. Augmentez le débit à 8-10 L/min une fois que la souris est inconsciente et continuez cette exposition jusqu’à l’arrêt complet de la respiration plus 1 min.
   2. Assurez-vous d’un sacrifice approprié en utilisant une méthode secondaire d’euthanasie, par exemple la luxation cervicale.
   3. Si un PCS précoce (dans les 1 à 2 jours) est nécessaire, retirez les points de suture avant l’extraction du tissu ou faites une autre incision dans la cornée pour extraire la capsule du cristallin.
      REMARQUE : À des moments ultérieurs PCS, les points de suture seront probablement tombés, donc une nouvelle incision sera nécessaire.
4. Localisez la capsule de lentille translucide.
   1. Insérez doucement la micro-pince dans l’ouverture cornéenne, saisissez la capsule et retirez-la de la chambre antérieure.
   2. Placez la capsule dans un tube de microcentrifugation de 1,5 mL ou une boîte de culture pour une analyse plus approfondie.

Résultats

Sur la base des résultats de cette méthode chirurgicale, le laboratoire Duncan a utilisé ce modèle murin de chirurgie de la cataracte pour construire un temps de réponse aux lésions des cellules épithéliales du cristallin après la chirurgie (Figure 5). 6 heures après la chirurgie, 5 % du transcriptome épithélial du cristallin est exprimé de manière différentielle (Figure 6A), y compris la régulation positive de n...

Discussion

Cette technique chirurgicale nécessite une manipulation avancée des souris et des compétences microchirurgicales qui nécessitent de la pratique pour être développées. Le plus difficile à maîtriser est la mise en place de fines sutures dans la cornée pour fermer la plaie. Supposons que l’expérimentateur soit un novice total en matière de suture. Dans ce cas, il est recommandé de s’entraîner d’abord à l’aide de ficelle et de tissu, puis de s’entraîner à l’utili...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.5% Erythryomycin opthalmic ointment USP	Baush Lomb	24208-910-55
1% Atropine sulfate ophthalmic solution	Amneal	60219-1748-2
1% Tropicamide opthalmic solution USP	Akorn	17478-102-12
10-0 Nylon suture	Ethicon	7707G
2.5% Phenylephrine hydrochloride ophtahlmic solution USP	Akorn	17478-200-12
26 G 1/2 Needles - straight	BD PrecisionGlide	5111
27 G 45° bent dispensing tip 1"	Harfington
Balanced saline solution	Phoenix	57319-555-06
Bupranorphine (0.1 mg/kg)	APP Pharmaceticals	401730D
Chlorhexidine solution
Needle holder 2-110	Duckworth & Kent	2-110-3E
Noyes scissors, straight	Fine Science Tools	12060-02
SMZ800 Nikon model microscope	Nikon
Sterile disposable scalpel No.11	Feather	2975#11
Tweezers #5 Dumont	Electron Microscopy Sciences	72700-D
Xylazine/Ketamine/Acepromazine (35 mg/kg, 80 mg/kg, 0.5 mg/kg) solution	APP Pharmaceticals	401730D