Mesure de quatre sous-types de cellules NK utérines à l’aide d’une coloration immunohistochimique fluorescente multiplexée chez des femmes présentant des échecs d’implantation répétés

Résumé

Cette étude présente une méthode pionnière pour quantifier les sous-ensembles de cellules tueuses naturelles utérines pendant la fenêtre d’implantation à l’aide de techniques avancées de coloration immunohistochimique par fluorescence multiplexée.

Résumé

L’immunohistochimie (IHC) joue un rôle crucial dans la recherche biologique et le diagnostic clinique, car elle est la méthode la plus couramment utilisée pour identifier et visualiser les antigènes tissulaires. Cependant, les méthodes traditionnelles de coloration IHC ont des limites pour distinguer divers sous-types de cellules immunitaires. Ce défi a poussé les scientifiques à explorer de nouvelles technologies et méthodologies pour l’identification et la différenciation précises des sous-types de cellules immunitaires. Ces dernières années, l’IHC multiplex s’est imposée comme une solution, permettant la détection simultanée de plusieurs antigènes et leur visualisation au sein d’un même échantillon de tissu. Les cellules tueuses naturelles utérines (uNK) jouent un rôle central dans les processus de début de grossesse, notamment la décidualisation, le remodelage des artères spirales utérines et l’implantation d’embryons. Différents sous-types de cellules uNK présentent des fonctions différentes, ce qui leur permet de coordonner divers événements biologiques pour un développement embryonnaire et une grossesse réussis. Par conséquent, des recherches approfondies sur les sous-types de cellules uNK sont essentielles pour élucider les mécanismes de régulation immunitaire pendant la grossesse. De telles études fournissent des informations précieuses et de nouvelles approches pour traiter des conditions connexes telles que l’infertilité et l’échec reproductif récurrent. Cet article présente un protocole détaillé de coloration IHC multiplex pour étudier la densité de quatre sous-types de cellules uNK dans des échantillons d’endomètre pendant la fenêtre d’implantation (WOI). Le protocole comprend la préparation des échantillons, l’optimisation des marqueurs de sous-types, l’imagerie microscopique et l’analyse des données. Ce protocole de coloration IHC multiplexe offre une spécificité et une sensibilité élevées, permettant la détection simultanée de différents sous-types de cellules uNK, fournissant ainsi aux chercheurs un outil puissant pour explorer les subtilités et les mécanismes de la régulation immunitaire pendant la grossesse.

Introduction

La première naissance vivante documentée après fécondation-transfert d’embryons in vitro (FIV-ET) a été signalée en 1978. Au cours des 40 dernières années, il y a eu une forte demande pour l’assistance de la FIV-ET parmi les couples infertiles¹. En 2021, 238 126 patientes ont initié un total de 413 776 cycles de FIV aux États-Unis. Il s’agit d’une augmentation de 25 % par rapport aux 2 années précédentes et de 135 % par rapport à 2012². Cette augmentation est principalement attribuée à la prévalence croissante de l’infertilité et à la planification tardive de la grossesse. Les progrès des techniques de culture d’embryons et des protocoles de superovulation ont conduit à une augmentation du taux de naissances vivantes par cycle TE, atteignant 30 % à 50 % chez les femmes de moins de 40 ans et moins de 30 % chez les femmes de plus de 40 ans². Cependant, malgré ces progrès, plus de la moitié des embryons transférés ne s’implantent toujours pas. L’échec répété de l’implantation, généralement défini comme un échec après trois tentatives consécutives ou plus de transfert d’embryons de haute qualité, touche 15 % des femmes qui subissent une FIV-ET³. Les couples atteints de RIF sont extrêmement vulnérables et plus enclins à subir des procédures coûteuses et inutiles qui peuvent les exposer à des risques excessifs⁴. Par conséquent, il est essentiel de comprendre les causes du RIF et d’améliorer l’implantation embryonnaire pour améliorer le succès de la FIV-ET, en particulier pour les femmes atteintes de FIV. La préparation de l’endomètre est essentielle pour une implantation réussie de l’embryon. Ce processus est caractérisé par une accumulation importante de cellules tueuses naturelles utérines (uNK), qui passent de la constitution de 30 % des lymphocytes totaux de l’endomètre au cours de la phase médio-sécrétoire à 70 % à 80 % du décidua au début de la grossesse⁵. Notamment, les cellules uNK diffèrent des cellules NK périphériques, qui sont des lymphocytes cytotoxiques essentiels au système immunitaire inné pour provoquer la mort des cellules infectées par lyse ou apoptose. Bien que les fonctions exactes des cellules uNK ne soient pas encore entièrement comprises, plusieurs sources de preuves suggèrent qu’elles sont impliquées dans le remodelage de l’angiogenèse, l’invasion du trophoblaste et le développement fœtal⁶. L’association entre le pourcentage de cellules uNK par rapport aux cellules stromales et RIF a suscité beaucoup d’intérêt au cours des 20 dernières années. Une méta-analyse récente, qui comprenait 8 études portant sur 604 femmes, a démontré que la densité des cellules CD56+uNK pendant la phase lutéale moyenne est significativement augmentée chez les femmes atteintes de RIF par rapport aux témoins fertiles⁷. Cependant, il est important de noter que les caractéristiques des cellules uNK au cours de la phase lutéale moyenne diffèrent considérablement de celles des cellules NK déciduales (dNK). Bien que les cellules uNK puissent se différencier en divers sous-ensembles de cellules dNK après la grossesse, la mesure des cellules uNK seule ne représente pas avec précision les cellules dNK⁸. Les cellules uNK subissent une différenciation dynamique et jouent différents rôles dans le cycle menstruel et les processus de décidualisation, ce qui les rend plus complexes que ce qui peut être identifié par CD56 seul. Plusieurs marqueurs sont nécessaires pour obtenir une compréhension complète du comportement des cellules uNK pendant la préparation de l’endomètre. Notre étude récente a utilisé le séquençage de l’ARN unicellulaire pour identifier la diversité des cellules uNK tout au long des cycles menstruels. Les résultats, validés par cytométrie en flux, ont montré la présence de quatre sous-types distincts de cellules uNK, chacun présentant des changements dynamiques au cours du cycle menstruel⁹. L’analyse de l’enrichissement génétique et l’enrichissement fonctionnel de l’ontologie génétique indiquent que ces sous-ensembles uNK remplissent des fonctions différentes à différents stades de la menstruation. Néanmoins, la cytométrie en flux n’est pas universellement accessible dans les laboratoires cliniques, et le traitement immédiat du tissu endométrial frais pour la digestion enzymatique rend impossible la répétition des étapes expérimentales en cas d’erreur.

L’objectif de cette étude était donc d’étudier la mesure de ces quatre sous-populations de cellules NK à l’aide d’un test de coloration multiplexe, qui fournit une approche diagnostique plus pratique. Dans la coloration multiple, différents anticorps spécifiques contre chaque cible sont liés à différents marqueurs fluorophores qui émettent différentes longueurs d’onde de lumière lorsqu’ils sont excités par une longueur d’onde spécifique de lumière. Par rapport à la méthode traditionnelle de coloration IHC, cette méthode peut comparer quantitativement l’abondance relative et la distribution de plusieurs cibles dans un échantillon et fournir des informations sur l’interaction et la co-localisation de différentes cibles, ce qui nous permet d’identifier différents sous-types de cellules uNK. Cette approche permettra non seulement d’approfondir notre compréhension de la relation entre les cellules uNK et le RIF, mais aussi d’approfondir l’étude d’autres sous-populations de cellules immunitaires dans les maladies liées à l’endomètre.

Protocole

L’étude a été approuvée par le Comité d’éthique de la recherche clinique du Joint Chinese University of Hong Kong-New Territories East Cluster (CREC ref no. : 2022.581). Les femmes atteintes de RIF ont été recrutées au Centre de technologie de procréation assistée de l’hôpital Prince of Wales de l’Université chinoise de Hong Kong. Le RIF a été défini comme l’échec d’une grossesse clinique après le transfert d’au moins 4 embryons de bonne qualité en un minimum de 3 cycles frais ou congelés chez une femme de moins de 40 ans¹⁰. Le consentement éclairé des participantes a été obtenu avant de prélever les biopsies de l’endomètre.

1. Acquisition et traitement d’échantillons d’endomètre

1. Moment du prélèvement de l’échantillon d’endomètre
   1. Prélever des échantillons d’endomètre en suivant un protocole strict pour assurer la cohérence entre les participants à l’étude. Pour les patientes ayant des cycles naturels, effectuer une analyse d’urine à partir du 9^e jour du cycle menstruel et effectuer une biopsie de l’endomètre le 7^e jour après le pic de LH (LH+7)¹¹ . Pour les patientes subissant un traitement hormonal substitutif (THS), administrer 6 mg de valérate d’œstradiol par voie orale par jour à partir du jour 2 du cycle menstruel.
   2. Évaluer l’épaisseur de l’endomètre par échographie au 13e jour du cycle menstruel. Lorsque l’épaisseur de l’endomètre atteint ou dépasse 8 mm, administrer la progestérone par voie transvaginale et effectuer une biopsie de l’endomètre 5 jours après l’administration de la progestérone¹².
2. Prélèvement et fixation d’échantillons d’endomètre : introduire un échantillonneur à pipette dans la cavité utérine, en l’amenant vers la région fundique ; Appliquez une aspiration en tirant vers le bas sur le piston interne, en grattant simultanément la surface de l’endomètre par des mouvements rotatifs et verticaux dans la cavité utérine. Rincez les échantillons prélevés avec une solution saline normale pour éliminer les sécrétions cervicales et utérines. Mesurez les échantillons et évaluez leur taille. Pour les échantillons de 3 mm x 15-25 mm, les immerger immédiatement dans 10 ml de formol tamponné neutre à 10 % et les fixer à température ambiante pendant 24 à 48 h.
3. Déshydratation : Une fois la fixation terminée, soumettre les échantillons à une séquence de déshydratation conçue pour remplacer l’eau par de l’éthanol. Pour ce faire, plongez les mouchoirs dans des bains à 70%, 80%, 90% et 100% éthanol pour assurer une déshydratation complète. Après le dernier bain d’éthanol, nettoyez les échantillons dans du xylène pour éliminer tout alcool résiduel et les préparer à l’infiltration de paraffine.
4. Embedding : Après avoir placé le tissu à plat sur le fond du moule, faites fondre la paraffine et ajoutez-la soigneusement aux échantillons pour vous assurer que le tissu endométrial est complètement encapsulé dans la matrice de paraffine. Après avoir rempli les moules de cire de paraffine, refroidissez-les sur une table de congélation pour favoriser la solidification de la cire de paraffine. Une fois que les blocs de paraffine durcissent, conservez-les à température ambiante jusqu’à ce qu’un traitement supplémentaire soit nécessaire.
   REMARQUE : Les moules utilisés ont été spécifiquement choisis pour s’adapter à la taille des échantillons d’endomètre obtenus afin de permettre au tissu endométrial de reposer à plat sur le fond sans se plier, assurant ainsi une orientation optimale pour la section ultérieure et sans créer d’excès inutile.
5. Sectionnement : Pour préparer le sectionnement, réfrigérez les blocs de paraffine à 4 °C pendant 2 h. Coupez les échantillons en sections de 4 μm à l’aide d’un microtome, puis aplatissez les tranches à la surface de l’eau distillée chauffée à 42 °C et montez-les sur des lames de verre adhésives. Placez les tranches sur un séchoir à lames pendant la nuit et conservez-les à température ambiante avant utilisation.

2. Optimisation des conditions d’immunohistochimie multiplex

1. Validation IHC : Pour la validation des paramètres de coloration IHC, adoptez une approche systématique pour affiner les conditions de récupération de l’antigène, la concentration d’anticorps et les temps d’incubation.
   1. Dans les plages de dilution recommandées par le fabricant, testez 2 à 3 concentrations pour chaque anticorps. Optimisez la récupération de l’antigène en comparant les tampons à pH 6 et pH 9, et évaluez les protocoles d’incubation à la température ambiante pendant 1,5 h et pendant la nuit à 4 °C.
   2. Évaluez méticuleusement chaque condition, en vous concentrant sur l’intensité de la coloration, la spécificité et le bruit de fond. Sélectionnez la combinaison optimale pour obtenir la coloration la plus claire et la plus spécifique avec un minimum de liaison non spécifique. Cette validation rigoureuse a permis d’assurer une précision et une reproductibilité maximales dans le protocole IHC.
2. Coloration monoplexe par amplification du signal tyramide (TSA) : après avoir déterminé les paramètres de coloration optimaux pour des anticorps individuels, optimisez l’appariement des anticorps avec différents colorants TSA. Associez le marqueur avec une expression plus élevée à un colorant avec un niveau d’intensité de fluorescence plus faible, ou vice versa. Au cours de cette phase, ajustez la concentration d’anticorps et le temps d’incubation en fonction de l’intensité du signal de fluorescence observé. Si une coloration de fond importante ou non spécifique est observée, changez le colorant^{apparié 13}.
3. Coloration multiplex TSA : Pour le protocole d’immunohistochimie multiplex (m-IHC), l’ordre séquentiel de coloration a été soigneusement défini selon des principes établis. Pour s’assurer que le processus de multiplexage reflète la sensibilité et la spécificité de la coloration à marquage unique, la priorité a été donnée aux anticorps ayant des niveaux d’expression plus faibles au début de la séquence de coloration. Placez les anticorps qui nécessitent une réparation de base pour la récupération de l’antigène à la fin de la séquence de coloration, car la réparation de base est robuste par rapport aux méthodes à base d’acide, qui peuvent, dans certains cas, amplifier les artefacts de coloration non spécifiques.
4. À l’aide des résultats des étapes 2.1 et 2.2, décider des anticorps à utiliser et à quelle étape, en fonction de leurs exigences de récupération d’antigènes et de leurs densités d’expression. Par exemple, l’anticorps CXCR4, qui nécessite une réparation de base pour la récupération de l’antigène, a été placé dans les dernières étapes de la coloration. À l’inverse, l’anticorps CD49a, qui se caractérise par une densité d’expression plus faible, a reçu la première position dans la séquence de coloration. Maximisez les chances de réussite de la détection et minimisez les effets de masquage qui pourraient se produire dans les dernières étapes de la procédure de multiplexage.
5. Pour les anticorps restants, testez différentes combinaisons au cours de la phase d’optimisation afin de déterminer la séquence la plus efficace qui équilibre à la fois sensibilité et spécificité. Les résultats de ces analyses comparatives guideront la composition finale du panneau multiplex, comme détaillé dans le tableau 1, en veillant à ce que le panneau sélectionné offre des performances optimales tout en minimisant le bruit de fond.

3. Processus m-IHC

1. Déparaffinage, hydratation et fixation : Cuire les sections de tissu à 60 °C pendant 2 h, puis immersion séquentielle dans du xylène I (10 min), du xylène II (10 min), de l’éthanol à 100 % (5 min), de l’éthanol à 95 % (5 min), de l’éthanol à 80 % (5 min), de l’éthanol à 75 % (5 min), du jdH₂O (2 min pour 3x), du formol tamponné neutre à 10 % (au moins 20 min), et jjH₂O (2 min pour 3x).
2. Récupération de l’antigène : Ajouter 200 ml du tampon AR6 ou AR9 respectif, tel qu’indiqué dans le tableau 1 pour chaque anticorps, dans une cassette de récupération d’antigène résistante à la chaleur. Placez les sections dans le tampon de récupération d’antigène approprié et faites chauffer au micro-ondes à puissance élevée pendant environ 2 minutes jusqu’à ébullition. Ensuite, couvrez la cassette sans serrer, chauffez à faible puissance pendant 15 min et laissez refroidir à température ambiante. Rincez les sections avec du ddH₂O et du PBST.
3. Dessin de la barrière hydrophobe : Après avoir retiré l’excès de solution avec du papier absorbant, tracez un cercle complet autour du tissu à l’aide d’un stylo barrière hydrophobe.
4. Inactivation de l’activité enzymatique endogène : Traiter les sections avec du peroxyde d’hydrogène à 3 % et incuber pendant 8 min à température ambiante. Laver avec PBST 3x pendant 2 min chacun.
5. Blocage des sites non spécifiques : Après séchage avec du papier absorbant, appliquer une solution de blocage (1x Diluant d’Anticorps/Bloc) et incuber pendant 10 min à température ambiante.
6. Incubation avec l’anticorps primaire : Après le retrait de la solution bloquante, appliquer 150 μL du premier anticorps primaire, CD49a, sur chaque lame à une dilution de 1:1000 dans 1x Diluant d’anticorps. Incuber comme précédemment optimisé dans la section 2. Après l’incubation, laver les lames avec du PBST 3x pendant 2 min chacune. Pour les anticorps restants, voir le tableau 1 pour les taux de dilution spécifiques.
7. Incubation avec un anticorps secondaire : Avant d’appliquer l’anticorps secondaire, utilisez du papier absorbant pour éliminer l’excès d’humidité afin d’éviter la dilution du réactif. Ajouter 4 à 5 gouttes (environ 150 μL) de l’anticorps secondaire 1x Anti-Ms + Rb HRP sur chaque lame, suivie d’une incubation de 10 minutes à température ambiante. Effectuez trois lavages avec PBST pendant 2 minutes chacun après l’incubation.
   REMARQUE : Veuillez noter que l’anticorps secondaire 1x Anti-Ms + Rb HRP est spécifique des anticorps primaires de lapin et de souris.
8. Amplification du signal avec un colorant TSA : Après avoir éponger l’excès d’humidité, diluez le colorant TSA 1:100 dans le diluant d’amplification. Ajouter 150 μL de cette solution diluée de colorant TSA à chaque lame. Incuber 10 min à température ambiante. Laver avec PBST 3x pendant 2 min chacun.
9. Répétez les étapes 3.2 et 3.5-3.8 pour la procédure TSA en utilisant l’anticorps et le colorant correspondants.
10. Coloration des noyaux : Après avoir coloré le dernier anticorps, éliminer les fluorophores non liés en les faisant passer au micro-ondes des sections de 200 mL de tampon AR6 à l’intérieur d’une cassette résistante à la chaleur, en les faisant bouillir pendant 2 min, puis en les chauffant à faible puissance pendant 15 min. Refroidissez les échantillons à température ambiante et rincez-les avec du ddH₂O et du PBST. Ajouter 150 μL de solution de travail DAPI diluée dans du PBST (1:10) goutte à goutte, incuber pendant 10 min à température ambiante et rincer 2 fois avec du ddH₂O.
11. Montage : Une fois que les sections sont entièrement séchées à l’air libre dans un endroit sombre pendant environ 30 minutes, appliquez une seule goutte (environ 30 μL) de l’agent de montage fluorescent anti-trempe et placez les lamelles.
    REMARQUE : Protégez toutes les opérations de la lumière après la première application de colorant TSA. L’observation rapide et la capture d’images étaient essentielles à l’achèvement de la post-coloration pour éviter l’extinction de la fluorescence.

4. Acquisition et analyse d’images

1. Temps d’exposition : Capturez des images à l’aide d’un imageur qui hérite des longueurs d’onde d’excitation et d’émission correspondant aux fluorophores. Lors du réglage des temps d’exposition, vérifiez les diapositives avec un large éventail d’expressions de marqueur pour garantir la précision. Pour chaque combinaison marqueur/filtre, faites la mise au point manuellement sur différentes zones de la diapositive. Utilisez la fonction d’exposition automatique pour régler le temps d’exposition.
2. Sélectionnez les filtres en fonction des colorants TSA et examinez plusieurs diapositives pour déterminer les temps d’exposition optimaux par canal. Appliquez ces paramètres de manière cohérente à toutes les acquisitions ultérieures afin de maintenir la comparabilité tout au long de l’imagerie.
3. Sélection des zones de capture : Pour assurer un échantillonnage non biaisé sur toutes les coupes de tissus et une inclusion cohérente de l’épithélium luminal dans chaque champ analysé, sélectionnez au hasard la zone initiale pour l’acquisition de l’image, le critère critique étant la présence du bord de l’épithélium luminal.
4. Après la capture de cette trame initiale, sélectionnez systématiquement les zones suivantes en déplaçant une trame vers la gauche ou la droite du point de départ (en omettant une trame entre chaque image capturée) tout en conservant la bordure épithéliale luminale à l’intérieur du cadre. Répétez ce processus pour capturer au moins cinq zones différentes, chacune contenant au moins une partie de l’épithélium luminal, afin de maintenir une profondeur d’analyse constante sur¹⁴. Cette approche visait à inclure un minimum d’environ 10 000 cellules stromales dans tous les champs capturés afin d’assurer une collecte de données complète et représentative.
5. Analyse d’images
   1. Préparation de l’image : pour importer et analyser des images multispectrales, accédez d’abord à Fichier > Ouvrir l’image dans l’interface du logiciel pour charger les fichiers et la diapositive Autofluorescence (AF). Après avoir téléchargé les images, procédez au démélange des fluorophores en cliquant sur le bouton Sélectionner les fluors et en sélectionnant la bibliothèque spectrale appropriée. Une fois tous les fluorophores sélectionnés, cliquez sur OK pour confirmer la sélection. Pour isoler le spectre AF, utilisez l’outil Pipette AF pour échantillonner une zone représentative du tissu à partir de l’image AF, en prenant soin d’exclure tout pixel non tissulaire. Après l’échantillonnage, cliquez sur Préparer l’image ou Tout préparer dans le coin inférieur gauche de l’interface¹⁵.
   2. Segmentation tissulaire : lancez le processus de segmentation en délimitant manuellement une ligne de base de 3 à 5 régions par type de tissu dans l’image, y compris les zones épithéliales contenant des cellules épithéliales, les zones stromales contenant des cellules stromales et les zones vides sans contenu cellulaire. Si les résultats initiaux de la segmentation ne sont pas satisfaisants, annotez manuellement des régions supplémentaires pour améliorer l’ensemble de données d’entraînement, augmentant ainsi la précision et la fiabilité des analyses ultérieures. Cet ajustement dynamique des régions et des paramètres garantit que le logiciel peut identifier automatiquement des structures similaires dans les images actuelles et les autres images importées avec une précision accrue.
      REMARQUE : L’annotation initiale sert d’ensemble de données d’entraînement pour le logiciel afin d’apprendre les caractéristiques de chaque composant tissulaire. Les capacités de segmentation du logiciel sont ensuite affinées de manière itérative en fonction de la complexité et de la variabilité du tissu.
   3. Segmentation des cellules : cliquez sur Segmenter les cellules pour commencer la segmentation des cellules. Dans le paramètre Segmentation cellulaire, sélectionnez Noyaux et membrane. Choisissez DAPI pour identifier les noyaux cellulaires et ajustez le réglage d’intensité pour détecter tous les noyaux cellulaires sans bruit de fond. Sélectionnez les signaux CD16, CD49a et CD56 pour trouver la membrane et utilisez ce signal pour aider à la séparation nucléaire. Utilisez la fonction de séparation des composants nucléaires pour distinguer les noyaux situés à proximité.
      REMARQUE : DAPI met en évidence l’intérieur des cellules. La fonction de division des composants nucléaires permet de distinguer les noyaux cellulaires lorsqu’ils sont proches les uns des autres ou semblent fusionnés. Cette étape est importante pour obtenir des numérations cellulaires fiables et maintenir l’intégrité de l’analyse.
   4. Phénotypage cellulaire : Adoptez quatre marqueurs de surface cellulaire différents, notamment CD56, CD49a, CXCR4 et CD16, pour différencier différents sous-types de cellules NK. Dans le schéma de phénotypage, étiquetez ces quatre marqueurs comme les phénotypes à procéder. Dans la section Vue associée, attribuez des couleurs spécifiques à chacun des phénotypes pour l’identification. À l’aide du bouton Ajouter, classez les cellules comme exprimant positivement ou négativement les marqueurs ; par exemple, dans le phénotype CD56, les cellules peuvent être étiquetées comme CD56+ ou CD56-. Étiquetez manuellement au moins cinq cellules pour chaque phénotype pendant le processus d’entraînement. Effectuez un étiquetage manuel supplémentaire si la formation initiale ne donne pas de résultats efficaces.
   5. Une fois la configuration du phénotypage cellulaire définie, chaque cellule de l’image indiquera si les quatre marqueurs de surface sont exprimés positivement ou négativement. Exportez les données résultantes vers une feuille de calcul pour une analyse plus approfondie.
   6. Traitement des données : importez les données obtenues à partir de toutes les images dans une feuille de calcul pour traitement. Calculez les pourcentages de tous les sous-types de cellules uNK par rapport au nombre total de cellules de l’image. Le nombre final de cellules représente le nombre moyen sur plusieurs images, fournissant un aperçu complet de la population des différents sous-types de cellules uNK au sein de l’échantillon.

Résultats

Afin de maintenir une cohérence dans le moment du prélèvement d’échantillons d’endomètre pour les femmes subissant le cycle naturel, un test d’urine a été effectué pour détecter avec précision leur poussée d’hormone lutéinisante (LH), avec des biopsies de l’endomètre effectuées 7 jours après la poussée de LH. Pour les femmes subissant des cycles de THS, les échantillons ont été programmés précisément 5 jours après le début de la supplémentation en proge...

Discussion

L’implantation embryonnaire implique une interaction complexe entre l’embryon et l’endomètre. Le statut immunologique de l’homéostasie de l’endomètre joue un rôle central dans la détermination de la réceptivité de l’endomètre. Au cours de l’OIO, la population leucocytaire prédominante dans l’endomètre est constituée de cellules NK. Environ 90 % des cellules uNK présentent une expression élevée de CD56, mais ne contiennent pas de CD16. Cependant, un sous-ense...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
CD49a	Novus Biologicals	NBP2-76478	Primary antibodies
CD56	Leica	NCL-L-CD56-504	Primary antibodies
CD16	abcam	ab183354	Primary antibodies
CXCR4	R&D	MAB172	Primary antibodies
Amplification diluent	Akoya Biosciences	FP1498 series	Fluorophore dilution buffer
Antibody diluents	Akoya Biosciences	ARD1001EA	Dilute the antibody
Citrate buffered solution, pH 6.0 /9.0(10x)	Akoya Biosciences	A6001/A9001	Antigen retrieval solution
inForm advanced image analysis software	Akoya Biosciences	inForm Tissue Finder Software 2.2.6	Data analysis software
Mantra Workstations	Akoya Biosciences	CLS140089	Spectral imaging
microwave	Akoya Biosciences	inverter	Microwave stripping
TSA 520	Akoya Biosciences	FP1487001K	Suitable tyramide-based fluorescent reagents
TSA 620	Akoya Biosciences	FP1495001K	Suitable tyramide-based fluorescent reagents
TSA 650	Akoya Biosciences	FP1496001K	Suitable tyramide-based fluorescent reagents
TSA 570	Akoya Biosciences	FP1488001K	Suitable tyramide-based fluorescent reagents
Poly-L-lysine coated slides	Fisher Technologies	120-550-15	Slides for routine histological use
PolyHRP Broad Spectrum	Perkin Elmer	ARH1001EA	Secondary antibodies
Invitrogen™ Fluoromount-G™ Mounting Medium	ThemoFisher Science	495802	Installation
Spectral DAPI	Akoya Biosciences	FP1490A	Nucleic acid staining