We thank Eli Jensen, Stefano Padilla, and Kasey Yturralde for assistance, and Karen London and anonymous reviewers of the manuscript. We thank Jake Baker and Karla Torres for video footage. Funding was provided to R.W.H by the NAU School of Forestry and NAU Technology and Research Initiative Fund (TRIF).

1. phloème Sélection et suppression de l&#39;arbre <ol><li> Sélectionnez un arbre avec des caractéristiques particulières. Recueillir phloème de pins (c.-à-arbres du genre Pinus) car ils ont une couche distinctif phloème qui est de plusieurs millimètres d&#39;épaisseur. 18,27 Une fois un arbre se trouve qui a peu de branches basses, l&#39;inspecter pour d&#39;autres défauts tels que des attaques d&#39;insectes et / ou des agents pathogènes. Vous pouvez également utiliser le phloème d&#39;autres conifères comme les épinettes dans les sandwichs du phloème. 9 autres espèces d&#39;arbres peuvent être appropriés pour l&#39;élimination phloème comme les feuillus. NOTE: Les conifères avec de grandes couronnes ont généralement le tissu du phloème épais. Pour maximiser la quantité de phloème, il est préférable de couper les arbres qui ont peu de défauts et de branches sur le tronc (tronc). espèces de pins qui sont de travail auto-élagage meilleur. Phloème est généralement plus épais au cours de la saison de croissance est plus épais et plus haut sur le tronc que près du sol. Phloème est parfois difficile de REMOVe des arbres pendant les saisons d&#39;automne et d&#39;hiver. </li><li> Couper un arbre vers le bas ou utiliser les journaux récemment coupés pour obtenir le phloème. Choisissez une direction de la chute qui permettra de minimiser les dommages à l&#39;arbre ainsi que les arbres à proximité. Branches couper le tronc pour permettre un accès plus facile aux matériaux de l&#39;écorce lors de l&#39;enlèvement du phloème. </li><li> Une fois qu&#39;un arbre est coupé (abattu; chuté sur le sol) commencer gratter l&#39;écorce du tronc avec une lame de tirage forte (figure 1A).. Gratter une zone de l&#39;écorce jusqu&#39;à ce que le phloème est atteint. REMARQUE: Le phloème est généralement de couleur plus claire (par exemple, la couleur de la crème) et humide, tandis que l&#39;écorce externe est plus sèche et de couleur plus foncée (Fig 1B.). Faites attention de ne pas égratigner le phloème. Le domaine de l&#39;écorce raclée dépend de la taille de la pièce phloème (s) requis. </li><li> Après l&#39;écorce est enlevée, couper un contour de la pièce phloème avec un couteau pointu. Assurez-vous que le couteau coupe tout le chemin à la xylème (Fig. 2A). </li><li> Pour supprimer le phloème, commencer dans un coin de la pièce phloème avec les doigts pour décoller délicatement l&#39;phloème. Utilisez un couteau pour aider à racler le phloème de xylème. Continuer à tirer le phloème jusqu&#39;à ce que la totalité de la pièce est retirée. REMARQUE: phloème pèle généralement hors de l&#39;arbre le plus facile en été. Pour phloème qui est extrêmement difficile à enlever, un outil en forme de spatule peut aider à l&#39;effort. </li><li> Placez le morceau phloème immédiatement dans un sac stérile. Pour de meilleurs résultats, sceller le sac vide (Fig. 2B) ou, si vous utilisez des sacs Ziploc, enlever tout l&#39;air du sac. Cela augmente la longévité du phloème. En option, placez plusieurs morceaux de phloème dans un sac. phloème de magasin dans des sacs hermétiques légèrement au-dessus de congélation (entre 1 et 10 ° C) pour conserver sa fraîcheur. </li></ol> 2. Création du phloème Sandwich <ol><li> Coupez deux morceaux égaux en acrylique transparent, le polycarbonate, ou un matériau dur et clair similaire (par exemple, le verre) légèrement grandr que le morceau de phloème (Fig. 2C). Sur les bords de l&#39;acrylique pour empêcher les coins de déchirement du joint Parafilm. Ce protocole utilise un 1/8. Acrylique épais et clair. REMARQUE: La taille des morceaux coupés est fonction des besoins de l&#39;organisme sujet et la durée de l&#39;étude. Par exemple, une paire de scolytes utilise 4 dm 2 de phloème sur une période d&#39;un mois, mais seulement besoin de 1 dm 2 si l&#39;étude a lieu dans quelques jours. </li><li> Percez un trou dans l&#39;une des pièces d&#39;acrylique pour permettre l&#39;entrée de l&#39;organisme (s) de l&#39;étude. La taille et le nombre de trous dépend des objectifs (Fig. 2D). </li><li> Avant de placer le phloème entre les pièces acryliques, stériliser la surface acrylique (avec&gt; 70% d&#39;éthanol) ou, si vous utilisez nouvelle acrylique, retirez le film de protection. </li><li> Placez le morceau frais de phloème entre les pièces d&#39;acrylique stériles. Orienter la pièce d&#39;acrylique avec le trou (s) sur la face intérieure ou extérieure du phloème, whichever est nécessaire. Typiquement, face à la face extérieure de la phloème (côté que l&#39;écorce a sur elle) vers les trous d&#39;entrée. </li></ol> 3. Sceller le phloème Sandwich <ol><li> Pour créer un joint d&#39;étanchéité temporaire autour du sandwich phloème, en utilisant deux. Larges bandes de Parafilm tiré sur les bords de la liber en sandwich (Fig. 2C). En variante, en utilisant une pellicule de chlorure de vinylidène pour sceller les bords. 6 Ensuite, placer un dispositif de serrage de chaque côté du sandwich à presser la acrylique pour le phloème. Assurez-vous que toute la surface est serrée vers le bas pour éviter l&#39;espace aérien entre l&#39;acrylique et le phloème (figure 2C). Si pas serré correctement, les échantillons peuvent se déplacer entre l&#39;acrylique et le phloème. </li><li> Pour créer un joint d&#39;étanchéité semi-permanent ajouter un époxy ou de pétrole non-collant gelée autour du phloème. Assurez-vous que le matériau entoure complètement le phloème. Ensuite, utilisez des pinces ou vis à vis (peut-être besoin de percer des trous à l&#39;avance) pour maintenir le acrylique serré pour le phloème.Les sandwiches ne restent viables pendant un ou deux mois. </li><li> En fonction des besoins en oxygène des organismes d&#39;étude, ajouter un filtre à air sur un ou plusieurs côtés du sandwich. Cela permettra à l&#39;air de pénétrer dans le sandwich phloème mais de limiter la perte de la phloème de l&#39;eau. Nous utilisons des filtres à charbon simples qui réduisent également le risque de contamination fongique et bactérienne. </li><li> Pour les échantillons de l&#39;étude qui nécessitent entrée et sortie à volonté, remplacer l&#39;un des morceaux de bois ou acrylique avec un matériau similaire qu&#39;un insecte peut ennuyer en. Ceci est particulièrement important pour l&#39;observation des insectes xylophages, car après leur état larvaire est terminée dans le phloème, ils ont ensuite porté dans le xylème. </li><li> Pour éviter des sujets d&#39;essai de sortir des trous d&#39;entrée, placer des petites boîtes de Pétri (ou d&#39;autres objets, ruban) sur les trous, évasion blocage. Depuis organismes qui résident dans ces espaces sont habituer à des niveaux faible luminosité, il peut être nécessaire de placer les sandwichs dans une chambre ou boîte noire, ou le lieu omatériau paque sur le dessus pour bloquer la lumière. </li></ol> 4. Constatant organismes dans le phloème Sandwich <ol><li> Présentez spécimens d&#39;étude en entrée trou du sandwich phloème (Fig. 2D). Observer des spécimens en utilisant un microscope de dissection sous une lumière rouge ou lumière blanche fixée à un niveau faible (Fig. 2E). </li><li> Pour enregistrer les activités ou la croissance de spécimens dans le sandwich phloème fixer un appareil photo ou une caméra vidéo pour le microscope. Fixez caméras vidéo spéciales au microscope oculaire (Fig. 2E et F). Pour les très petits organismes tels que les acariens, les nématodes et pseudoscorpions, utiliser une caméra vidéo haute définition fixée au microscope. </li><li> Pour enregistrer des sons, des microphones insérer dans le trou du sandwich phloème d&#39;entrée ou par le côté du sandwich phloème. Parce que le trou d&#39;entrée est petit, utiliser un petit microphone comme un microphone à condensateur électret. </li><li> Pour enregistrer sur la face ou de la surface dele sandwich phloème utilise un élément piézo-électrique (Fig. 3B). Pour lire le son, utiliser le même élément piézo ou joindre un transducteur tactile (excitateur) à la surface de la partie supérieure ou inférieure de l&#39;acrylique. </li></ol>

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No conflicts of interest declared

Le sandwich phloème permet l&#39;introduction et l&#39;observation des arthropodes, des microbes et autres petits organismes qui vivent dans les tissus du phloème 1,7,8,9,17,18 Cette technique a donné lieu à de nouvelles découvertes et une meilleure compréhension des comportements., Vie traits d&#39;histoire, le développement, et les interactions des organismes au sein d&#39;arbre phloème. 1,5,10 Le protocole sandwich décrite ici est un hybride de conceptions passées, et fournira un sandwich à économique qui est facilement construit avec des équipements et des matériaux minime. Les morceaux de verre, acrylique, polycarbonate ou peuvent être réutilisés, et les seules matières consommables sont les Parafilm et le phloème. Bien que toutes les étapes du protocole sont importantes, certaines étapes doivent être suivies strictement afin d&#39;assurer le plus haut degré de succès. Tout d&#39;abord, un arbre qui doit être située comporte une partie libre du fût, ou relativement libre, des branches. Les arbres qui ont de nombreuses branches sont difficiles à raser et la volonté yDOMAINE quelques morceaux phloème viables, comme chaque branche doit être coupé autour lors du retrait du phloème. Ensuite, il est important de minimiser l&#39;exposition à l&#39;air du phloème. Nous mettons rapidement chaque pièce phloème dans un sac lors de l&#39;enlèvement. Après trois à six pièces sont enlevées, elles sont transférées dans un sac scellé sous vide; nous utilisons un variateur de puissance pour exécuter le scellant avec une batterie de véhicule sur le terrain. Dernière, la désinfection des pièces en acrylique et propreté générale lors de l&#39;exécution de ce protocole permettra de réduire la croissance fongique dans le sandwich. Ceci est particulièrement important pour les observations prolongées. Comme mentionné ci-dessus, il existe des limitations de l&#39;appareil sandwich phloème. Etant donné que la couche mince est phloème, seuls de petits organismes qui restent généralement dans le phloème peuvent être introduits dans le sandwich. Grandes insectes tels que les insectes xylophages (c.-à-buprestid, espèces Cerambycid) peuvent être introduits et observés pendant les premiers stades de leur cycle de vie. Ce délai est généralement limité à deux pourde trois semaines; après ce point les larves nécessitent bois xylème pour percer pour la nymphose. En revanche, pour les scolytes, en particulier ceux dans le genre Ips, un cycle de vie complet peut être observée, y compris l&#39;accouplement, l&#39;éclosion des œufs, l&#39;alimentation, la nymphose et l&#39;éclosion dans un coléoptère adulte. À ce stade, la viabilité du sandwich est généralement épuisé en raison de la dessiccation et de la croissance fongique. 28 En outre, cet appareil ne permet pas les insectes de coloniser ou quitter le sandwich phloème librement et naturellement. 27 Notre protocole est flexible en termes de taille, la forme et le type de phloème utilisé. Les études à court nécessitent moins de matériel phloème et la taille sandwich peuvent être réduites en conséquence. De nombreuses espèces de conifères ont été utilisés comme donneurs phloème dans un sandwich phloème (par exemple, le pin ponderosa 12, Douglas-sapin 2, l&#39;épinette 29, 27 pin à encens, pin des marais 27). Matériaux dans le sandwich peut également être modifiée; pour exspacieuses, plaques de verre peuvent être utilisés à la place de l&#39;acrylique et époxy ou du ruban à la place de parafilm. La partie la plus difficile de ce protocole est le processus de suppression phloème. Les arbres à côté de l&#39;autre peuvent différer dans la difficulté de leur phloème est à supprimer. Quand un arbre a phloème difficile, la patience est critique. Dans ces cas, exécutez soigneusement un couteau entre le xylème et le phloème dur spongieux. Ce processus se sent littéralement comme le dépouillement de l&#39;arbre. Après avoir maîtrisé la technique sandwich de base, des modifications au protocole peuvent aider à besoins spécifiques ajustement. Par exemple, en affinant les techniques nécessaires pour enlever le phloème, les gros morceaux peuvent être enlevés et utilisés pour créer de plus grands sandwichs. En outre, des modifications peuvent être faites pour accueillir des instruments spécifiques, par exemple, des trous supplémentaires pour surveiller les émissions de produits chimiques (Fig. 3A), ou enregistrement ou de lecture des sons (Fig. 3B). Des modifications peuvent être apportées afin de permettre à la préservation semi-permanent de la phloème et son orgueismes, ou pour les observations provisoires des organismes qui peuvent ensuite être remis en liberté.

Les tissus du phloème et l&#39;écorce de conifères sont l&#39;hôte de milliers d&#39;organismes. Phloeophagy, l&#39;alimentation sur les tissus du phloème de l&#39;écorce interne, est une habitude généralement associée à des scolytes, insectes xylophages, et plusieurs autres taxons d&#39;invertébrés et microbienne qui vivent dans les arbres 23 scolytes. (Coleoptera: Curculionidae) développer et vivre dans le phloème, sauf pour de courtes périodes lorsque les adultes cherchent de nouveaux arbres. 31 scolytes ont été largement étudiés en raison de leurs impacts économiques sur les arbres 18,19, mais les observations directes du comportement des insectes dans les matériaux d&#39;arbres ont été limitées. 4 En outre, les galeries construites par les scolytes devenir un habitat pour une multitude d&#39;espèces. 11 Un grand nombre de champignons, de bactéries 30 3, les acariens et les nématodes 10,21, 16,19 avec d&#39;autres arthropodes prédateurs et parasites 22,24 habitent la matière phloème. Les techniques proposées icipermettre une observation directe de scolytes, les acariens et les insectes xylophages qui vivent habituellement dans des environnements sous-corticales. De légères modifications au protocole peuvent être faites pour étudier les champignons et les bactéries. Les scolytes et les organismes associés au sein de tissus d&#39;arbres ont été étudiés à l&#39;aide d&#39;un &quot;phloème sandwich.&quot; L&#39;utilisation précoce de cette technique peut être trouvé dans la littérature remonte à 1933, quand il a été utilisé pour observer les stades larvaires de dendroctone du Douglas (Dendroctonus pseudotsugae). 2 Le sandwich phloème a traversé de nombreuses dérivations que différents matériaux sont devenus disponibles. A l&#39;origine, ce dispositif se composait d&#39;un morceau de phloème placé entre deux plaques de verre, maintenues en contact par des bandes élastiques. 2 Plus tard, pinces, ruban adhésif, de la colle, de plastique et d&#39;autres matériaux ont été utilisés dans la construction du sandwich. 13,14 , 15,17,26,28 Le protocole décrit ici offre des améliorations sur certains des dessins passés. Par exemple, dansle passé, les espèces d&#39;essai ont été entrées dans le côté du sandwich, entre les plaques de verre ou de plastique. Cette limite la construction de galeries à une direction. L&#39;utilisation de trous d&#39;entrée dans la plaque supérieure permet une plus grande liberté pour l&#39;espèce utilisée pour initier la construction de la galerie naturelle. Un autre avantage du protocole présenté sa conception est simplifiée, ce qui peut être facilement réalisé avec peu d&#39;outils. L&#39;utilisation du sandwich phloème a permis des observations directes du comportement alimentaire, la reproduction, le développement, et les interactions des organismes qui seraient autrement pas été possible. 1,5, 22 Cette méthode est également un excellent outil pour K-12 l&#39;éducation et de la science des programmes et des écrans. Il ya plusieurs subtilités de la création d&#39;un sandwich phloème qui sont difficiles à interpréter à partir ou non déclarés dans les manuscrits. Nous pensons qu&#39;une (c.-à-vidéo) description visuelle de la production d&#39;un sandwich phloème est nécessaire et seraitde valeur pour les scientifiques et les éducateurs intéressés à étudier les organismes de phloème. Notre protocole fournit un moyen simple et peu coûteux à observer les arthropodes, des microbes et autres organismes qui vivent dans les tissus du phloème.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Draw blade</td>
			<td>Big Horn Brand&#160;</td>
			<td>20265</td>
			<td>11&#8221; blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fillet Knife</td>
			<td>American Angler</td>
			<td>30530</td>
			<td>9&#8221; blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polycarbonate</td>
			<td>Nexan</td>
			<td>GE-33</td>
			<td>0.093 in. thickness</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm M</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S37441</td>
			<td>2&#8221; wide</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamps</td>
			<td>Pony Jaw Opening</td>
			<td>3201-HT-K</td>
			<td>4&#8221; x 1&#8221;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum Sealer&#160;</td>
			<td>FoodSaver</td>
			<td>V2840,&#160;</td>
			<td>VacLoc vacuum&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>and bags</td>
			<td></td>
			<td>FSFSBF0742-015</td>
			<td>bags in rolls</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

technique for studying arthropod and microbial communities within tree tissues

Phloem tissues of pine are habitats for many thousands of organisms. Arthropods and microbes use phloem and cambium tissues to seek mates, lay eggs, rear young, feed, or hide from natural enemies or harsh environmental conditions outside of the tree. Organisms that persist within the phloem habitat are difficult to observe given their location under bark. We provide a technique to preserve intact phloem and prepare it for experimentation with invertebrates and microorganisms. The apparatus is called a &#8216;phloem sandwich&#8217; and allows for the introduction and observation of arthropods, microbes, and other organisms. This technique has resulted in a better understanding of the feeding behaviors, life-history traits, reproduction, development, and interactions of organisms within tree phloem. The strengths of this technique include the use of inexpensive materials, variability in sandwich size, flexibility to re-open the sandwich or introduce multiple organisms through drilled holes, and the preservation and maintenance of phloem integrity. The phloem sandwich is an excellent educational tool for scientific discovery in both K-12 science courses and university research laboratories.

Le protocole décrit ci-dessus permettra à un chercheur d&#39;observer des organismes qui vivent dans l&#39;environnement cryptique sous l&#39;écorce d&#39;un arbre. Pour illustrer l&#39;utilisation de cette technique, nous décrivons une étude représentative de notre laboratoire qui utilise cette technique. 12 Dans cette expérience, des sandwichs phloème ont été utilisés pour observer les effets des traitements acoustiques sur la reproduction, la distance de tunnel, et la survie des scolytes (Fig . 2E et 2F). L&#39;observation directe des coléoptères, rendue possible par l&#39;utilisation d&#39;un sandwich phloème, a révélé plusieurs conclusions intéressantes. Tout d&#39;abord, nous avons enregistré des distances quotidiennes de tunnels en marquant l&#39;emplacement des coléoptères sur l&#39;acrylique avec un marqueur toutes les 24 heures. Ce processus a révélé des différences significatives entre les traitements sonores qui auraient été dissimulées sans le sandwich phloème. Ensuite, nous avons observé une réduction de la production d&#39;œufs avec notamment les traitements sonores. Le caractère mobile du sandwich phloème permis pour eobservations gg à être accomplies sous un microscope à dissection sans déranger les coléoptères. Au cours de ces observations, nous avons capturé comportement dendroctone du ponte avec une caméra haute définition fixée au microscope. Autres observations notables inclus le meurtre de copains et l&#39;initiation de vol associés à des traitements acoustiques. Le dosage en sandwich phloème était crucial pour notre étude de scolytes réponses aux traitements acoustiques. Ces découvertes, ce qui serait impossible à observer sous l&#39;écorce d&#39;un arbre, sont de précieuses contributions à l&#39;élaboration d&#39;options de gestion pour la lutte contre les épidémies de scolytes. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/50793/50793fig1highres.jpg" /> Figure 1. A) Outils nécessaires pour enlever l&#39;écorce de l&#39;arbre. Articles 1 et 2 sont des lames de traction utilisés pour racler écorce de l&#39;arbre. Articles 3 (hache) et 4 (pull scie) sont utiles pour enlever les brancheszone de rasage près. B) Utilisation de la lame de tirage au sort pour enlever l&#39;écorce de l&#39;arbre. Notez la couleur de la lumière du phloème sous l&#39;écorce rougeâtre. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/50793/50793fig2highres.jpg" /> Figure 2. A) Retrait de phloème après écorce est grattée de l&#39;arbre. B) phloème douce stockée dans le vide sac scellé. C) Phloème sandwich avec des pinces tenant les pièces acryliques ensemble et parafilm autour des bords pour éviter la contamination et à la dessiccation du phloème. D ) scolytes près trou percé dans acrylique. E) utilisant un microscope pour observer phloème sandwich. affichage F) Vidéo de scolytes dans le phloème sandwich. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/50793/50793fig3highres.jpg" /> Figure 3. <strong&gt; A) acquisition de phéromone de coléoptères dans le phloème sandwich. L&#39;air est aspiré par des tubes contenant Super-Q absorbant. B) Enregistrement et lecture du son via un transducteur piézo-électrique (centre de la photo) pour le dendroctone du pin de montagne dans le phloème sandwich.

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Technique for Studying Arthropod and Microbial Communities within Tree Tissues

We provide a technique to preserve intact tree phloem and prepare it for observation. We create an apparatus called a phloem sandwich that allows for the introduction and observation of arthropods, microbes, and other organisms that inhabit phloem tissues.

Technique pour l&#39;étude des arthropodes et communautés microbiennes dans les tissus des arbres

Phloem tissues of pine are habitats for many thousands of organisms.  Arthropods and microbes use phloem and cambium tissues to seek mates, lay eggs, rear ...

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Research

JoVE Journal

Environment

10.3K vues.  Northern Arizona University. We provide a technique to preserve intact tree phloem and prepare it for observation. We create an apparatus called a phloem sandwich that allows for the introduction and observation of arthropods, microbes, and other organisms that inhabit phloem tissues. 

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Waste Water Derived Electroactive Microbial Biofilms: Growth, Maintenance, and Basic Characterization

The growth of anodic electroactive microbial biofilms from waste water inocula in a fed-batch reactor is demonstrated using a three-electrode setup controlled by a potentiostat. Thereby the use of potentiostats allows an exact adjustment of the electrode potential and ensures reproducible microbial culturing conditions. During growth the current production is monitored using chronoamperometry (CA). Based on these data the maximum current density (jmax) and the coulombic efficiency (CE) are discussed as measures for characterization of the bioelectrocatalytic performance. Cyclic voltammetry (CV), a nondestructive, i.e. noninvasive, method, is used to study the extracellular electron transfer (EET) of electroactive bacteria. CV measurements are performed on anodic biofilm electrodes in the presence of the microbial substrate, i.e. turnover conditions, and in the absence of the substrate, i.e. nonturnover conditions, using different scan rates. Subsequently, data analysis is exemplified and fundamental thermodynamic parameters of the microbial EET are derived and explained: peak potential (Ep), peak current density (jp), formal potential (Ef) and peak separation (&#916;Ep). Additionally the limits of the method and the state-of the art data analysis are addressed. Thereby this video-article shall provide a guide for the basic experimental steps and the fundamental data analysis.

Chronoamperometric growth of anodic electroactive microbial biofilms in a fed-batch reactor using a three-electrode setup, controlled by a potentiostat, is demonstrated. The extracellular electron transfer is characterized using cyclic voltammetry in the presence of the electron donor and in the absence of the electron donor. Fundamental data analysis is demonstrated.

Eaux usées dérivées électroactifs microbiennes biofilms: croissance, l&#39;entretien et la caractérisation de base

The growth of anodic electroactive microbial biofilms from waste water inocula in a fed-batch reactor is demonstrated using a three-electrode setup ...

Recherche

Environnement

Methods for Facilitating Microbial Growth on Pulp Mill Waste Streams and Characterization of the Biodegradation Potential of Cultured Microbes

The kraft process is applied to wood chips for separation of lignin from the polysaccharides within lignocellulose for pulp that will produce a high quality paper. Black liquor is a pulping waste generated by the kraft process that has potential for downstream bioconversion. However, the recalcitrant nature of the lignocellulose resources, its chemical derivatives that constitute the majority of available organic carbon within black liquor, and its basic pH present challenges to microbial biodegradation of this waste material. Methods for the collection and modification of black liquor for microbial growth are aimed at utilization of this pulp waste to convert the lignin, organic acids, and polysaccharide degradation byproducts into valuable chemicals. The lignocellulose extraction techniques presented provide a reproducible method for preparation of lignocellulose growth substrates for understanding metabolic capacities of cultured microorganisms. Use of gas chromatography-mass spectrometry enables the identification and quantification of the fermentation products resulting from the growth of microorganisms on pulping waste. These methods when used together can facilitate the determination of the metabolic activity of microorganisms with potential to produce fermentation products that would provide greater value to the pulping system and reduce effluent waste, thereby increasing potential paper milling profits and offering additional uses for black liquor.

Industrial wastes can be collected and modified to analyze microbial growth. Lignocellulose extraction techniques provide components to analyze specific biodegradation ability. Gas chromatography-mass spectrometry identifies fermentation products of microorganisms grown on pulping waste. These methods determine the metabolic capacity of microorganisms to degrade pulping waste.

The kraft process is applied to wood chips for separation of lignin from the polysaccharides within lignocellulose for pulp that will produce a high ...

Transcript and Metabolite Profiling for the Evaluation of Tobacco Tree and Poplar as Feedstock for the Bio-based Industry

The global demand for food, feed, energy, and water poses extraordinary challenges for future generations. It is evident that robust platforms for the exploration of renewable resources are necessary to overcome these challenges. Within the multinational framework MultiBioPro we are developing biorefinery pipelines to maximize the use of plant biomass. More specifically, we use poplar and tobacco tree (Nicotiana glauca) as target crop species for improving saccharification, isoprenoid, long chain hydrocarbon contents, fiber quality, and suberin and lignin contents. The methods used to obtain these outputs include GC-MS, LC-MS and RNA sequencing platforms. The metabolite pipelines are well established tools to generate these types of data, but also have the limitations in that only well characterized metabolites can be used. The deep sequencing will allow us to include all transcripts present during the developmental stages of the tobacco tree leaf, but has to be mapped back to the sequence of Nicotiana tabacum. With these set-ups, we aim at a basic understanding for underlying processes and at establishing an industrial framework to exploit the outcomes. In a more long term perspective, we believe that data generated here will provide means for a sustainable biorefinery process using poplar and tobacco tree as raw material. To date the basal level of metabolites in the samples have been analyzed and the protocols utilized are provided in this article.

Plant biomass offers a renewable resource for multiple products, including fuel, feed, food, and a variety of materials. In this paper we investigate the properties of tobacco tree (Nicotiana glauca) and poplar as suitable sources for a biorefinery pipeline.

Transcription et profilage des métabolites pour l&#39;évaluation des arbres tabac et le peuplier comme matière première pour l&#39;industrie de la bioéconomie

The global demand for food, feed, energy, and water poses extraordinary challenges for future generations. It is evident that robust platforms for the ...

A Technical Perspective in Modern Tree-ring Research - How to Overcome Dendroecological and Wood Anatomical Challenges

Dendroecological research uses information stored in tree rings to understand how single trees and even entire forest ecosystems responded to environmental changes and to finally reconstruct such changes. This is done by analyzing growth variations back in time and correlating various plant-specific parameters to (for example) temperature records. Integrating wood anatomical parameters in these analyses would strengthen reconstructions, even down to intra-annual resolution. We therefore present a protocol on how to sample, prepare, and analyze wooden specimen for common macroscopic analyses, but also for subsequent microscopic analyses. Furthermore we introduce a potential solution for analyzing digital images generated from common small and large specimens to support time-series analyses. The protocol presents the basic steps as they currently can be used. Beyond this, there is an ongoing need for the improvement of existing techniques, and development of new techniques, to record and quantify past and ongoing environmental processes. Traditional wood anatomical research needs to be expanded to include ecological information to this field of research. This would support dendro-scientists who intend to analyze new parameters and develop new methodologies to understand the short and long term effects of specific environmental factors on the anatomy of woody plants.

Here we present a protocol outlining how to sample wooden specimens for the overall assessment of their growth structures. Macro- and microscopic preparation and visualization techniques necessary to generate well-replicated and highly resolved wood anatomical and dendroecological dataset, are described are described.

Un point de vue technique dans Modern Arbre torique de recherche - Comment surmonter dendroécologique et bois anatomiques défis

Dendroecological research uses information stored in tree rings to understand how single trees and even entire forest ecosystems responded to ...

Watershed Planning within a Quantitative Scenario Analysis Framework

There is a critical need for tools and methodologies capable of managing aquatic systems within heavily impacted watersheds. Current efforts often fall short as a result of an inability to quantify and predict complex cumulative effects of current and future land use scenarios at relevant spatial scales. The goal of this manuscript is to provide methods for conducting a targeted watershed assessment that enables resource managers to produce landscape-based cumulative effects models for use within a scenario analysis management framework. Sites are first selected for inclusion within the watershed assessment by identifying sites that fall along independent gradients and combinations of known stressors. Field and laboratory techniques are then used to obtain data on the physical, chemical, and biological effects of multiple land use activities. Multiple linear regression analysis is then used to produce landscape-based cumulative effects models for predicting aquatic conditions. Lastly, methods for incorporating cumulative effects models within a scenario analysis framework for guiding management and regulatory decisions (e.g., permitting and mitigation) within actively developing watersheds are discussed and demonstrated for 2 sub-watersheds within the mountaintop mining region of central Appalachia. The watershed assessment and management approach provided herein enables resource managers to facilitate economic and development activity while protecting aquatic resources and producing opportunity for net ecological benefits through targeted remediation.

There is a critical need for tools and methodologies capable of managing aquatic systems in the face of uncertain future conditions. We provide methods for conducting a targeted watershed assessment that enables resource managers to produce landscape-based cumulative effects models for use within a scenario analysis management framework.

Bassin versant de la planification au sein d&#39;un cadre d&#39;analyse quantitative Scénario

There is a critical need for tools and methodologies capable of managing aquatic systems within heavily impacted watersheds. Current efforts often fall ...

Isolation and Analysis of Microbial Communities in Soil, Rhizosphere, and Roots in Perennial Grass Experiments

Plant and soil microbiome studies are becoming increasingly important for understanding the roles microorganisms play in agricultural productivity. The purpose of this manuscript is to provide detail on how to rapidly sample soil, rhizosphere, and endosphere of replicated field trials and analyze changes that may occur in the microbial communities due to sample type, treatment, and plant genotype. The experiment used to demonstrate these methods consists of replicated field plots containing two, pure, warm-season grasses (Panicum virgatum and Andropogon gerardii) and a low-diversity grass mixture (A. gerardii, Sorghastrum nutans, and Bouteloua curtipendula). Briefly, plants are excavated, a variety of roots are cut and placed in phosphate buffer, and then shaken to collect the rhizosphere. Roots are brought to the laboratory on ice and surface sterilized with bleach and ethanol (EtOH). The rhizosphere is filtered and concentrated by centrifugation. Excavated soil from around the root ball is placed into plastic bags and brought to the lab where a small amount of soil is taken for DNA extractions. DNA is extracted from roots, soil, and rhizosphere and then amplified with primers for the V4 region of the 16S rRNA gene. Amplicons are sequenced, then analyzed with open access bioinformatics tools. These methods allow researchers to test how the microbial community diversity and composition varies due to sample type, treatment, and plant genotype. Using these methods along with statistical models, the representative results demonstrate there are significant differences in microbial communities of roots, rhizosphere, and soil. Methods presented here provide a complete set of steps for how to collect field samples, isolate, extract, quantify, amplify, and sequence DNA, and analyze microbial community diversity and composition in replicated field trials.

Excavation of plant roots from the field as well as processing of samples into endosphere, rhizosphere, and soil are described in detail, including DNA extraction and data analysis methods. This paper is designed to enable other laboratories to use these techniques for the study of soil, endosphere, and rhizosphere microbiomes.

Isolement et analyse des communautés microbiennes dans le sol, rhizosphère et racines dans des expériences de graminée vivace

Plant and soil microbiome studies are becoming increasingly important for understanding the roles microorganisms play in agricultural productivity. The ...

Assessing the Particulate Matter Removal Abilities of Tree Leaves

Based on the conventional cleaning methods (water cleaning (WC) + brush cleaning (BC)), this study evaluated the influence of ultrasonic cleaning (UC) on collecting various sized particulate matter (PM) retained on leaf surfaces. We further characterized the retention efficiency of leaves to various sized PM, which will help to assess the abilities of urban trees to remove PM from ambient air quantitatively. 
Taking three broadleaf tree species (Ginkgo biloba, Sophora japonica, and Salix babylonica) and two needleleaf tree species (Pinus tabuliformis and Sabina chinensis) as the research objects, leaf samples were collected 4 days (short PM retention period) and 14 days (long PM retention period) after the latest rainfall. PM retained on the leaf surfaces was collected by means of WC, BC, and UC in sequence. Then, retention efficiencies of leaves (AEleaf) to three types of the various sized PM, including easily removable PM (ERP), difficult-to-remove PM (DRP), and totally removable PM (TRP), were calculated. Only around 23%-45% of the total PM retained on leaves could be cleaned off and collected by WC. When the leaves were cleaned through WC+BC, the underestimation of the PM retention capacity of different tree species was in the range of 29%-46% for various sized PM. Almost all PM retained on leaves could be removed if UC was supplemented to WC+BC. 
In conclusion, if the UC was complemented after the conventional cleaning methods, more PM on leaf surfaces could be eluted and collected. The procedure developed in this study can be used for assessing the PM removal abilities of different tree species.

The ultrasonic cleaning method was applied to elute the particulate matter (PM) retained on leaf surfaces after PM was eluted by the conventional cleaning methods (water cleaning only or water cleaning plus brush cleaning). The methodology can help to improve the estimation accuracy for PM retention capacity of leaves.

Évaluer les capacités d’enlèvement de matière particulaire d’arbre feuilles

Based on the conventional cleaning methods (water cleaning (WC) + brush cleaning (BC)), this study evaluated the influence of ultrasonic cleaning (UC) on ...

Characterizing Microbiome Dynamics &#8211; Flow Cytometry Based Workflows from Pure Cultures to Natural Communities

The investigation of pure cultures and monitoring of microbial community dynamics is vital to understand and control natural ecosystems and technical applications driven by microorganisms. Next generation sequencing methods are widely utilized to resolve microbiomes, but they are generally resource and time intensive and deliver mostly qualitative information. Flow cytometric microbiome analysis does not suffer from those disadvantages and can provide relative subcommunity abundances and absolute cell numbers at-line. Although it does not deliver direct phylogenetic information, it can enhance the analysis depth and resolution of sequencing approaches. In sharp contrast to medical applications in both research and routine settings, flow cytometry is still not widely used for microbiome analysis. Missing information on sample preparation and data analysis pipelines may create an entry barrier for the researchers facing microbiome analysis challenges that would often be textbook flow cytometry applications. Here, we present three comprehensive workflows for pure cultures, complex communities in clear medium and complex communities in challenging matrices, respectively. We describe individual sampling and fixation procedures and optimized staining protocols for the respective sample sets. We elaborate the cytometric analysis with a complex research centered and an application focused bench top device, describe the cell sorting procedure and suggest data analysis packages. We furthermore propose important experimental controls and apply the presented workflows to the respective sample sets.

Characterizing Microbiome Dynamics &amp;#8211; Flow Cytometry Based Workflows from Pure Cultures to Natural Communities

Flow cytometric analysis has proven valuable for investigating pure cultures and monitoring microbial community dynamics. We present three comprehensive workflows, from sampling to data analysis, for pure cultures and complex communities in clear medium as well as in challenging matrices, respectively.

CARACTERISATION Microbiome dynamique – écoulement Cytometry basé dans les Workflows de Cultures pures des communautés naturelles

The investigation of pure cultures and monitoring of microbial community dynamics is vital to understand and control natural ecosystems and technical ...

Automated 3D Optical Coherence Tomography to Elucidate Biofilm Morphogenesis Over Large Spatial Scales

Biofilms are a most successful microbial lifestyle and prevail in a multitude of environmental and engineered settings. Understanding biofilm morphogenesis, that is the structural diversification of biofilms during community assembly, represents a remarkable challenge across spatial and temporal scales. Here, we present an automated biofilm imaging system based on optical coherence tomography (OCT). OCT is an emerging imaging technique in biofilm research. However, the amount of data that currently can be acquired and processed hampers the statistical inference of large scale patterns in biofilm morphology. The automated OCT imaging system allows covering large spatial and extended temporal scales of biofilm growth. It combines a commercially available OCT system with a robotic positioning platform and a suite of software solutions to control the positioning of the OCT scanning probe, as well as the acquisition and processing of 3D biofilm imaging datasets. This setup allows the in situ and non-invasive automated&#160;monitoring of biofilm development and may be further developed to couple OCT imaging with macrophotography and microsensor profiling.

Microbial biofilms form complex architectures at interphases and develop into highly scale-dependent spatial patterns. Here, we introduce an experimental system (hard- and software) for the automated acquisition of 3D optical coherence tomography (OCT) datasets. This toolset allows the non-invasive and multi-scale characterization of biofilm morphogenesis in space and time.

Tomographie automatisée de cohérence optique 3D pour élucider la morphogénèse du biofilm sur de grandes échelles spatiales

Biofilms are a most successful microbial lifestyle and prevail in a multitude of environmental and engineered settings. Understanding biofilm ...

Using Caenorhabditis elegans for Studying Trans- and Multi-Generational Effects of Toxicants

Information about toxicities of chemicals are essential in their application and waste management. For chemicals at low concentrations, the long-term effects are very important in judging their consequences in the environment and on human health. In demonstrating long-term influences, effects of chemicals over generations in recent studies provide new insight. Here, we describe protocols for studying effects of chemicals over multiple generations using free-living nematode Caenorhabditis elegans. Two aspects are presented: (1) trans-generational (TG) and (2) multi-generational effect studies, the latter of which is separated to multi-generational exposure (MGE) and multi-generational residual (MGR) effect studies. The TG effect study is robust with a simple purpose to determine whether chemical exposure to parents can result in any residual consequences on offspring. After the effects are measured on parents, sodium hypochlorite solutions are used to kill the parents and keep the offspring so as to facilitate effect measurement on the offspring. The TG effect study is used to determine whether the offspring are affected when their parent is exposed to the pollutants. The MGE and MGR effect study is systematical used to determine whether continuous generational exposure can result in adaptive responses in offspring over generations. Careful pick-up and transfer are used to distinguish generations to facilitate effect measurement on each generation. We also combined protocols to measure locomotion behavior, reproduction, lifespan, biochemical and gene expression changes. Some example experiments are also presented to illustrate the trans- and multi-generational effect studies.

Using Caenorhabditis elegans for Studying Trans- and Multi-Generational Effects of Toxicants

Trans- and multi-generational effects of persistent chemicals are essential in judging their long-term consequences in the environment and on the human health. We provide novel detailed methods for studying trans- and multi-generational effects using free-living nematode Caenorhabditis elegans.

Utilisation de Caenorhabditis elegans pour étudier les effets trans et multigénérationnels des substances toxiques

Information about toxicities of chemicals are essential in their application and waste management. For chemicals at low concentrations, the long-term ...