Pour commencer, versez 100 millilitres d’eau distillée dans un bécher contenant 4 grammes de sucre et 0,8 gramme d’agar-agar. Faites chauffer le mélange à 100 degrés Celsius tout en remuant continuellement. Retirez le mélange du feu pour le refroidir.
Baissez le feu pour maintenir une température de 80 degrés Celsius. Ensuite, ajoutez 7,4 grammes de farine, suivis de 2,8 grammes de levure au mélange tout en remuant. Ensuite, ajoutez la solution d’acide propionique Moldex dans le mélange, puis refroidissez la température à 50 degrés Celsius.
Ajouter la solution d’extrait de plante de psidium guajava suivie de 0,5 gramme de poudre de bleu de bromophénol. Versez le mélange d’aliments préparés dans des boîtes de Pétri jusqu’à ce que chaque boîte soit pleine. Une fois la vaisselle refroidie à température ambiante, fermez-la avec son couvercle et conservez-la au réfrigérateur à 4 degrés Celsius.
Pour préparer les flacons pour les tests, préparez d’abord les réservoirs de dioxyde de carbone, la sarbacane de dioxyde de carbone avec des aiguilles, le tampon à mouches, le pinceau et le microscope pour manipuler les mouches. Choisissez des flacons contenant au moins 10 pupes de drosophile pour normaliser l’âge des mouches. Pour retirer les mouches adultes, retournez les flacons et insérez une aiguille entre le bouchon en coton et la paroi latérale du flacon.
Anesthésier les mouches adultes à l’aide de la sarbacane au dioxyde de carbone jusqu’à ce qu’elles soient inconscientes sur le bouchon de coton. Ouvrez le flacon au-dessus d’une bouteille en verre contenant 70% d’éthanol et déposez-y les mouches. Fermez le flacon avec le bouchon en coton.
Ensuite, incubez-le à 25 degrés Celsius avec 60% d’humidité et un cycle de lumière de 12 heures de lumière et 12 heures d’obscurité. Ensuite, triez les mouches en femelles et mâles vierges à l’aide d’un microscope dans les huit heures suivant l’incubation pour éviter l’accouplement. Les organes génitaux féminins peuvent être identifiés par leur couleur pâle tandis que les organes génitaux masculins ont une teinte rougeâtre.
Les mâles peuvent également être reconnus par les peignes sexuels sur leurs pattes avant. Divisez les mouches triées en deux tubes frais, un pour chaque sexe, et incubez-les pendant 6 à 8 jours à 25 degrés Celsius. Commencez par empiler les boîtes de Pétri étiquetées les unes sur les autres.
Retournez les boîtes de Pétri avec les aliments teints sur du papier buvard pour absorber l’excès de liquide. Ensuite, à l’aide d’une spatule, divisez les aliments de chaque plat en 12 segments égaux. Transférez une tranche de nourriture dans une boîte de Pétri vide.
Ensuite, anesthésiez les mouches avec du dioxyde de carbone jusqu’à ce qu’elles s’endorment sur le bouchon de coton. Transférez délicatement six mouches saines dans chaque boîte de Pétri. Placez les plats scellés dans un incubateur.
Pour éviter que les mouches ne s’échappent pendant l’expérience, fixez les couvercles supérieur et inférieur de chaque boîte de Pétri avec du ruban adhésif. Après une période d’élevage de 24 heures, anesthésiez à nouveau les mouches avec du dioxyde de carbone. Ensuite, transférez les mouches dans un récipient rempli d’éthanol à 70 % pour les éliminer.
Jetez également tous les restes de nourriture de la vaisselle. Pour faciliter la quantification des boîtes de Pétri, lancez le logiciel Epson Scan 2, attribuez un nom de fichier et effectuez une analyse de prévisualisation. Scannez individuellement les couvercles supérieur et inférieur de chaque boîte de Pétri.
Recadrez soigneusement la numérisation en images à l’aide d’un éditeur d’images open source pour éliminer les artefacts et les résidus alimentaires, puis enregistrez l’image recadrée sous forme de fichier TIFF. Ensuite, lancez le logiciel T.U.R.D. Cliquez sur Fichier pour créer un nouveau document d’expérience, attribuez-lui un nom et enregistrez-le dans le sous-dossier Analyse.
Cliquez sur l’option Plaques, puis sélectionnez Ajouter une plaque pour choisir la boîte de Pétri à analyser. Une nouvelle fenêtre apparaîtra, affichant les noms des plaques sélectionnées ainsi que les nouveaux paramètres. Définissez la taille de bloc sur 21, le décalage sur 5, la taille minimale sur 20 et la taille maximale sur 600.
Pour confirmer l’exactitude de la détection des dépôts fécaux, accédez à Plaques, puis cliquez sur Inspecter les plaques sélectionnées, puis sur Graphiques et Afficher les images annotées. Zoomez sur les images pour consulter le nombre de dépôts. Si nécessaire, désélectionnez les dépôts qui ne doivent pas être inclus dans l’analyse.
Suite à l’analyse avec le logiciel T.U.R.D., ajustez le nombre de mouches en cliquant sur le nombre de mouches. Modifiez le nom du groupe en cliquant sur Plaques, puis sur Modifier les groupes, puis appuyez sur Ajouter. Sélectionnez le nom de groupe approprié dans la colonne Groupe.
Ensuite, cliquez sur Analyser, puis sur Statistiques descriptives et sélectionnez Grouper pour exporter les données de chaque réplique séparément. Enregistrez tous les fichiers de feuille de calcul obtenus dans le même dossier désigné. Pour compiler toutes les données dans une seule feuille de calcul, ouvrez l’application Excel Merge v4.
Lorsque vous êtes invité à sélectionner le chemin d’accès au dossier contenant les fichiers CSV, saisissez l’adresse du dossier et appuyez deux fois sur Entrée pour créer une nouvelle feuille de calcul dans le même dossier. Ajoutez une nouvelle feuille dans la feuille de calcul avec les données fusionnées pour calculer la moyenne de chaque paramètre sur toutes les réplications. Utilisez la fonction RECHERCHEV pour obtenir la moyenne de chaque paramètre de toutes les répétitions.
Lancez le logiciel GraphPad Prism et saisissez les noms des jeux de données. Transférez les données de la feuille de calcul Excel vers le graphique de données Prism. Cliquez sur Analyser pour choisir les jeux de données à analyser et appuyez sur OK. Choisissez les paramètres de test appropriés, analysez la valeur P.
Le nombre de dépôts fécaux, la surface totale des dépôts et l’IOD étaient significativement plus élevés dans le groupe alimentaire normal par rapport à l’extrait de P. guajava chez les mâles et les femelles vierges. Le suivi de la consommation d’aliments solides a montré qu’il n’y avait pas de différences significatives dans la consommation d’aliments entre les groupes de médicaments fournis et ceux qui n’en consommaient pas. Cependant, les mouches mâles qui ont consommé du lopéramide semblaient absorber moins de nourriture que la normale.
